Article de méthode

Une technique modifiée pour induire le syndrome des ovaires polykystiques chez la souris

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DOI :

10.3791/66637

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5 juillet 2024

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1Obstetrics and Gynecology Hospital, Institute of Reproduction and Development, Fudan University, 2Women's Hospital, Key Laboratory of Reproductive Genetics (Ministry of Education), Zhejiang University School of Medicine, 3International Institutes of Medicine, the Fourth Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 4Research Units of Embryo Original Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences (No. 2019RU056), 5State Key Laboratory of Cardiology

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole introduit une technique permettant d’induire des modèles de syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) chez la souris par une libération contrôlée de létrozole à l’aide de mini-pompes. Sous anesthésie adéquate, la mini-pompe a été implantée par voie sous-cutanée et le SOPK a été induit avec succès chez les souris après une certaine période de libération de la mini-pompe.

Résumé

Le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) est l’une des principales causes d’infertilité chez les femmes. Les modèles animaux sont largement utilisés pour étudier les mécanismes étiologiques du SOPK et pour le développement de médicaments connexes. Des modèles murins induits par le létrozole reproduisent les phénotypes métaboliques et reproductifs des patients atteints du SOPK. La méthode traditionnelle de traitement au létrozole chez les souris SOPK nécessite un dosage quotidien sur une certaine période, ce qui peut demander beaucoup de main-d’œuvre et causer un stress important aux souris. Cette étude décrit une méthode simple et efficace pour induire le SOPK chez la souris en implantant une mini-pompe contrôlée libérant du létrozole. Une mini-pompe capable de libérer de manière stable et continue une quantité quantitative de létrozole a été fabriquée et implantée par voie sous-cutanée chez des souris sous anesthésie. Cette étude a démontré que le modèle murin imitait avec succès les caractéristiques du SOPK après l’implantation d’une mini-pompe au létrozole. Les matériaux et l’équipement utilisés dans cette étude sont facilement disponibles pour la plupart des laboratoires, ne nécessitant aucune personnalisation particulière. Collectivement, cet article fournit une méthode unique et facile à mettre en œuvre pour induire le SOPK chez la souris.

Introduction

Le syndrome des ovaires polykystiques (SOPK) est l’une des affections les plus courantes chez les femmes en âge de procréer1. Il touche jusqu’à 18 % des femmes dans le monde et est la principale cause d’infertilité féminine dans le monde 2,3. Le SOPK se caractérise par une série d’anomalies reproductives interdépendantes, notamment une sécrétion de gonadotrophine perturbée, une anovulation chronique, une augmentation de la production d’androgènes et une morphologie ovarienne polykystique4. En plus des troubles gynécologiques, le SOPK augmente également le risque de maladies cardiovasculaires 5,6. Malgré des décennies de recherche, l’étiologie du SOPK reste incertaine 7,8.

Pour mieux comprendre la pathogenèse du SOPK et développer de nouvelles thérapies, la création de modèles animaux qui imitent étroitement la physiologie humaine est d’une importance capitale9. Les modèles de SOPK chez les rongeurs actuellement rapportés comprennent ceux induits par des traitements à base de testostérone, de létrozole et de valérate d’œstradiol, entre autres. La testostérone induit une hyperandrogénémie et est plus couramment utilisée comme inducteur du SOPK chez le rat10. La DHEA a été utilisée pour induire le SOPK chez les rongeurs, augmentant les niveaux de testostérone, les rapports LH/FSH (hormone lutéinisante/hormone folliculo-stimulante) et provoquant des cycles œstraux irréguliers11. Le valérate d’œstradiol (VE) est un œstrogène à action prolongée, et des études utilisant cette méthode montrent que les niveaux d’hormones stéroïdes sexuelles et de gonadotrophines varient en fonction de la dose de VE administrée 12,13,14. Le létrozole est un inhibiteur non stéroïdiende l’aromatase 15. Le traitement au létrozole induit un œstrus non cyclique, augmente le poids ovarien, le poids corporel, agrandit les adipocytes, maximise le développement des follicules et augmente les niveaux de testostérone chez les rats16,17. Les souris traitées au létrozole présentent un nombre accru de follicules sinusaux et de kystes hémorragiques, ainsi que des concentrations élevées de LH, de FSH, d’œstradiol et de progestérone18,19.

