Nous décrivons un protocole d’extraction de noyaux de haute qualité à partir de cellules souches pluripotentes induites cryopréservées, de types de cellules stromales/endothéliales et de cellules sanguines dérivées de cellules souches pluripotentes induites afin de soutenir les analyses de séquençage de nouvelle génération à noyau unique. La production de noyaux intacts de haute qualité est impérative pour les expériences multiomiques, mais peut constituer une barrière à l’entrée sur le terrain pour certains laboratoires.
Article de méthode
Isolement nucléaire à partir de cellules sanguines dérivées in vitro cryoconservées
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les modèles basés sur les cellules souches pluripotentes induites (iPSC) sont d’excellentes plateformes pour comprendre le développement du sang, et les cellules sanguines dérivées d’iPSC ont une utilité translationnelle en tant que réactifs d’essais cliniques et thérapies cellulaires transfusables. L’avènement et l’expansion de l’analyse multiomique, y compris, mais sans s’y limiter, le séquençage de l’ARN à noyau unique (snRNAseq) et le dosage de la chromatine accessible à la transposase (snATACseq), offre le potentiel de révolutionner notre compréhension du développement cellulaire. Cela inclut la biologie du développement à l’aide de modèles hématopoïétiques in vitro . Cependant, il peut être techniquement difficile d’isoler des noyaux intacts à partir de cellules cultivées ou primaires. Différents types de cellules nécessitent souvent des préparations nucléaires adaptées en fonction de la rigidité et du contenu cellulaires. Ces difficultés techniques peuvent limiter la qualité des données et constituer un obstacle pour les chercheurs intéressés à poursuivre des études multiomiques. La cryoconservation des échantillons est souvent nécessaire en raison des limites de la collecte et/ou du traitement des cellules, et les échantillons congelés peuvent présenter des défis techniques supplémentaires pour l’isolement nucléaire intact. Dans ce manuscrit, nous proposons une méthode détaillée pour isoler des noyaux de haute qualité à partir de cellules dérivées d’iPSC à différentes étapes du développement hématopoïétique in vitro pour une utilisation dans les flux de travail multiomiques à noyau unique. Nous avons axé le développement de la méthode sur l’isolement de noyaux à partir de cellules stromales/endothéliales adhérentes dérivées d’iPSC et de cellules progénitrices hématopoïétiques non adhérentes, car celles-ci représentent des types de cellules très différents en ce qui concerne l’identité structurelle et cellulaire. Les étapes de dépannage décrites ont limité l’agglutination et les débris nucléaires, ce qui a permis de récupérer des noyaux en quantité et en qualité suffisantes pour les analyses en aval. Des méthodes similaires peuvent être adaptées pour isoler des noyaux d’autres types de cellules cryoconservées.
Introduction
L’hématopoïèse est un système de développement relativement bien caractérisé, mais une incapacité à récapituler la formation des cellules sanguines in vitro démontre une compréhension incomplète des facteurs connexes. Les modèles d’hématopoïèse basés sur des cellules souches pluripotentes induites (iPSC) peuvent aider à élucider les principaux facteurs de développement et la biologie associée. Le système iPSC offre également un excellent modèle pour étudier les troubles sanguins, et des cellules sanguines basées sur les iPSC ont été développées pour produire des réactifs pertinents sur le plan translationnel et thérapeutique 1,2,3,4. Les études sur cellules uniques ont été largement utilisées pour étudier la biologie du développement basée sur les iPSC, y compris les types de cellules produites pendant l’hématopoïèse5. Par rapport au séquençage de l’ARN en vrac, qui ne peut pas déduire les relations entre les sous-populations cellulaires6, les modalités unicellulaires permettent d’évaluer l’hétérogénéité cellulaire et peuvent faciliter l’identification et la caractérisation du développement cellulaire 6,7.
