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Article de méthode

L’établissement de défauts composites osseux de suture calvaire chez le rat : un modèle standardisé pour l’étude de la thérapie de suture régénérative

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DOI :

10.3791/66417

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10 mai 2024

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1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons les procédures chirurgicales détaillées des défauts composites osseux de la suture calvarienne chez le rat, ainsi que les investigations sur les pronostics à court et à long terme du modèle. Nous visons à construire un modèle standardisé pour développer des thérapies de suture-régénération.

Résumé

Les défauts calvaires à grande échelle coïncident souvent avec la rupture des sutures crâniennes, entraînant des altérations de la restauration des défauts calvaires et du développement du crâne (ce dernier se produit dans le crâne en développement). Cependant, l’absence d’un modèle standardisé entrave les progrès dans l’étude des thérapies de suture-régénération et pose des défis pour la réalisation d’analyses comparatives entre des études distinctes. Pour résoudre ce problème, le protocole actuel décrit le processus de modélisation détaillé des défauts composites osseux de suture calvaire chez le rat.

Le modèle a été généré en perçant des trous rectangulaires de pleine épaisseur mesurant 4,5 mm × 2 mm sur les sutures coronales. Les rats ont été euthanasiés et les échantillons de crâne ont été prélevés après l’opération au jour 0, à la semaine 2, à la semaine 6 et à la semaine 12. Les résultats de la TDM à partir d’échantillons prélevés immédiatement après l’opération ont confirmé l’établissement réussi du défaut composite osseux de suture, impliquant l’ablation de la suture coronale et des tissus osseux adjacents.

Les données des 6e et 12e semaines postopératoires ont démontré une tendance naturelle à la cicatrisation de l’anomalie à se fermer. La coloration histologique a encore validé cette tendance en montrant une augmentation des fibres minéralisées et de l’os nouveau au centre du défaut. Ces résultats indiquent une fusion progressive des sutures au fil du temps à la suite d’anomalies calvaires, soulignant l’importance des interventions thérapeutiques pour la régénération des sutures. Nous prévoyons que ce protocole facilitera le développement de thérapies de suture-régénération, offrant de nouvelles perspectives sur la restauration fonctionnelle des défauts calvaires et réduisant les effets indésirables associés à la perte de suture.

Introduction

Les sutures crâniennes sont des connexions fibreuses denses entre les os crâniens, agissant comme des articulations pour faciliter le léger mouvement du crâne et fournissant un coussin protecteur pour le cerveau sous pression1. Au cours des dernières années, de plus en plus de recherches ont mis en évidence le rôle central des sutures crâniennes dans le développement du crâne, l’homéostasie craniofaciale et le potentiel ostéo-réparateur inhérent 2,3,4,5,6,7,8. Pendant les périodes de croissance et de développement, les sutures crâniennes agissent comme les principaux centres de croissance du crâne4. Une nouvelle formation osseuse se produit sur les fronts ostéogéniques des deux côtés des sutures, tandis que les cellules à l’intérieur des sutures maintiennent un état mésenchymateux indifférencié, assurant une expansion équilibrée du crâne parallèlement à la croissance du cerveau1. La perte de sutures crâniennes à ce moment-là entraîne un décalage entre la croissance du crâne et du cerveau, entraînant de graves problèmes tels que des lésions cérébrales, une hydrocéphalie, une augmentation de la pression intracrânienne et un dysfonctionnement cognitif 3,9.

En outre, les sutures crâniennes jouent un rôle crucial dans la détermination du pronostic des anomalies calvaires 5,7,10. Le potentiel de régénération sur la surface du calvaire est inégalement réparti, les sutures crâniennes montrant des capacités remarquablement supérieures à celles des régions non suturées10,11. Une étude indique que la vitesse de cicatrisation des défauts calvaires est inversement corrélée à la distance entre la suture crânienne et le site de la lésion10. Plus précisément, l’ablation des sutures coronales et sagittales entraîne la non-cicatrisationdes défauts de l’os pariétal7, soulignant la nécessité de la régénération des sutures dans les défauts calvaires. Cependant, les études actuelles se concentrent principalement sur la restauration de la structure osseuse crânienne tout en négligeant la régénération du mésenchyme de suture.