À l’heure actuelle, les principales méthodes de modélisation du SOPK induit par le létrozole impliquent l’administration orale et l’injection sous-cutanée, qui nécessitent toutes deux des doses quotidiennes répétées 20,21,22. Ces méthodes prennent du temps et demandent beaucoup de main-d’œuvre, et l’administration répétitive est susceptible de causer un stress important aux animaux23. Bien que certaines études utilisent des granulés de létrozole24,25, ces produits doivent être personnalisés et sont coûteux. Ce rapport décrit une technique permettant d’induire le SOPK chez la souris à l’aide de mini-pompes. Cette méthode est simple, permet de gagner du temps et utilise des outils et des équipements chirurgicaux facilement disponibles dans la plupart des laboratoires.

Protocole

Tous les protocoles d’expérimentation animale de cette étude ont été approuvés par le Comité d’éthique animale de l’Université Fudan. Des souris femelles C57BL/6J, âgées de 4 semaines, ont été utilisées ici. Les détails des animaux, des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation de la mini-pompe

  1. Prenez la poudre de létrozole (50 mg) stockée dans le flacon d’emballage d’origine, centrifugez la poudre de létrozole dans le flacon à 300 x g pendant 5 s (à température ambiante), puis ouvrez le bouchon.
  2. Ajouter lentement 625 μL de DMSO à la poudre de létrozole à l’aide d’une pipette et bien mélanger pour obtenir une solution mère à une concentration de 8 mg/100 μL, soit un total de 625 μL.
    REMARQUE : Si vous utilisez un emballage différent de poudre de létrozole, veuillez calculer le volume requis de DMSO à l’avance pour configurer la solution mère. La poudre de létrozole, le DMSO et les autres composés apparentés doivent être de qualité stérile. Les pointes de pipette, les tubes et autres articles connexes doivent être stériles ou stérilisés avant utilisation.
  3. Comptez le nombre de souris requises selon le plan d’expérience.
  4. Prélevez la quantité totale de solution mère de létrozole nécessaire à l’aide d’une pipette, en fonction du nombre de souris requises, et injectez-la lentement dans le tube à centrifuger.
    REMARQUE : Des souris âgées de 4 semaines pour une exposition de 8 semaines ont été sélectionnées pour induire le modèle de souris SOPK. La dose totale de létrozole est de 8 mg pour chaque souris, ce qui nécessite l’implantation de deux pompes consécutives (une pompe se libère pendant 4 semaines), soit 4 mg/4 semaines par pompe. Comme mentionné à l’étape 1.2, la concentration de la solution mère de létrozole est de 8 mg/100 μL. Pour préparer les pompes, il faut 50 μL de solution mère pour chaque pompe, comme calculé ci-dessous : un total de 4 mg de létrozole divisé par 8 mg/100 μL.
  5. Prélevez une quantité égale de PEG300, ajoutez-le à la solution de létrozole et mélangez bien (il peut être vortex de manière appropriée).
  6. Préparez la solution du véhicule de contrôle pour le groupe témoin (50 μL de DMSO + 50 μL de PEG300 pour chaque pompe sans létrozole).
  7. Préparer un nombre adéquat de tubes à centrifuger stériles en fonction du nombre de pompes nécessaires ; un tube à centrifuger de 15 ml doit être préparé pour chaque pompe.
  8. Prélevez une solution saline à l’aide d’une seringue et ajoutez 5 ml de solution saline dans chaque tube à centrifuger. Ensuite, bouchez les tubes à centrifuger et placez-les sur un support de tubes pour une utilisation ultérieure.
  9. Portez une nouvelle paire de gants stériles, sortez les mini-pompes dans la quantité souhaitée et placez-les sur un comptoir ou un récipient propre et stérile.
  10. Pincez doucement le capuchon qui correspond au corps de la pompe avec le pouce et l’index, et tenez le corps de la pompe avec l’autre main.
