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Article de méthode

Perfusion chirurgicale et isolement du pancréas porcin pour l’isolement des îlots

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DOI :

10.3791/66350

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7 juin 2024

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1Department of Surgery, Section of Vascular Surgery, Washington University School of Medicine, 2CardioVascular Research Innovation in Surgery and Engineering Center, Washington University School of Medicine, 3Department of Medicine, Division of Nephrology, Washington University School of Medicine, 4Department of Medicine, Division of Endocrinology, Washington University School of Medicine, 5Department of Surgery, Section of Transplant Surgery, Washington University School of Medicine, 6Division of Molecular Cell Biology, Washington University School of Medicine, 7Department of Biomedical Engineering, Washington University McKelvey School of Engineering

Dans cet article

Résumé

Ce protocole fournit un guide étape par étape pour l’obtention d’un pancréas porcin pour l’isolement et la purification des îlots de Langerhans.

Résumé

La transplantation d’îlots pancréatiques est un traitement émergent du diabète de type I ; Cependant, il est limité par l’appariement des donneurs et la disponibilité. La xénotransplantation d’îlots porcins offre une alternative prometteuse à l’allotransplantation, avec un potentiel de production à grande échelle d’îlots fonctionnels à la demande. Le rendement et la viabilité des îlots isolés sont très sensibles à la qualité du pancréas du donneur et à la méthode d’obtention, en particulier à la durée de la période d’ischémie chaude. Pour améliorer la préservation des organes ainsi que le rendement et la viabilité ultérieurs des îlots, nous avons développé un protocole de perfusion chirurgicale et de résection du pancréas porcin. Ce protocole utilise la canulation aortique infrarénale directe et la perfusion d’organes pour minimiser le temps d’ischémie chaude et simplifier la procédure pour les opérateurs qui n’ont pas une expertise chirurgicale approfondie. La perfusion artérielle ultérieure du pancréas via l’aorte évacue le sang stagnant de la microvascularisation, réduisant ainsi la thrombose et les dommages oxydatifs aux tissus. Ce manuscrit fournit un protocole détaillé pour la perfusion chirurgicale et la résection du pancréas porcin, suivies de l’isolement et de la purification des îlots.

Introduction

Le diabète de type 1 est causé par la destruction auto-immune des cellules bêta pancréatiques1. Par conséquent, les patients sont dépendants de l’insuline exogène, ce qui les expose à des fluctuations glycémiques à haut risque avec des épisodes d’hyperglycémie et d’hypoglycémie2. L’allotransplantation d’îlots est un remède potentiel contre le diabète de type I ; Cependant, la disponibilité limitée de donneurs d’organes pancréatiques demeure un obstacle majeur à l’adoption généralisée de la procédure 2,3. La xénotransplantation d’îlots de Langerhans à partir de donneurs porcins est une alternative prometteuse car ces animaux sont facilement disponibles. L’optimisation et la mise à l’échelle de l’isolement des îlots pancréatiques porcins seront essentielles pour la progression de la xénotransplantation d’îlots.

Bien que plusieurs techniques d’approvisionnement du pancréas porcin aient déjà été publiées, bon nombre de ces procédures décrivent une pancréatectomie après induction de la mort cardiaque ou de l’exsanguination 4,5,6,7,8,9,10. L’un des principaux inconvénients de ces techniques est le temps ischémique chaud variable (WIT) qui se produit entre le moment de la mort cardiaque et le début de la perfusion intraartérielle et/ou intracanalaire de la solution de conservation. Même 10 minutes de WIT auront un impact négatif sur le rendement et la viabilité des îlots5. Pour minimiser le WIT, il faut une perfusion rapide du pancréas avec une solution de préservation. Lors de l’obtention d’organes abdominaux, la canulation aortique suivie d’une perfusion intracorporelle avec une solution de l’Université du Wisconsin (UW) est cruciale pour éliminer le sang, prévenir la thrombose intravasculaire, protéger contre les lésions ischémiques et minimiser les lésions cellulaires11,12.