En ce qui concerne les progrès dans la régénération des sutures, des résultats prometteurs ont été observés avec la transplantation de lambeaux osseux contenant des sutures, de cellules souches mésenchymateuses (CSM) et de biomatériaux artificiels. Lorsque des lambeaux osseux avec sutures ont été transplantés dans des défauts calvaires, ils se sont intégrés et ont guéri avec succès, contrairement à ceux sans sutures présentant une non-consolidation et une incapacité à former un périoste, une dure-mère ou des ostéocytes5. De même, l’implantation de CSM dérivées de la moelle osseuse dans des défauts composites osseux de suture sagittale a facilité la formation d’espaces de type suture12. Il convient de noter qu’une étude récente a mis en évidence la réalisation de la régénération des sutures avec les CSM Gli1+, permettant le contrôle de la pression intracrânienne, la correction des déformations du crâne et l’amélioration de la fonction neurocognitive13. Au fur et à mesure que la médecine régénérative et le génie biomédical se développent, les chercheurs se concentrent de plus en plus sur les biomatériaux d’ingénierie tissulaire en raison de leurs caractéristiques adaptables et personnalisables14. Notamment, les membranes en polytétrafluoroéthylène se sont avérées efficaces pour reconstruire simultanément l’os crânien et le mésenchyme de suture15,16.

Cependant, la recherche craniofaciale manque de modèles établis pour explorer les thérapies régénératives mésenchymateuses de suture, contrairement aux modèles relativement matures dans la réparation d’autres tissus tels que les os, la peau, le cartilage et les muscles17. L’absence d’un modèle standardisé limite l’étude des thérapies de suture-régénération et rend difficile la réalisation d’une analyse comparative entre différentes études. Par conséquent, notre étude a établi un défaut composite osseux de suture calvaire de rat praticable et reproductible. Grâce à cette méthode, nous visons à développer des interventions cliniques appropriées pour la reconstruction des sutures crâniennes, offrant de nouvelles perspectives sur la réparation fonctionnelle des défauts calvaires et diminuant les résultats défavorables résultant de la perte de suture.

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Protocole

Toutes les procédures animales de cette étude ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2021-597). Au total, 12 rats Sprague-Dawley (mâles, 300 g, âgés de 8 semaines) (3 rats à chacun des quatre points dans le temps) ont été obtenus d’une source commerciale (voir le tableau des matières).

1. Préparation préopératoire

  1. Articles chirurgicaux
    1. Préparez les instruments chirurgicaux illustrés à la figure 1A, y compris des pinces incurvées, un scalpel stérile jetable, un élévateur périosté, une aiguille d’irrigation, des boules de coton, une pièce à main à basse vitesse, un moteur chirurgical, des fraises rondes dentaires à basse vitesse (figure 1B, 1,2 mm et 0,8 mm de diamètre, respectivement), un porte-aiguille, des sutures monofilaments 3-0 et des ciseaux droits.
  2. Stérilisation et désinfection
    1. Stérilisez les instruments par stérilisation à la vapeur (125-135 °C, 20-25 min) à l’avance.
    2. Utilisez de l’éthanol pour stériliser le matériel médical sensible à la chaleur, comme les rasoirs électriques.
    3. Utilisez des tissus non tissés médicaux stériles pour couvrir la plate-forme d’opération et désinfectez l’environnement environnant avec de l’éthanol à 75 %.
  3. Anesthésie
    1. Préparez les animaux à la chirurgie avec une période d’acclimatation de 1 semaine.
    2. Injectez aux rats par voie intrapéritonéale de la xylazine (10 mg/kg) et de la kétamine (100 mg/kg) 20 minutes avant l’intervention chirurgicale pour l’anesthésie ou utilisez tout protocole anesthésique approprié pour réaliser une anesthésie générale.
      REMARQUE : Le cocktail anesthésique kétamine-xylazine administré par voie intrapéritonéale chez le rat prend généralement effet dans les 10 à 15 minutes, atteignant le pic d’anesthésie environ 35 à 40 minutes après l’injection. Pour prévenir l’hypothermie pendant l’anesthésie, il est préférable de placer les rats sur un coussin chauffant.
    3. Administrer une injection sous-cutanée préopératoire de carprofène à 5 mg/kg pour fournir une analgésie.
    4. Utilisez la « méthode du pincement des orteils » pour déterminer si les rats sont conscients et réactifs.