  11. Enfoncez lentement l’orifice de remplissage de la pompe à plusieurs reprises avec le tube mince fixé au capuchon (Figure 1B).
    REMARQUE : S’il n’est pas débouché, le liquide peut ne pas s’écouler librement dans le tube après le remplissage.
  12. Prenez l’aiguille qui correspond à la pompe et une seringue stérile de 1 ml. Fixez l’aiguille à la seringue et serrez-la (Figure 1C).
  13. Prélevez soigneusement et lentement la solution finale de létrozole configurée ci-dessus avec la seringue nouvellement assemblée (Figure 1D).
    REMARQUE : L’aspiration de la solution de létrozole doit être effectuée lentement et uniformément. L’aspiration rapide peut générer des bulles d’air, ce qui peut affecter l’injection ultérieure de la solution médicamenteuse.
  14. Injectez la solution de létrozole dans la mini-pompe.
    1. Pincez soigneusement une mini-pompe d’une main pour qu’elle se tienne debout, et de l’autre main, tenez la seringue de 1 ml susmentionnée et insérez-la lentement dans le bas de la pompe (Figure 1E).
      REMARQUE : Si l’aiguille n’est pas insérée dans le bas de la pompe, le liquide dans la pompe peut facilement bouillonner pendant l’injection, ce qui affectera la libération ultérieure du médicament par la pompe.
    2. Ensuite, injectez lentement la solution configurée ; L’injection peut être constatée lorsque l’ouverture de la pompe fait légèrement des bulles.
    3. Injecter plus lentement lorsque le volume d’injection approche 90 μL. Une fois la pompe complètement remplie (environ 100 μL), retirez la seringue.
    4. Insérez soigneusement le capuchon dans le corps de la pompe et serrez-le ; À ce stade, une petite quantité de solution se répandra. Essuyez-le soigneusement.
  15. Prenez la pompe chargée du médicament, avec la sortie vers le haut (l’extrémité avec le bouchon), prenez le tube à centrifuger préalablement préparé et immergez complètement la pompe dans une solution saline stérile (Figure 1F). Ensuite, bouchez le tube de centrifugation et placez-le sur le support de tubes.
    REMARQUE : Veillez à ne pas contaminer la pompe tout au long du processus.
  16. Une fois toutes les mini-pompes fabriquées, placez tous les tubes de centrifugation dans un thermostat à 37 °C pendant 48 h.

2. Préparation à l’opération et à l’anesthésie

  1. Préparez et stérilisez tous les instruments requis le jour de l’opération, y compris les forceps, les hémostats, les ciseaux chirurgicaux, les porte-aiguilles et les sutures chirurgicales résorbables 4-0.
  2. Avant d’utiliser l’appareil d’anesthésie à l’isoflurane (Figure 2B), vérifiez soigneusement si le raccord du pipeline est correct et assurez-vous que le pipeline est intact et qu’il ne fuit pas.
  3. Dévissez le bouchon d’étanchéité de remplissage au niveau de l’évaporateur de l’appareil d’anesthésie, puis ajoutez lentement l’anesthésique.
  4. Maintenez le niveau d’anesthésique entre les limites supérieure et inférieure indiquées sur l’appareil d’anesthésie.
  5. Convertissez l’interrupteur de la vanne à trois voies pour vous assurer que le flux d’air de l’évaporateur de l’appareil d’anesthésie est connecté au boîtier d’induction de l’anesthésie.
  6. Ouvrez la pompe à air et l’évaporateur, puis ajustez la concentration d’isoflurane pour l’induction de l’anesthésie (généralement 3%-4%).
  7. Attendez environ 1 minute jusqu’à ce que l’anesthésique remplisse la boîte d’induction, puis placez la souris dans la boîte d’induction et attendez jusqu’à ce que l’anesthésie soit complète (ce processus prend environ 2-3 min).
  8. Vérifiez que les souris sont correctement anesthésiées en basculant doucement la boîte. Si les souris sont retournées et ne montrent aucun signe de retour en position couchée, une anesthésie est induite.