Des études antérieures ont démontré que lors de l’approvisionnement du pancréas porcin, le rinçage à basse pression du tronc cœliaque et de l’artère mésentérique supérieure avec une solution UW améliore le rendement et la pureté des îlots de Langerhans4. Cependant, les méthodes précédemment publiées pour l’obtention du pancréas porcin comprennent la canulation aortique ouverte, qui peut être techniquement difficile, en particulier pour les petits porcs 13,14,15. Dans ce manuscrit, nous présentons un protocole détaillé, étape par étape, accompagné d’aides visuelles pour la perfusion chirurgicale et l’approvisionnement du pancréas porcin, suivis de l’isolement et de la purification des îlots. Cette nouvelle technique de canulation aortique pendant l’isolement pancréatique a été développée spécifiquement pour minimiser le WIT et permettre l’approvisionnement pancréatique dans un champ sans effusion de sang afin de maximiser le rendement et la viabilité de l’isolement des îlots de Langerhans.

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Protocole

Toutes les procédures impliquant des animaux sont approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de la Division de médecine comparative de la faculté de médecine de l’Université de Washington. Les porcs Yorkshire adultes pesant de 35 à 35 kg sont idéaux pour cette procédure ; Cependant, le protocole peut être adapté pour des porcs de différentes tailles en fonction du contexte expérimental. L’ensemble de la procédure doit être effectué de manière stérile dans une salle d’opération.

1. Préparation préopératoire et anesthésie

  1. Sédatez le porc avec un cocktail de 4 mg/kg de tilétamine et de zolazépam, 20 mg/kg de kétamine et 2 mg/kg de xylazine injecté par voie intramusculaire.
  2. Établir l’accès veineux périphérique via la veine auriculaire.
  3. Induire une anesthésie générale avec de l’isoflurane inhalé à 1 % à 3 % dans de l’oxygène à 100 % et intuber le porc par voie endotrachéale.
    REMARQUE : Il peut être préférable d’utiliser du propofol ou tout autre agent d’induction intraveineuse plutôt que l’inhalant pour l’induction pour une procédure d’induction et d’intubation plus douce. Les signes vitaux, leCO2 en fin d’expiration, la saturation en oxygène et la forme d’onde cardiaque sont surveillés en permanence pour évaluer et maintenir la profondeur de l’anesthésie. Le plan chirurgical abdominal est confirmé par échographie au chevet du patient.
  4. Rasez et préparez le porc avec du gluconate de chlorhexidine de l’encoche sternale aux aines bilatérales.
  5. Drapez le champ opératoire avec une vue dégagée de tout l’abdomen (Figure 1A).

2. Mise en place opératoire et exposition du rétropéritoine

  1. Effectuez une incision de laparotomie médiane (Figure 1B).
    1. À l’aide d’un scalpel à 10 lames et d’une électrocautérisation, vous ferez une laparotomie médiane de l’apophyse xiphoïde au pubis. Prenez soin de courber l’incision autour de l’ouverture urogénitale abdominale inférieure.
  2. Effectuez une rotation viscérale droite.
    1. Extériorisez le côlon droit et l’intestin grêle, en les enveloppant dans une serviette stérile.
    2. Rétractez doucement le côlon et l’intestin vers la gauche pour exposer le rétropéritoine droit tout en évitant la torsion ou la malrotation intestinale.
  3. Videz la vessie (facultatif).
    1. Si la vessie est pleine et qu’elle a un impact sur l’exposition, saisissez la vessie entre deux pinces DeBakey et utilisez un scalpel à 11 lames pour inciser la paroi ventrale de la vessie.
    2. Placez un embout d’aspiration Yankauer dans la vessie pour drainer l’urine et décompresser la vessie.
  4. Mettre en place un ensemble d’écarteurs abdominaux pour faciliter l’exposition optimale du rétropéritoine droit (Figure 1C).