La formation de cellules hématopoïétiques à partir d’iPSC nécessite une différenciation séquentielle par des états primitifs de strie, de mésoderme et d’endothélium pour former des cellules endothéliales hémogènes. Les cellules endothéliales hémogéniques sont des précurseurs directs des cellules souches et progénitrices hématopoïétiques8. Ces types de cellules ont des propriétés morphologiques et cellulaires remarquablement différentes. Il existe une compréhension limitée du paysage épigénétique et de la dynamique du développement des modèles de cellules hématopoïétiques dérivées in vitro, bien qu’il s’agisse d’une connaissance essentielle pour libérer le plein potentiel thérapeutique du système iPSC. Dans de nombreux cas, seules les modalités d’analyse de cellules uniques permettent d’identifier les populations cellulaires, les activités transcriptionnelles, les paysages chromatiniens et les mécanismes de régulation qui régissent le développement parmi les préparations cellulaires hétérogènes.
Deux méthodologies, le séquençage de l’ARN unicellulaire (scRNAseq) et le séquençage de l’ARN à noyau unique (snRNAseq), peuvent révéler des informations transcriptionnelles au niveau de la cellule individuelle9. L’un des principaux facteurs qui dictent la validité et la fiabilité des données est le besoin intransigeant d’échantillons répondant à des critères de qualité stricts. Il s’agit notamment d’exigences précises en matière de densité cellulaire/nucléaire, de viabilité optimale et d’agglutination minimale. La préparation de noyaux uniques peut être techniquement difficile. L’utilisation de cellules préalablement cryoconservées peut présenter des défis supplémentaires.
Nous notons quatre limites potentielles importantes aux approches standard de scRNAseq. Tout d’abord, les protocoles standard de génération de suspensions cellulaires font souvent référence à des préparations à partir de cellules ou de tissus frais, plutôt qu’à ceux récupérés après la cryoconservation10. Cela peut réduire l’utilité de ressources potentiellement précieuses. Deuxièmement, l’efficacité de dissociation de divers types de cellules est variable. Par exemple, de nombreux types de cellules immunitaires subissent une dissociation avec une relative facilité. En revanche, les cellules stromales, les fibroblastes et les cellules endothéliales, qui sont normalement intégrés dans la matrice extracellulaire et la membrane basale, ont des propriétés cellulaires uniques qui peuvent compliquer l’isolement des noyaux11,12. Ces propriétés peuvent nécessiter des protocoles de dissociation agressifs, ce qui peut compromettre l’intégrité structurelle de populations cellulaires plus délicates. Troisièmement, certaines cellules (p. ex. les mégacaryocytes) peuvent dépasser 100 m de diamètre et poser des difficultés à plusieurs plateformes commerciales existantes de cellules uniques13. De plus, une mauvaise manipulation peut entraîner des dommages cellulaires et des réponses de stress au cours des premières étapes de l’isolement cellulaire, impliquant l’hydrolyse enzymatique et la dissociation mécanique, ce qui peut avoir un impact sur les profils d’expression génique11,14.
Pour ces raisons et d’autres, l’approche à noyau unique peut être une solution de rechange préférable aux méthodes à cellule unique15. Étant donné la stabilité supérieure de la membrane nucléaire par rapport à la membrane cellulaire, l’enveloppe nucléaire peut rester intacte même après la cryoconservation des tissus16. Cela peut faciliter l’extraction nucléaire et améliorer la diversité des types d’échantillons adaptés aux modalités de séquençage de nouvelle génération. Deuxièmement, les noyaux présentent une résistance accrue aux perturbations mécaniques et ont tendance à manifester moins de changements transcriptionnels lors de la dissociation14. Par conséquent, les noyaux peuvent fournir une plus grande stabilité de l’ARN et des profils transcriptionnels plus reproductibles. Un troisième avantage notable des méthodes à noyau unique est l’absence de contraintes de taille cellulaire et l’applicabilité pour des cellules plus grandes, comme les cardiomyocytes ou les mégacaryocytes12. Quatrièmement, les noyaux servent de substrats appropriés pour les analyses multiomiques, qui offrent des informations élargies à partir de l’analyse intégrée de l’expression des gènes, des régions de chromatine accessibles et d’autres paramètres17, permettant une compréhension plus approfondie de l’hétérogénéité, du développement et des états fonctionnelsdes cellules 18.