3. Implantation de la mini-pompe à létrozole

  1. Mettez un masque chirurgical et des gants stériles.
  2. Retirez les souris pré-anesthésiées de la boîte d’induction et appliquez la crème dépilatoire sur le dos des souris, puis attendez 1 min. Essuyez délicatement la crème dépilatoire et les cheveux avec de la gaze humide.
  3. Dans le même temps, changez l’interrupteur de la vanne à trois voies pour vous assurer que le flux d’air de l’évaporateur de l’appareil d’anesthésie est connecté au masque d’anesthésie et ajustez la concentration de maintien (généralement 2 %).
  4. Après l’épilage, tenez la souris avec la main dominante et placez sa tête/son nez dans le masque d’anesthésie.
  5. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en testant le réflexe de retrait de la pédale.
    REMARQUE : Toutes les procédures impliquant une anesthésie doivent être effectuées à l’aide de filtres à gaz équipés de pastilles de charbon actif, et la procédure doit être effectuée dans une hotte.
  6. Fixez la souris en position couchée sur la plaque de commande et appliquez du lubrifiant pour les yeux sur les deux yeux.
  7. Appliquez trois fois des tampons de povidone iodée sur la peau exposée (figure 2C). Ensuite, injectez du méloxicam par voie sous-cutanée à une dose de 2 mg/kg.
  8. Confirmez à nouveau la profondeur de l’anesthésique par un pincement des orteils. Ensuite, sur la ligne médiane de la nuque, en favorisant la peau du côté glabre, prélevez la peau avec une pince et faites une incision latérale d’environ 0,5 cm avec un scalpel ou des ciseaux chirurgicaux (Figure 2D).
  9. Ouvrez ensuite l’épiderme sous l’incision et accédez-y à l’aide d’un hémostat ou d’un porte-aiguille pour libérer la peau, laissant place à une mini-pompe (à environ 2 cm de l’incision) (Figure 2E).
  10. Retirez la pompe de la solution saline dans le tube à centrifuger à l’aide d’une pince stérile, l’extrémité ouverte de la pompe vers le bas, et soyez prêt à insérer la pompe par voie sous-cutanée dans les souris (Figure 2F).
  11. Clampez un côté de l’incision cutanée à l’aide d’une pince et enfoncez la pompe dans l’espace sous-cutané. Il ne doit y avoir aucune résistance lors de l’entrée dans la pompe. Une fois à l’intérieur, utilisez les doigts pour presser légèrement et doucement la pompe vers l’intérieur aussi loin que possible (Figure 1G).
  12. Suturez soigneusement le site de l’incision à l’aide de sutures chirurgicales 4-0 (Figure 2H).
    REMARQUE : Veillez à ne pas endommager le corps de la pompe sous-cutanée lors de la suture.
  13. Après la suture, désinfectez la peau du site chirurgical à deux reprises avec des écouvillons d’iodophore.