3. Dissection rétropéritonéale

  1. Début du curage ganglionnaire rétropéritonéal (Figure 2A).
    1. À l’aide de l’électrocautérisation, incisez le péritoine à droite de la ligne médiane, du niveau du rein droit à la bifurcation aortique.
    2. Exposer brusquement l’aorte infrarénale, la veine cave inférieure (VCI) et l’artère et la veine rénales droites
  2. Obtenez un contrôle circonférentiel de l’aorte infrarénale distale à l’aide d’une grande boucle vasculaire.
  3. Plaidez l’IVC (Figure 2B).
    1. Obtenir un contrôle circonférentiel de la VCI infrarénale moyenne.
    2. Lister l’IVC à l’aide d’une cravate en soie 2-0.
  4. Lister les vaisseaux rénaux (Figure 2C).
    1. Obtenir un contrôle circonférentiel des artères et des veines rénales droite et gauche.
    2. Librez ces structures à l’aide d’attaches en soie 2-0.
    3. S’il y a plusieurs artères rénales, isolez et ligaturez de la même manière chacun de ces vaisseaux.

4. Dissection intrathoracique

  1. Incisez l’hémidiaphragme droit (Figure 3A).
    1. Rétractez doucement le foie vers le bas pour exposer l’hémidiaphragme droit. Appliquez deux pinces Allis sur la partie membraneuse de l’hémidiaphragme droit et incisez le diaphragme entre les deux pinces à l’aide de l’électrocautérisation.
    2. Étendre la myotomie du diaphragme à environ 7 cm horizontalement.
  2. Obtenir un contrôle circonférentiel de la VCI intrathoracique (Figure 3B).
    1. Placez une cravate en soie 2-0 autour de la VCI intrathoracique. Cassez les extrémités de la suture avec un petit hémostat sans obstruer la VCI.
  3. Étendez la diaphragmotomie à l’hémidiaphragme gauche (Figure 3C).
    1. Utilisez deux pinces Allis pour rétracter le bord de la diaphragmotomie vers le bas et l’étendre vers l’hémidiaphragme gauche.
      REMARQUE : Évitez de pénétrer dans le péricarde pendant la diaphragmotomie.
  4. Exposez l’aorte thoracique descendante dans la région postéromédiale gauche du thorax.

5. Canulation de l’aorte infrarénale, isolement viscéral et perfusion

  1. Anticoaguler systématiquement le porc.
    1. Administrer de l’héparine systémique (100 U/kg) par voie d’accès veineux périphérique. Attendre 3 min avant de procéder à la canulation aortique.
  2. Accédez à l’aorte infrarénale à l’aide d’une aiguille de microponction de 18 G (Figure 4A).
  3. Passez un fil en J à travers l’aiguille dans l’aorte et retirez l’aiguille sur le fil.
  4. Placez une gaine 10Fr sur le fil dans l’aorte et retirez le fil (Figure 4B).
  5. Connectez la tubulure IV à la gaine 10Fr et, de manière stérile, infusez la solution UW à travers la gaine. Perfuser la solution UW à un débit de 40 à 60 gouttes/min.
    REMARQUE : Le flux ne commencera pas tant que l’aorte thoracique n’est pas croisée. Assurez-vous que la tubulure intraveineuse n’est pas en tension pour éviter le déplacement de la gaine intra-aortique.
  6. Effectuez une isolation viscérale et une perfusion en succession rapide.
    1. Clamper l’aorte infrarénale à l’aide d’une pince aortique.
    2. Clampez l’aorte thoracique descendante à l’aide d’une pince aortique.
    3. Attachez l’IVC intrathoracique avec l’attache 2-0 précédemment placée.
    4. Administrer 100 mg/kg de KCl pour l’euthanasie par accès veineux périphérique.
      REMARQUE : La mort cardiaque commence avec l’administration de KCl.
    5. Faites une veinotomie dans la VCI infrarénale, supérieure à la cravate 2-0, et insérez une aspiration en bassin à travers la veinotomie (Figure 4C).
    6. Perfuser les viscères avec 2-3 L de solution froide UW.
    7. Procéder à la dissection pour une pancréatectomie totale pendant la perfusion.
      REMARQUE : Les viscères, et le pancréas en particulier, doivent devenir pâles lorsque la solution UW est perfusée dans la région de l’organe solide (Figure 5A).