En profilant les iPSC au cours du développement hématopoïétique, les approches multiomiques peuvent aider à définir les processus de développement dans des modèles de maladies normales ou pathologiques. Les comparaisons de cellules dérivées d’iPSC avec des cellules ou des tissus primaires peuvent également fournir une évaluation de la fidélité du modèle iPSC à la biologie in vivo , facilitant ainsi l’amélioration du modèle iPSC et la découverte de nouvelles populations cellulaires et de facteurs favorisant la formation du sang.
Bien que de nombreux groupes aient réussi à naviguer dans l’isolement nucléaire et l’analyse de séquençage de nouvelle génération qui en résulte, l’isolement de noyaux de haute qualité reste un obstacle pour certains laboratoires intéressés à effectuer des analyses basées sur un seul noyau. Ce manuscrit détaille un protocole permettant d’isoler des noyaux de qualité à partir de cellules dérivées d’iPSC précédemment cryoconservées. Nous nous sommes concentrés sur les cellules stromales/endothéliales adhérentes et les cellules progénitrices hématopoïétiques non adhérentes, car elles représentent des types de cellules très différents en termes de structure et de contenu qui nécessitent des modifications et un dépannage adaptés pour améliorer la récupération de noyaux de haute qualité se prêtant au séquençage de prochaine génération ou à d’autres expériences.
Protocole
1. Cryoconservation des cellules
- Congeler >1 x 106 cellules isolées dérivées d’iPSC par mL dans 1 mL de 90 % de FBS et de 10 % de DMSO. Placez les cryoflacons dans un récipient de congélation à -80°C pour réduire la vitesse de congélation et optimiser la récupération des cellules viables (Tableau des matériaux). Anticipez une perte cellulaire considérable, qui peut varier en fonction des conditions de culture et de l’identité cellulaire.
- Passez de -80 °C à un stockage d’azote liquide dans les 24 h.
2. Décongélation des cellules
- Récupérer le cryoflacon de l’entrepôt d’azote liquide et le décongeler dans un bain-marie à 37 °C pendant 2 min. Retirer du bain-marie pendant que de petits cristaux de glace sont encore visibles.
- Transférez les cellules du cryoflacon dans un tube vide de 15 ml et ajoutez lentement 10 ml de milieu préchauffé (RPMI 1640 + 10 % FBS) tout en mélangeant soigneusement. Centrifugeuse à 400 x g pendant 3 min à 25 °C.
- Aspirer le surnageant et le reconstituer dans 1 mL de DPBS complété par 2 % de FBS et 1 mM de CaCl2 (Table des matières). Mélangez soigneusement en pipetant 3x avec une micropipette de 1000 μL. Transférer dans un tube à fond rond en polystyrène de 5 ml.
3. Élimination des cellules mortes
- Ajouter 50 μL de cocktail d’élimination des cellules mortes (Table des matériaux) à 1 mL de suspension cellulaire. Ajouter 50 μL de cocktail de sélection de biotine au mélange de cellules. Incuber à température ambiante pendant 3 min. Ces étapes permettent d’étiqueter les cellules mortes Annexine V+ contenues dans la suspension cellulaire avec de la biotine.
- Tourbillonnant vigoureusement pendant 30 s, les billes de dextran conçues pour l’épuisement des types de cellules indésirables étiquetées à la biotine (Table des matériaux). Ajoutez 100 μL de billes de dextran à la suspension cellulaire et mélangez en pipetant doucement de haut en bas 2x avec une micropipette de 1000 μL (Table des matériaux).
- Ajouter 1,3 mL de DPBS contenant 2 % de FBS et 1 mM de CaCl2 à la suspension cellulaire et mélanger en pipetant doucement de haut en bas 2 fois avec une micropipette de 1000 μL. Placez le tube dans l’aimant (Table des matériaux) et incubez à température ambiante pendant 3 min.
- Retournez l’aimant et le tube pour verser la suspension de cellules vivantes enrichie dans un nouveau tube conique de 15 ml. Centrifugeuse à 400 x g pendant 3 min à 4°C. Retirer la majeure partie du surnageant et remettre en suspension dans 1 mL de DPBS + 0,04 % de BSA. Mélangez délicatement en pipetant 3 fois avec une micropipette de 1000 μL.