2. Procédure chirurgicale

  1. Préparation du site
    1. Placez le rat en position couchée avec sa tête s’étendant naturellement verticalement, sans avoir besoin de dispositifs ou de contraintes spéciaux pour maintenir cette posture (Figure 2A).
    2. Appliquez une pommade vétérinaire, c’est-à-dire de la vaseline, sur les yeux du rat pour prévenir la sécheresse de la cornée.
    3. Retirez les poils du cuir chevelu entre l’arête nasale et l’articulation de la colonne cervicale à l’aide d’un rasoir électrique (Figure 2B). Désinfectez la zone chirurgicale en mouvements circulaires rayonnant à partir du centre avec une solution d’iodophore à 2 % suivie d’éthanol à 75 %. Utilisez un champ chirurgical pour couvrir le dos de l’animal et la fourrure entourant l’incision.
  2. Ouverture du site chirurgical
    1. En partant du point médian de l’os nasal, faites une incision cutanée longitudinale de 2 cm à l’aide d’un scalpel jetable en suivant la ligne médiane du crâne (Figure 2C).
    2. Faites une incision périostée médiane reflétant le point initial et l’étendue de la couche cutanée à l’aide d’un scalpel (Figure 2D). Ensuite, soulevez doucement le périoste des deux côtés de l’incision à l’aide d’un élévateur périosté (Figure 2E1) pour exposer les os pariétaux, les os frontaux et les sutures coronales (Figure 2E2).
      REMARQUE : Lors de l’incision du périoste, veillez à ne pas endommager les sutures crâniennes pour éviter des saignements excessifs lors de la coupe. Une exposition adéquate de la suture coronale est de la plus haute importance pour les procédures suivantes.
    3. Rincez la plaie avec une solution saline et séchez la zone chirurgicale avec des boules de coton.
  3. Établissement d’un modèle de défaut composite osseux de suture
    1. Réglez le moteur chirurgical à 35 000 tr/min en tournant le bouton (Figure 1A, flèche jaune), puis allumez l’interrupteur (Figure 1A, flèche blanche).
    2. En commençant par n’importe quel point de la suture coronale, appliquez une force verticale à l’aide d’une fraise ronde de 1,2 mm de diamètre jusqu’à ce qu’une sensation de percée se fasse sentir.
      REMARQUE : Recommander le point médian de la suture coronale (indiqué par des flèches jaunes sur la figure 2E2) comme point de départ de la pénétration. Lors du meulage, les forets dentaires doivent être maintenus perpendiculaires à la surface crânienne. Faites attention de ne pas poursuivre le forage après avoir pénétré dans toute l’épaisseur du crâne afin d’éviter d’autres dommages aux rats, y compris des lésions cérébrales ou une hémorragie cérébrale.
    3. À partir du point de pénétration, déplacez la fraise latéralement le long de la suture coronale pour créer une rainure de positionnement d’environ 4 mm de long (Figure 2F1). Retirer le tissu osseux avec la fraise des deux côtés de la rainure de positionnement pour former initialement un défaut rectangulaire de pleine épaisseur (figure 2F2).
    4. Utiliser une fraise ronde de 0,8 mm de diamètre pour affiner les détails (figure 2G1), ce qui implique le meulage des angles droits et le lissage des marges des défauts, pour obtenir un défaut rectangulaire standard mesurant 2 mm de largeur et 4,5 mm de longueur (figure 2G2).
      REMARQUE : Pour obtenir l’ablation complète de la suture coronale tout en préservant les sutures sagittales et frontales chez les rats SD de 300 g, la longueur maximale possible du défaut est d’environ 4,5 mm. Compte tenu de la largeur de la suture coronale dans la direction antéro-postérieure (figure supplémentaire S1), la largeur du défaut a été fixée à 2 mm.
    5. Créez deux défauts sur les moitiés gauche et droite de la suture coronale pour l’auto-comparaison.
    6. Maintenir l’irrigation continue d’une solution saline pendant la procédure de forage pour éviter les lésions thermiques au crâne et au cerveau. Pendant ce temps, utilisez des boules de coton pour sécher la zone d’opération.
  4. Vérification des dimensions de l’échantillon
    1. Vérifiez régulièrement la longueur et la largeur des défauts à l’aide d’un pied à coulisse (figure 2H1, H2) pour assurer l’uniformité de tous les échantillons.
  5. Fermeture du site chirurgical
    1. Fermez la peau à l’aide de sutures monofilaments 3-0 (Figure 2I).
  6. Microtomodensitométrie in vivo postopératoire immédiate (μCT)
    1. Si possible, effectuer des tomodensitogrammes in vivo sur tous les rats immédiatement après la chirurgie pour confirmer le succès de l’intervention chirurgicale et surveiller les tendances de récupération des défauts pour chaque individu.