6. Pancréatectomie totale

  1. Relâchez l’intestin grêle de la rétraction car la solution UW est déroutante.
  2. Commencer la dissection des lobes duodénaux, connectiques et spléniques du pancréas pendant la perfusion viscérale. Rétractez l’estomac vers le haut pour exposer le pancréas. Avec une combinaison de dissection contondante et d’électrocautérisation, disséquez le pancréas à partir de ses attaches omentales.
    REMARQUE : Le corps du pancréas s’enroule efficacement autour de la veine porte. Veillez à ce que la veine porte passe en arrière jusqu’au lobe duodénal puis en avant sur le pont et les lobes de liaison.
  3. Isolez le canal pancréatique (Figure 5B). Localisez le canal pancréatique où il pénètre dans le duodénum. Ligaturez le conduit à l’aide de deux attaches en soie 3-0 et transectez le conduit entre les attaches.
  4. Pancréatectomie complète (Figure 5C).
    1. Disséquez le reste du lobe duodénal à partir de l’anse C du duodénum jusqu’à ce qu’il soit librement mobile.
    2. Séparez le pancréas de ses attaches restantes. Ligaturez soigneusement et divisez les petits vaisseaux de l’artère mésentérique supérieure au pancréas.
    3. Séparez le pancréas de la veine porte. Disséquez le corps du pancréas et le lobe de liaison à partir de la veine porte. Lister toutes les branches veineuses de la veine porte au pancréas, y compris la veine splénique.
      1. Transecter le pont du pancréas entre le lobe de liaison et le lobe splénique pour permettre la mobilisation libre de la veine porte.
        REMARQUE : Veillez à ne pas perturber le lobe duodénal pancréatique du lobe splénique.
  5. Plongez tout le pancréas dans une solution stérile froide UW, en plaçant immédiatement le récipient sur de la glace. Transportez le pancréas dans une hotte stérile pour isoler les îlots. Procéder à l’isolement des îlots pancréatiques (Figure 6).

7. Canulation du canal pancréatique

  1. Placez le pancréas sur un plateau stérile sur de la glace à l’intérieur de l’enceinte de biosécurité.
  2. Disséquez l’excès de tissu fibreux et de sang loin du pancréas.
  3. Si nécessaire, coupez le conduit transversalement pour mieux visualiser la lumière. Localisez et avancez la canule dans le conduit à l’aide d’un cathéter de taille appropriée (16 G).
  4. Fixez le cathéter en place avec une cravate en soie 2.0, mais évitez d’obstruer la lumière.
  5. Préparez trois solutions de décontamination et immergez le pancréas canulé dans chaque solution de décontamination pendant 60 s.

8. Perfusion et distension du pancréas

  1. Préparez la solution de digestion enzymatique (Figure 6).
    1. Mélangez 100 mg de solutions de collagénase 1 et 2 disponibles dans le commerce (voir le tableau des matériaux pour plus de détails) avec la quantité souhaitée de 1x HBSS et 10 000 U de solution d’héparine. Si la quantité de tissu pancréatique isolé est comprise entre 100 g et 200 g, mélanger l’enzyme avec un total de 200 ml de 1 solution de HBSS et d’héparine.
  2. Perfuser le pancréas avec la solution enzymatique.
    1. Avec une force modérée contrôlée, perfuser une solution enzymatique en bolus de 60 mL dans le canal pancréatique. Continuez ce processus jusqu’à ce que la totalité de la solution enzymatique soit infusée dans le pancréas.
      REMARQUE : Une perfusion efficace devrait provoquer la distension du tissu pancréatique.
    2. Si une solution enzymatique s’échappe du tissu pancréatique dans le plateau stérile, réinjectez cette solution restante dans le pancréas à l’étape 8.3 ou placez-la dans la chambre de Ricordi à l’étape 9.2.
  3. Injectez directement toute solution enzymatique restante dans les segments de parenchyme pancréatique mal distendus à l’aide d’une aiguille de 22 G.