4. Récupération des animaux

  1. Après la chirurgie, transférez doucement les souris du matelas utilisé pendant l’anesthésie vers un matelas sec et propre. Assurez-vous que les souris sont dans un environnement chaud et calme.
  2. Surveillez de près l’état des souris, comme la profondeur et la fréquence de leur respiration.
  3. Observez le comportement des souris lorsque leur mobilité commence à revenir. Enfin, assurez-vous qu’ils peuvent se tenir debout et marcher sans comportements anormaux évidents tels que des étourdissements ou des mouvements non coordonnés.
  4. Une fois que les souris se sont rétablies, transférez-les doucement dans des cages préparées. Placez de la gelée stérile et de la nourriture au fond de la cage pour que les souris puissent se nourrir.
    REMARQUE : L’étirement du site chirurgical peut empêcher les souris de boire et de manger facilement pendant le début de la période postopératoire, alors placez de la gelée et de la nourriture au fond de la cage.
  5. Injecter le méloxicam par voie sous-cutanée à la dose de 2 mg/kg (toutes les 24 h pendant les 3 premiers jours après la chirurgie). Après 8 semaines de traitement au létrozole (c’est-à-dire deux implantations consécutives de mini-pompe), testez les modèles de souris.

Résultats

Le protocole expérimental et certaines étapes critiques sont illustrés à la figure 1 et à la figure 2. Les taux sériques de testostérone sont affichés sur la figure 3A. Les souris traitées par mini-pompe au létrozole (ci-après appelées souris LTZ) ont présenté des taux de testostérone sérique significativement élevés par rapport aux souris témoins femelles. Pendant ce temps, l’analyse histologique des ovaires a montré que les souris LTZ présentaient des ovaires polykystiques avec une réduction significative du nombre de corps jaunes (Figure 3B, C), indiquant une anovulation. De plus, les souris LTZ ont montré une acyclicité œstrale significative par rapport aux souris témoins femelles (Figure 3D). L’évaluation du poids corporel a révélé que les souris LTZ étaient plus lourdes que les souris témoins (figure 3E). Les résultats des tests de tolérance au glucose et les calculs de l’AUC ont démontré que les souris LTZ ont développé une intolérance au glucose par rapport aux souris témoins (figures 3F,G). Le dosage des lipides sériques a indiqué que les souris LTZ présentaient un changement dans le profil lipidique sérique par rapport aux souris témoins (figure 3H).