3. Soins postopératoires

  1. Selon les protocoles de soins aux animaux, administrer les analgésiques établis au besoin après la chirurgie, par exemple, le carprofène (5 mg/kg, utilisation sous-cutanée).
  2. Transférez les rats dans un coussin chauffant constant (37 °C) pour la récupération postopératoire.
  3. Une fois pleinement conscients, déplacez les rats dans leur cage d’habitation contenant de la litière propre.
    REMARQUE : Surveillez continuellement les rats après la chirurgie. Ne les laissez pas sans surveillance jusqu’à ce qu’ils puissent maintenir une décubitus sternal. Gardez les rats opérés isolés des autres jusqu’à ce qu’ils soient complètement rétablis.
  4. Effectuer la gestion de l’analgésie et la surveillance postopératoire pendant 24 heures, suivies d’évaluations quotidiennes tout au long de la première semaine postopératoire. Surveillez les rats au moins 1 à 2 fois par semaine par la suite.

4. Collecte d’échantillons et analyse des données

  1. Préparation des échantillons
    1. Prélever des échantillons de crâne au jour 0, à la semaine 2, à la semaine 6 et à la semaine 12 postopératoires. Euthanasier les rats en utilisant l’inhalation de CO2 .
    2. Fixer les échantillons dans du paraformaldéhyde à 4 % à 4 °C pendant 24 h avant une analyse plus approfondie.
  2. μÉvaluation CT
    1. Effectuer des tomodensitogrammes sur les os crâniens du jour 0, de la semaine 6 et de la semaine 12 postopératoires avec les paramètres de balayage suivants : potentiel du tube à rayons X, 70 kVp ; Intensité des rayons X, 0,2 mA ; filtre, AL 0,5 mm ; temps d’intégration, 1 x 300 ms ; et la taille du voxel, 10 μm.
    2. Obtenez des images de reconstruction 3D et des images en coupe transversale avec un logiciel de traitement d’images (voir Tableau des matériaux).
    3. Mesurez le volume des défauts résiduels et effectuez des analyses statistiques avec le logiciel correspondant (voir Tableau des matériaux).
  3. Coloration histologique
    1. Décalcifier les os crâniens dans une solution d’acide éthylène-diamine tétraacétique à 12 % (p/v) (pH = 7,2) à 4 °C pendant 6 semaines.
      REMARQUE : Détartrez les échantillons avec des changements de solution tous les 3 jours. Utilisez un shaker pour accélérer le processus. L’achèvement est indiqué lorsqu’une aiguille de 25 G pénètre facilement dans l’échantillon.
    2. Procéder à la déshydratation, à l’enrobage de paraffine et à la préparation de sections de 6 μm en utilisant les protocoles standard18.
    3. Effectuer une analyse histologique à l’aide de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E) et de la coloration trichrome de Masson selon le protocolede kit 18.