9. Digestion du pancréas

  1. Placez le réservoir du circuit contenant 500 mL de 1x HBSS dans un bain-marie réglé à 47 °C pour préchauffer la solution de réservoir.
    REMARQUE : La solution enzymatique fonctionne de manière optimale à 36-38 °C et cette température doit être atteinte dans les 5 minutes suivant le démarrage de la pompe péristaltique. La température du contenu du Ricordi, y compris le pancréas infusé d’enzymes, est initialement de 4 °C. En préchauffant le réservoir du circuit à 47 °C, le contenu du réservoir et de la chambre Ricordi se mélangeront, portant la température de l’ensemble du circuit à 36-38 °C dans les 5 minutes suivant le démarrage de la pompe péristaltique.
  2. Retirez et jetez le cathéter du canal pancréatique et coupez le pancréas en morceaux de ~1 à 3 cm.
  3. Préparez le circuit de digestion. La pompe péristaltique fera circuler la solution à partir du réservoir du circuit de digestion, à travers le serpentin de chauffage et dans la chambre Ricordi (Figure 6).
  4. Placez les morceaux de pancréas avec neuf billes de nitrure de silicium de 1,5 cm à l’intérieur de la chambre Ricordi et remplissez au niveau du filtre avec le reste de la solution enzymatique.
  5. Pour sceller la chambre Ricordi, placez le filtre à mailles et le joint en caoutchouc, puis le couvercle sur la chambre Ricordi. Fixez le couvercle de la chambre Ricordi en serrant les vis et assurez-vous que la chambre est bien scellée avant de continuer.
  6. Placez le serpentin de chauffage dans un bain d’eau chaude à 47 °C.
  7. Placez les canules d’entrée et de sortie dans le réservoir du circuit de digestion contenant 500 mL de 1x HBSS.
  8. Amorcez la pompe à un débit de 450 mL/min jusqu’à ce que toute la chambre soit remplie de la solution de digestion. Diminuer le débit à 100 mL/min au fur et à mesure que le fluide circule dans le circuit.
  9. Secouez manuellement la chambre de digestion pour agiter le tissu avec les billes de nitrure de silicium.
  10. À partir de 8 minutes de digestion, prélever un échantillon de 1 mL dans le réservoir du circuit pour la coloration à la dithizone (DTZ) afin de surveiller la progression de la digestion.
    1. Pour préparer la coloration au DTZ, dissoudre 10 mg de DTZ dans 2 mL de sulfoxyde de diméthyle (DMSO).
    2. Ajouter 10 μL de colorant DTZ préparé à 1 mL de l’échantillon de digestion. Inspectez l’échantillon sous un grossissement de 4x. Les îlots apparaîtront rouge foncé à noir avec des taches DTZ.
      REMARQUE : La digestion est complète lorsque la plupart ou la totalité des îlots observés sont « libres » et intacts, le tissu acineux étant dispersé en petits groupes.
  11. Lorsque la digestion est jugée terminée, transférez le serpentin dans le bain de glace, retirez la canule d’entrée du réservoir et augmentez la vitesse de la pompe à 210-250 mL/min. Laissez le tissu digéré s’écouler de la chambre Ricordi dans le réservoir du circuit.
    REMARQUE : Il est typique de voir très peu de tissu restant dans la chambre de Ricordi après la digestion. En règle générale, <10 % du tissu pancréatique non digéré reste, bien que cela puisse varier en raison de facteurs spécifiques à l’échantillon.
  12. Pesez le tissu restant pour déterminer l’efficacité de la digestion. Transférez le tissu digéré du réservoir du circuit dans des tubes coniques de 250 ml qui sont maintenus frais sur de la glace.