4. Isolement des noyaux
- Centrifuger la suspension de cellules vivantes à 460 x g pendant 5 min à 4 °C, puis aspirer le surnageant, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de rupture de la pastille de cellule.
- Ajouter 100 μL de tampon de lyse 0,5x fraîchement préparé et refroidi sur de la glace (Tableau 1) et mélanger délicatement en pipetant 10x avec une micropipette de 100 μL. Incuber 3 min sur glace.
- Ajouter 500 μL de tampon de lavage réfrigéré (tableau 2) dans le tube sans mélanger. Centrifugeuse à 600 x g pendant 5 min à 4 °C.
5. Lavage et évaluation des noyaux
- Aspirer le surnageant et ajouter 500 μL de tampon de lavage réfrigéré pour dissoudre le reste intact des granulés sans mélanger. Centrifugeuse à 600 x g pendant 5 min à 4 °C. Éliminer tout surnageant sans perturber les noyaux cuiller.
- Mettre en suspension dans 120 μL de tampon de noyaux dilués réfrigérés (tableau 3). Filtrez la suspension cellulaire à l’aide d’une crépine de cellule de 40 μm (table des matériaux).
- Colorer avec 0,4 % de bleu de trypan et évaluer visuellement la qualité des noyaux isolés sous un microscope 10x (Table des matériaux).
6. Traitement des noyaux isolés
- Gardez les noyaux sur la glace. Passez immédiatement au traitement ultérieur, car l’agglutination nucléaire peut se produire au fil du temps et nécessiter des étapes de filtration supplémentaires.
Résultats
Nous avons utilisé le protocole susmentionné pour extraire des noyaux de cellules stromales/endothéliales adhérentes dérivées d’iPSC cryopréservées et de cellules progénitrices hématopoïétiques non adhérentes (flottantes). Une représentation schématique détaillée de la procédure d’isolement nucléaire se trouve à la figure 1.
Pour l’examen morphologique, des noyaux isolés ont été colorés au bleu trypan et visualisés au microscope. L’examen morphologique nucléaire est essentiel immédiatement avant le traitement, car les débris ou les noyaux agglomérés peuvent diminuer ou empêcher la production de données de qualité en raison de l’obstruction des instruments microfluidiques de précision. L’examen microscopique de noyaux isolés à partir d’un échantillon préparé à l’aide d’un protocole de kit conventionnel a montré la présence de débris et de ≥1 agrégat nucléaire par champ visualisé (Figure 2A-B). Ces échantillons ont été jetés en raison de leur qualité inférieure.
Les noyaux de haute qualité sont ronds et intacts, avec peu ou pas d’amas comme ceux que nous avons observés après optimisation de la méthode (Figure 2C-D). Nous n’avons observé aucun agrégat ou agglutination dans ces échantillons. Ces noyaux étaient d’une qualité et d’une quantité suffisantes pour soutenir le traitement et l’analyse en aval. Un dépannage et une optimisation de protocole similaires peuvent potentiellement s’étendre à d’autres types de cellules cryoconservées.