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Résultats

Dans cette étude, le défaut de suture calvaire-composite osseux du rat a été établi en perçant un trou rectangulaire de 4,5 mm x 2 mm à travers la suture coronale. L’illustration du schéma chirurgical et l’organigramme de la recherche sont illustrés à la figure 3. L’image 3D et la vue en coupe transversale d’échantillons postopératoires de 0 jour, à savoir des échantillons prélevés immédiatement après l’opération, ont confirmé la création réussie d’un défaut calvaire de pleine épaisseur, imp...

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Discussion

Les modèles conventionnels de défauts calvaires, qu’ils impliquent ou non des sutures crâniennes, se concentrent principalement sur la réparation des tissus durs, négligeant souvent la régénération vitale du mésenchyme de suture19,20. Dans la recherche sur la régénération des sutures, des modèles antérieurs, comme ceux de Mardas et al.15,16, utilisant une fraise de trépan...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine 82100982 (F.L.), 82101000 (H.W.), 82001019 (B.Y.), Département des sciences et de la technologie de la province du Sichuan 2022NSFSC0598 (B.Y.), 2023NSFSC1499 (H.W.) et le financement de la recherche de l’École de Chine occidentale/Hôpital de stomatologie de l’Université du Sichuan (RCDWJS2021-5). La figure 3 a été créée avec Biorender.com.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Paraformaldéhyde à 4 %BiosharpBL539A
Solution d’iodophor à 2 %Chengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Aucun
75 % d’éthanolChengdu Jinshan Chemical Reagent Co., Ltd.Boules
de cotonHaishi Hainuo Group Co., Ltd.  ;Aucun
Cotons-tigesLakong Medical Devices Co.,  ;Aucun
Pince incurvéeChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun
Logiciel Dataviewer et Ctan pour l’évaluation du volume des défauts résiduelsBrukerAucun
Fraises rondes dentaires à basse vitesseDreybird Medical Equipment Co., Ltd.RA3-012
RA1-008
Scalpel stérile jetableHangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.Seringues
jetables (22 G)Chengdu Shifeng Co., Ltd.SB1-089(IX)
Rasoir électriqueJASEBM320210
Acide éthylènediamine tétraacétique (EDTA)BioFroxx1340GR500
Kit de teinture à l’hématoxyline et à l’éosineBiosharpBL700B
Aiguille d’irrigation (23 G)Sichuan New Century Medical Polymer Products Co., Ltd.Pièce
à main à basse vitesseGuangzhou Dental Guard Technology Co., Ltd.Aucun
Masson » s Kit de teinture trichromeSolarbioG1340
Tissus non tissés médicauxHenan Yadu Industrial Co., Ltd.  ;La
micro-tomographie (µ ; CT)  ;Scanco Medical AGµ ; CT45
Mimics 20.0 pour les images en coupe transversaleMaterialiseAucun
Porte-aiguillesChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun Ascenseur
périostéChengdu Shifeng Co., Ltd.Solution
salineSichuan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd.Aucun
Logiciel de visualisation médicale Scanco pour la reconstruction d’images 3DScanco Medical AGAucun
SPSS Statistics 20.0 pour l’analyse statistiqueIBMAucun
Rats Sprague-Dawley  ;Byrness Weil Biotech LtdAucun
Ciseaux droitsChengdu Shifeng Co., Ltd.Aucun
Moteur chirurgicalMARATHONN3-140232
Sutures chirurgicales (monofilament 3-0)Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd.aucun

Références

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