10. Prélèvement de tissu pancréatique

  1. Centrifuger le tissu pancréatique digéré dans des tubes coniques de 250 mL à 250 × g pendant 1 min à 4 °C sans frein.
  2. Retirer les tubes de la centrifugeuse avec précaution et aspirer le surnageant à l’aide d’une pipette sérologique tout en évitant de perturber la pastille.
  3. Remettez doucement les granules en suspension dans chaque tube conique et combinez-les en un tube conique de 250 ml. S’il y a ≤50 mL de tissu, remettre la pastille en suspension jusqu’à un volume total de 100 mL dans la solution de collecte des îlots. S’il y a >50 ml de tissu, remettre la pastille en suspension jusqu’à un volume total de 200 ml dans la solution de collecte des îlots. Dans le cas où plus de 100 ml de tissu sont prélevés, exécutez deux cycles de purification du processeur cellulaire.
  4. Remettre le tissu en suspension dans un milieu IPAM pour obtenir un volume total de 100 ml (en supposant que 50 ml de tissu ont été prélevés) et le charger dans le processeur de cellules.

11. Purification des îlots de Langerhans à l’aide de la méthode du gradient continu

  1. Préparez le processeur de cellules conformément aux instructions du fabricant.
  2. Chargez 125 ml de solution à gradient haute densité dans le formateur de gradient continu, puis chargez la solution à gradient haute densité dans le processeur de cellules à l’aide d’une pompe réglée à 200 mL/min.
  3. Démarrez la fonction de centrifugation du processeur cellulaire à 1 000 tr/min.
  4. Relâchez l’air du système et réamorcez-le avec une solution de gradient à haute densité.
  5. Ajouter 125 mL de solution à gradient à haute densité et 130 mL de solution à faible densité au formateur de gradient.
  6. Chargez les 100 ml de suspension de tissu digéré.
  7. Augmentez la vitesse du processeur cellulaire à 2 000 tr/min pendant 3 min.
  8. Préparez 16 tubes coniques de 50 mL pour la collecte des fractions d’îlots de Langerhans purifiés. Ajoutez 25 ml de milieu RPMI dans chaque tube et disposez tous les tubes dans l’ordre croissant.
  9. Recueillir les fractions d’îlots de Langerhans purifiées dans les tubes coniques de collecte préparés.

12. Évaluation et coloration des îlots de Langerhans

  1. Prélever des aliquotes de 100 à 200 μL de chacune des fractions d’îlots pancréatiques purifiées et les placer dans une plaque de culture tissulaire à 24 puits pour la coloration DTZ afin d’évaluer la teneur en îlots et de chaque fraction de purification. Inspectez chaque fraction à l’aide de la microscopie optique avec un grossissement de 4x. Les îlots apparaîtront rouge foncé à noir avec une coloration DTZ.
  2. Une fois les îlots identifiés, sélectionnez les fractions ayant le contenu le plus élevé d’îlots. Centrifuger la fraction purifiée à 250 × g pendant 1 min à 4 °C sans frein.
  3. Aspirez soigneusement le surnageant et remettez en suspension la pastille des îlots dans le milieu de croissance des îlots de Langerhans. Transférez les îlots purifiés dans 1 à 4 flacons de culture T-125.
  4. Après la purification, évaluer la quantité, la viabilité et la fonction des îlots.
    1. Utilisez un compteur de cellules d’îlots pancréatiques pour évaluer le nombre d’îlots et la distribution de la taille (figure 7A). Un pancréas entier produira généralement 1 à 2 millions d’équivalents d’îlots.
    2. Pour la coloration de viabilité, mélanger 2 μL de calcéine AM et 2 μL d’homodimère-1 d’éthidium (CaAM/EthD-1) avec 1 000 μL de PBS (Figure 7B). Laissez les îlots être colorés pendant 30 min, puis évaluez-les avec un grossissement inférieur à 4x ou 10x. Les îlots viables se tachent en vert tandis que les îlots non viables se tachent en rouge.