Figure 1 : Schéma illustrant l’extraction de noyaux à partir de cellules cryoconservées. Représentation visuelle détaillant les étapes de l’isolement nucléaire à partir de cellules cryoconservées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Noyaux isolés à partir de cellules humaines cryopréservées dérivées d’iPSC. Des noyaux isolés de cellules stromales/endothéliales adhérentes colorées au bleu de trypan présentent des débris significatifs (A) de petites particules et (B) des agrégats nucléaires (grosses particules) qui ont empêché les analyses en aval. Après avoir effectué les modifications techniques présentées ici, des noyaux de haute qualité ont été isolés à partir de cellules progénitrices hématopoïétiques dérivées d’iPSC humaines cryopréservées ou de populations de cellules stromales/endothéliales en quantités suffisantes pour soutenir les analyses en aval. À titre de référence, ces cellules progénitrices hématopoïétiques non adhérentes ont été prélevées aux jours 9 + 8 et les cellules stromales/endothéliales adhérentes aux jours 9 + 7 de la différenciation hématopoïétique comme décrit en4. Notez que la morphologie nucléaire peut différer selon les types de cellules. Barre d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Préparation du tampon | |||
| Tampon de lyse 0,5X | Stock | Final | 2 mL |
| 1X tampon de lyse | 1 fois | 0,5 fois | 1 mL |
| Tampon de dilution de lyse | 1 mL | ||
| Tampon de lyse | Stock | Final | 2 mL |
| BSA | 10% | 1% | 200 μL |
| Digitonine | 5% | 0.01% | 4 μL |
| La TNT | 1000 mM | 1 million d’euros | 2 μL |
| MgCl2 | 1 M | 3 millions d’euros | 6 μl |
| NaCl | 5 M | 10 millions de kilomètres | 4 μL |
| Nonidet P40 Substitut | 10% | 0.10% | 20 μL |
| Eau sans nucléases | 1,67 ml | ||
| Inhibiteur de la RNase | 40 U/μl | 1 U/μl | 50 μl |
| Tris-HCl (pH 7,4) | 1 M | 10 millions de kilomètres | 20 μL |
| Préadolescent-20 | 10% | 0.10% | 20 μL |
| Tampon de dilution de lyse | Stock | Final | 2 ml |
| BSA | 10% | 1% | 200 μl |
| La TNT | 1000 mM | 1 million d’euros | 2 μL |
| MgCl2 | 1 M | 3 millions d’euros | 6 μL |
| NaCl | 5 M | 10 millions de kilomètres | 4 μL |
| Eau sans nucléases | 1,72 mL | ||
| Inhibiteur de la RNase | 40 U/μl | 1 U/μl | 50 μl |
| Tris-HCl (pH 7,4) | 1 M | 10 millions de kilomètres | 20 μl |
Tableau 1 : Préparation du tampon de lyse 0,5x. Cette solution est désignée pour la procédure d’isolement des noyaux à l’étape 4.2. Le tampon de lyse et le tampon de dilution de lyse sont mélangés pour préparer un tampon de lyse 0,5x. Il est impératif de préparer un tampon frais immédiatement avant chaque expérience et de le garder sur la glace. Notez que le dépannage de certains types de cellules peut impliquer des dilutions de 1x, 0,5x ou moins de tampon de lyse pour faciliter l’isolation du noyau intact.
| Préparation du tampon | |||
| Tampon de lavage | Stock | Final | 4 mL |
| BSA | 10% | 1% | 400 μL |
| La TNT | 1000 mM | 1 million d’euros | 4 μL |
| MgCl2 | 1 M | 3 millions d’euros | 12 μL |
| NaCl | 5 M | 10 millions de kilomètres | 8 μL |
| Eau sans nucléases | 3,40 ml | ||
| Inhibiteur de la RNase | 40 U/μl | 1 U/μl | 100 μL |
| Tris-HCl (pH 7,4) | 1 M | 10 millions de kilomètres | 40 μL |
| Préadolescent-20 | 10% | 0.10% | 40 μL |
Tableau 2 : Préparation du tampon de lavage. Cette solution est utilisée lors de l’isolement des noyaux. Celui-ci doit être préparé frais avant chaque expérience et conservé sur de la glace.
| Préparation du tampon | |||
| Tampon de noyaux dilués | Stock | Final | 1 mL |
| La TNT | 1000 mM | 1 million d’euros | 1 μL |
| Eau sans nucléases | 924 μL | ||
| Tampon de noyaux | 20 fois | 1 fois | 50 μL |
| Inhibiteur de la RNase | 40 U/μL | 1 U/μL | 25 μL |
Tableau 3 : Préparation du tampon des noyaux dilués. Cette solution est utilisée à l’étape 5.2. Il doit être préparé frais avant chaque expérience et conservé sur de la glace.
Discussion
Étapes critiques du protocole
L’isolement de noyaux de haute qualité est essentiel pour la mise en œuvre réussie des modalités actuelles de séquençage de nouvelle génération basées sur un noyau unique, qui évoluent rapidement. Compte tenu des obstacles existants pour les laboratoires intéressés par ces approches, en particulier pour les échantillons cryoconservés, notre intention était de mettre au point une technique d’isolement nucléaire adaptée aux cellules préalablement congelées. L’isolement des noyaux à partir d’échantillons cryoconservés est souvent nécessaire pour les échantillons cliniques et pour les populations cellulaires rares dérivées d’iPSC.