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Figure 1 : Matériaux et étapes critiques pour la préparation de la mini-pompe. (A) Illustration schématique montrant la préparation des mini-pompes à létrozole. (B) La mini-pompe a été débloquée par un tube mince fixé au bouchon. (C) Une aiguille assortie à la pompe était fixée à l’extrémité de l’aiguille d’une seringue de 1 ml. (D) La solution de létrozole a été aspirée lentement sans bouillonnement. (E) La solution de létrozole a été injectée lentement à partir du bas de la pompe. (F) Les pompes remplies ont été bouchées et stockées dans une solution saline, l’extrémité du capuchon pointant vers le haut. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Matériaux et étapes critiques de l’implantation des pompes chez les souris pour l’induction du SOPK. (A) Illustration schématique montrant l’implantation de mini-pompes à létrozole. (B) Équipement d’anesthésie : pompe à air, appareil d’anesthésie, boîte à induction et filtres à gaz. (C) Les souris anesthésiées ont été fixées et stérilisées. (D) Une incision de 0,5 cm près de la ligne médiane dorsale. (E) La peau a été libérée pour faire de la place pour l’insertion d’une mini-pompe. (F) Une mini-pompe a été extraite de la solution saline à l’aide d’une pince propre et stérile. (G) La mini-pompe a été implantée sous la peau précédemment libérée. (H) La peau a été fermée avec des sutures 4-0. (I) La souris implantée a pu se rétablir. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Caractérisation des phénotypes reproductifs et métaboliques dans les modèles murins implantés dans la mini-pompe à létrozole. (A) Les taux plasmatiques de testostérone chez les souris traitées par LTZ étaient significativement plus élevés que chez les souris témoins (n = 9 animaux par groupe). (B) Analyse histologique des ovaires. La flèche indique les corps jaunes. Barre d’échelle : 1 mm. (C) Nombre de corps jaunes dans les groupes indiqués (n = 9 animaux par groupe). (D) Les souris LTZ ont montré une acyclicité par rapport aux souris femelles témoins. (E) Le poids corporel dans les groupes indiqués (n = 10 animaux par groupe). (F,G) Résultats du test de tolérance au glucose dans les groupes indiqués (n = 8 animaux par groupe). (H) Taux de lipides sériques dans les groupes indiqués (n = 8 animaux par groupe). Les données sont exprimées en moyenne ± SEM. AUC indique l’aire sous la courbe ; E, stade de l’œstrus ; LDL-C, cholestérol à lipoprotéines de basse densité ; HDL-C, cholestérol à lipoprotéines de haute densité ; P, stade proestrus ; M/D, stade metestrus/diestrus ; CT, cholestérol total ; et TG, triglycérides. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Ce rapport fait la démonstration d’un protocole simple pour induire le SOPK chez la souris à l’aide de matériaux facilement accessibles. Le modèle murin du SOPK est essentiel pour explorer les mécanismes du SOPK et dépister les médicaments26. Parmi les méthodes disponibles pour induire des modèles de SOPK chez la souris, l’induction du létrozole est l’une des plus couramment utilisées. L’utilisation du létrozole peut développer et maintenir un état hyperandrogène en inhibant la conversion de la testostérone en œstradiol ou en augmentant la synthèse de testostérone27. Le modèle murin induit par le létrozole montre des similitudes métaboliques et reproductives avec les patients atteints du SOPK28. Cependant, les techniques conventionnelles de traitement au létrozole dans le modèle murin SOPK nécessitent une alimentation orale quotidienne ou l’injection de médicament létrozole chez la souris pendant 21 jours ou plus29,30. L’administration continue de médicaments à long terme avec dosage chronométré de l’alimentation ou de l’injection prend du temps et demande beaucoup de main-d’œuvre, et l’administration répétée de médicaments peut être notoirement stressante pour les souris, introduisant des facteurs non expérimentaux affectant les résultats du modèle23,31. Bien que certaines études sur le SOPK chez le rat et la souris utilisent des granulés de létrozoleimplantables 28,32, les produits utilisés doivent être personnalisés et peuvent ne pas être disponibles en temps opportun. La présente étude propose une technique d’implantation de mini-pompes à létrozole pour induire le SOPK chez la souris. La méthode est simple, permet de gagner du temps et utilise des outils et des équipements chirurgicaux facilement disponibles dans la plupart des laboratoires.

Étapes critiques et dépannage
Il est essentiel de noter quelques étapes clés pour obtenir des résultats optimaux lors de la pratique de cette méthode. Tout d’abord, débouchez la pompe à l’aide du tube fin fixé au capuchon correspondant avant utilisation. L’expérience antérieure indique qu’une pompe bouchée peut perturber le chargement et la libération du médicament. De plus, chaque étape de la configuration de la solution de létrozole doit être exécutée avec soin pour s’assurer que la solution finale est précisément à la concentration souhaitée. Tout au long du processus d’assemblage de la pompe, une attention particulière doit être portée à la prévention de la contamination. De plus, des ajustements minutieux sont nécessaires avant et pendant l’anesthésie pour assurer une anesthésie adéquate pour les souris expérimentales et pour minimiser les effets indésirables de l’anesthésie sur les souris opérées.

Avantages et limites
La méthode décrite dans cette étude offre plusieurs avantages : (1) elle permet un gain de temps et permet une libération continue de létrozole après l’implantation de la pompe ; (2) il évite le stress de l’administration répétée de médicaments sur des animaux de laboratoire et minimise l’influence des facteurs non expérimentaux sur les résultats de modélisation ; (3) le matériel, les outils chirurgicaux et l’équipement nécessaires sont couramment disponibles dans la plupart des laboratoires ; (4) la méthode induit efficacement les phénotypes du SOPK chez la souris. Cependant, cette méthode présente également des limites : (1) l’anesthésie et l’intervention chirurgicale requises pour l’implantation de la mini-pompe peuvent provoquer une irritation chez les souris, et la présence de la mini-pompe sous la peau peut perturber leur activité ; (2) L’efficacité de cette méthode de modélisation peut être affectée par l’encrassement ou l’endommagement du corps de la pompe pendant le processus. D’après l’expérience des auteurs, l’exécution méticuleuse des étapes du protocole peut conduire à un taux de réussite élevé dans l’induction du modèle murin SOPK.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