13. Culture cellulaire d’îlots pancréatiques

  1. Au cours des 48 premières heures, cultiver les îlots dans un milieu de récupération à 37 °C pour fournir suffisamment de nutriments (~1 000 îlots/mL de milieu de récupération).
  2. Du 2e au 21e jour, cultiver les îlots dans un milieu de croissance standard à 37 °C.

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Résultats

La configuration opératoire et la laparotomie médiane sont illustrées à la figure 1. L’incision de la laparotomie doit être incurvée pour éviter l’ouverture urogénitale (Figure 1B). Lors de la mise en place de l’enrouleur, fixez le poteau de l’enrouleur Omni ou Bookwalter dans le coin inférieur gauche de la table. La rétraction idéale comprend deux lames d’écarteur pour la paroi abdominale droite, deux pour la paroi abdominale gauche et 1-2 pour le côlon droit e...

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Discussion

La xénotransplantation d’îlots pancréatiques avec des donneurs porcins est une stratégie prometteuse pour le traitement du diabète de type I. L’isolement des îlots est difficile, et la viabilité et le rendement finaux des îlots sont très sensibles à l’hypotension et à l’ischémie tissulaire rencontrées lors de l’approvisionnement en organes16,17. Pour optimiser l’approvisionnement et la préservation du pancréas, ce protocole prése...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne signalent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce manuscrit a été soutenu par une subvention d’innovation clinique de la Mid-America Transplant Foundation.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 M NaOH, 100 mLMillipore Sigma1310-73-2
10x HBSS, 500 mL (15 à 30 ° ; C)Thermo Fisher14065056
1x D-PBS, 500 mLThermo Fisher14200075
1x HBSS, 1 LThermo Fisher14025076
250 mL Tubes coniquesMillipore SigmaCLS430236-6EA
Amphotéricine B [50 mg]Millipore SigmaPHR1662
Antiseptique Povidone Iode 10 %Millipore Sigma25655-41-8
BioRad Gradient FormerBioRad395
Chlorure de calcium dihydratéThermo Fisher10035-04-8
COBE Cell ProcessorEbay317690  ;
Réservoir du circuit de digestion, bouteille Gibco, 1 LThermo Fisher10341001
Diméthylsulfoxyde (DMSO)Thermo Fisher85190
DithizoneThermo Fisher60-10-6
Gradient Former Kit de RaccordementBioRad1652008
Héparine [1000 U/mL]Produits médicaux d’urgence0409-2720-01
Tampon HEPES (1 m), 100 mLThermo Fisher15630080
Albumine sérique humaine 25 %, 100 mLCelprogenHSA2001-25-1
IsofluraneCovetrusArticle# :11695067772
KétaminePattersonArticle# :07-894-8462
Liberase (100 mg)Millipore Sigma5401020001
LIVE/DEAD Kit de viabilité/cytotoxicitéThermo FisherL3224
Lympholyte 1.1 Média 500 mLCedarlane LabsCL5020
Tube Masterflex LS 16Masterfle96419-16
Pompe péristaltiqueMasterflexMasterflex 07522-30
PenStrep (2 mg/mL)CelprogenPS-30-002
Pulmozyme (1 mg/mL, 2,5 mL/flacon)8931278Dornase Alfa
, PIM(R)Prodo Laboratories, Inc.PIM-R001GMP
RPMI 1640Millipore SigmaR8758-1L
, PIM(S)Prodo Laboratories, Inc.PIM-S001GMP
Tzed&trade ; (tilétamine et zolazépam) Injection CPattersonArticle # :07-894-6240
Université du Wisconsin (UW) Solution, 3 LGlobal Transplant Solutions1000-0046-06
Bain d’eauSigma AlderichCLS6783-1EA
XylazinePattersonArticle # :07-891-6165
Milieu de récupération Milieu de culture standard

Références

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  2. Shapiro, A. M., Pokrywczynska, M., Ricordi, C. Clinical pancreatic islet transplantation. Nat Rev Endocrinol. 13 (5), 268-277 (2017).
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