Il est important d’adapter la dilution du tampon de lyse, le temps de lyse et la fréquence de filtration à des populations cellulaires spécifiques. Nous avons observé des types de cellules particulièrement sensibles, tels que les cellules progénitrices hématopoïétiques humaines cryopréservées dérivées d’iPSC, devenir surlysées en moins d’une minute avec 1x tampon de lyse. Une telle surlyse n’est pas simplement un dysfonctionnement technique ou opérationnel. Au contraire, une surlyse et un agglutination peuvent indiquer une fuite de matières nucléaires adhésives. Pour les cellules stromales et endothéliales adhérentes avec une architecture cytosquelettique robuste et des membranes ayant une propension à former de fortes adhésions cellule-cellule, une double filtration était nécessaire pour éliminer les noyaux agglomérés. Les agrégats nucléaires peuvent obstruer les canaux microfluidiques, ce qui présente des risques tangibles pour l’intégrité expérimentale et empêche potentiellement toute sortie de données.
Nous avons également constaté que l’incorporation d’une étape d’élimination des cellules mortes augmentait considérablement la récupération des noyaux intacts tout en limitant l’agglutination et les débris. Au début de l’expérience, il a été nécessaire de traiter des échantillons contenant >70 % de cellules viables basées sur la coloration au bleu de trypan. Le fait de garder toutes les zones tampons sur la glace peut également aider à maintenir la viabilité.
Limites de la technique
La méthode décrite a été conçue pour optimiser la récupération nucléaire à partir de cellules cultivées dérivées d’iPSCde types 4. Il est possible que des procédures de dépannage similaires s’étendent au-delà des cellules induites par les iPSC pour inclure d’autres types de cellules cryoconservées, mais il est quelque peu difficile de prédire les besoins spécifiques pour des échantillons individuels ou des types de cellules sans test. Quel que soit l’échantillon ou le type de cellule, viser des préparations nucléaires avec <5 % de cellules entières viables restantes, minimiser l’agrégation et réduire les noyaux surlysés devrait être directement corrélé au succès expérimental.
Importance par rapport aux méthodes existantes
Les systèmes de différenciation basés sur les iPSC pertinents pour la traduction peuvent produire une multitude de types de cellules et de progéniteurs. Ce protocole se concentre sur les cellules stromales/endothéliales adhérentes dérivées d’iPSC et les cellules progénitrices hématopoïétiques non adhérentes en tant que types de cellules exemplaires qui présentaient des exigences méthodologiques différentes pour optimiser l’isolement nucléaire. Nous prévoyons que ce protocole pourra être adapté et appliqué à d’autres types de cellules dérivées d’iPSC pour interroger les étapes pivots du développement, en reconnaissant qu’il est nécessaire d’affiner les méthodes d’isolement en fonction de la teneur en protéines, de la structure membranaire et de la rigidité cellulaire. Cependant, la méthodologie décrite ici peut permettre de récupérer des noyaux de haute qualité à partir d’un large éventail de types de cellules cryoconservées.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Les auteurs remercient Jason Hatakeyama (10x Genomics) et Diana Slater (Children’s Hospital of Philadelphia Center for Applied Genomics) pour leurs conseils et leurs suggestions. Cette étude a été soutenue par les National Institutes of Health (HL156052 à CST).