L’étude a été soutenue par le Programme national de recherche et de développement clé de Chine (subventions 2021YFC2700701), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subventions 82088102, 82071731, 82171613, 8227034, 81601238), le Fonds d’innovation de l’Académie chinoise des sciences médicales pour les sciences médicales (subvention 2019-I2M-5-064), la Commission des sciences et de la technologie de la municipalité de Shanghai (subventions 21Y11907600), la Commission municipale de la santé et de la planification familiale de Shanghai (subvention 20215Y0216), Programme d’innovation collaborative de la Commission municipale de la santé de Shanghai (subvention 2020CXJQ01), Plan de recherche clinique du Centre de développement de l’hôpital de Shanghai (subvention SHDC2020CR1008A), Centre de recherche clinique de Shanghai pour les maladies gynécologiques (subvention 22MC1940200), Centre de recherche sur les maladies de l’appareil urogénital de Shanghai (subvention 2022ZZ01012), Base de recherche scientifique sur la reproduction et le développement des frontières de Shanghai, Commission des sciences et de la technologie de la municipalité de Quzhou (subvention 2022K54), Projet de fonds ouverts du Laboratoire clé de génétique de la reproduction, ministère de l’Éducation, Université du Zhejiang (subvention KY2022035), et projet de fonds ouverts de l’Académie des sciences médicales du Guangdong (subvention YKY-KF202202).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
SeringueBofeng BiotechBD3008411ML (stérile)
Tube de centrifugationBiological Hope1850-K15ML (stérile)
PipetteEppendorf3123000268-A100&mu ; L-1000&mu ; L (stérile)
PipetteTopPette701010100810&mu ; L-100&mu ; L (stérile)Poudre
létrozoleSigmaL6545-50MGMédicaments à action primaire (stérile)
PEG(Poly(éthylène glycol))SolarbioP8250Utilisé pour la dissolution (stérile)
Solution saline physiologiquestérile BiosharpBL158AMini-pompe de stockage
Pompes osmotiquesALZET1004Stockage et libération prolongée du létrozole (stérile)
Diméthylsulfoxyde BiosharpBS087Utilisé pour la dissolution (stérile)
Appareil d’anesthésie pour petits animauxRWD  ;R500IPUtilisé pour l’anesthésie
Isoflurane  ;RWD20071302Utilisé pour l’anesthésie
HémostatsBiosharpBS-HF-S-125Instrument chirurgical
CiseauxBiosharpBS-SOR-S-100PInstrument chirurgical
Porte-aiguilleShangHaiJZJ32010Pince pour instruments chirurgicaux
RWD  ;F12028Instrument chirurgical
Aiguille et suture résorbable 4-0JINGHUANCR413Instrument chirurgical
Écouvillons à la povidone iodéeSingleLadyGB26368-2010Désinfection
Crème dépilatoireZIKER BIOTECHNOLOGYZK-L2701  ;Agent d’épilation pour animaux de laboratoire
Gants en nitrileBiosharpBC040-LUtilisé pour les opérations aseptiques
Gaze stérileZHENDEBA69087Utilisé pour essuyer les liquides
C57BL/6J SourisShanghai Model Organisms CenterN/AÂge : 4 semaines
Lubrifiant pour les yeux d’animalBAITESHF021153Utilisé pour le lubrifiant pour les yeux de souris
Meloxicam InjectionMEIDAJIAR21064-21Utilisé pour l’analgésie de souris (stérile)
de cutanée

Références

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