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Solution <>Réactifs de Culture Cellulaire | |||
| Solution de Diméthylsulfoxyde de Diméthyle (DMSO) | Sigma | 673439 | |
| Dulbecco’s Phosphate-Buffered Saline (DPBS) | Corning | 21031CV | |
| Sérum de Bovin Fœtal (FBS) | GeminiBio | 100106 | |
| RPMI Medium 1640 (1X) | Gibco | 11875093 | |
| Cellules | |||
| Cellules souches pluripotentes induites | N/A | N/A | Les iPSC utilisées dans cette étude ont été obtenues par l’intermédiaire de l’installation centrale de cellules souches pluripotentes humaines CHOP |
| Cell Staining Reagents ; | |||
| Trypan Blue Solution | Corning | 25900CI | |
| strong>Réactifs d’élimination des cellules mortes | |||
| Chlorure de calcium (CaCl2) | Sigma | C4901 | |
| EasySep Dead Cell Removal (Annexin V) Kit | StemCell Technologies | 17899 | Ce kit est conçu pour l’épuisement des types de cellules indésirables marquées à la biotine. Le kit comprend un cocktail d’élimination des cellules mortes (Annexin V), un cocktail de sélection de biotine et des billes de Dextran. Ce kit cible la phosphatidylsérine sur le feuillet externe de la membrane cellulaire des cellules apoptotiques à l’aide de l’annexine V. Les cellules indésirables sont marquées avec de l’annexine V, des anticorps biotinylés et des particules magnétiques, et séparées sans colonnes à l’aide d’un aimant EasySep. Les cellules souhaitées sont simplement versées dans un nouveau tube. |
| Matériaux | |||
| 10 & micro ; l Micropipette | Wards science | 470231606 | |
| 100 & micro ; l Micropipette | Wards science | 470231598 | |
| 1000 & micro ; l Embout universel étendu | Oxford Lab Products | OAR-1000XL-SLF | |
| 1000 & micro ; l Micropipette | Wards science | 470231602 | |
| 2,0 ml Flacons cryogéniques | Corning | 431386 | |
| 20 µ ; l Micropipette | Wards science | 470231608 | |
| 200 & micro ; l Micropipette | Wards science | 470231600 | |
| 5ml Tube à fond rond en polystyrène | Falcon | 352063 | |
| Corning DeckWork 0.1-10 µ ; l Station de pointe de pipette | Corning | 4143 | |
| Corning DeckWork 1-200 µ ; l Station de pointe de pipette | Corning | 4144 | |
| Chambre de comptage | CytoSMART | 699910591 | |
| Flowmi Cell Strainer, 40 & micro ; m ; | Bel-Art | H136800040 | |
| Magnet | StemCell Technologies | 18000 | |
| NALGENE Cryo 1° ; C Conteneur de congélation | Nalgene | 51000001 | |
| Nuclei comprennent un tampon de lyse, ; Tampon de lavage, tampon de noyaux dilués et tampon de dilution de lyse. La constitution de ces zones tampons est présentée dans les tableaux 1, 2 et 3. Notre méthode d’isolement des noyaux a amélioré l’isolement par rapport aux protocoles de kit standard (par exemple, 10x Genomics Chromium Next GEM Single Cell Multiome ATAC + Gene Expression User Guide [CG000338]). Ce protocole peut être utilisé avec plusieurs kits commerciaux, y compris le Chromium Next GEM Single Cell Multiome ATAC + Gene Expression Reagent Bundle, 16 rxns (PN-1000283). | |||
| Kit d’élimination des cellules mortes | STEMCELL | 17899 | |
| Digitonin | Thermo Fisher Scientific | BN2006 | |
| DL-Dithiothreitol solution (DTT) | Sigma | 646563 | |
| Flowmi Cell Strainer, 40 µ ; m | Bel-Art | H136800040 | |
| MACS solution d’albumine sérique bovine (BSA) Solution | Miltenyi Biotec | 130091376 | |
| magnésium (MgCl2) | Sigma | 7786303 | |
| Chlorure de magnésium Solution, 1 M | Sigma | M1028 | |
| Nonidet P40 Substitut | Sigma | 74385 | |
| Sans nucléase | Eau Thermo Fisher Scientific | AM9937 | |
| Tampon de noyaux (20X) | 10X Genomics | 2000153 | |
| Protector Inhibiteur de RNase | Sigma | 3335399001 | |
| Chlorure de sodium (NaCl) | Sigma | S7653-250G | |
| Solution de chlorure de sodium, 5 M | Sigma | 59222C | |
| Chlorhydrate de Trizma Soultion, pH 7,4 | Sigma | T2194 | |
| Chlorhydrate de Trizma (Tris-HCl) (pH7.4) | Sigma | T3252-500G | |
| Tween 20 | Bio-Rad | 1662404 | |
| Autre équipement | |||
| Compteur de cellules automatisé | CytoSMART | 699910591 | |
| Microscope | Zeiss | Primostar 3 |
Références
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Réimpressions et autorisations
