Quantification de la compliance et de la distensibilité de la veine cave inférieure dans un modèle ovin in vivo à l’aide de l’angiographie 3D

Résumé

Ce protocole permet la quantification in vivo de la compliance veineuse et de la distensibilité à l’aide du cathétérisme et de l’angiographie 3D comme procédure de survie, permettant une variété d’applications potentielles.

Résumé

Les greffes vasculaires synthétiques surmontent certains défis des allogreffes, des autogreffes et des xénogreffes, mais sont souvent plus rigides et moins conformes que le vaisseau natif dans lequel elles sont implantées. L’appariement de la conformité avec le vaisseau natif est en train de devenir une propriété clé pour le succès de la greffe. La norme de référence actuelle pour évaluer la conformité des navires implique l’excision et les essais mécaniques biaxiaux ex vivo . Nous avons développé une méthode in vivo pour évaluer la compliance veineuse et la distensibilité qui reflète mieux la physiologie naturelle et prend en compte l’impact d’un changement de pression causé par l’écoulement du sang et par tout changement morphologique présent.

Cette méthode est conçue comme une procédure de survie, facilitant les études longitudinales tout en réduisant potentiellement le besoin d’utilisation d’animaux. Notre méthode consiste à injecter un bolus salin de 20 mL/kg dans le système vasculaire veineux, suivi de l’acquisition d’angiographies 3D avant et après le bolus pour observer les altérations induites par le bolus, en même temps que les mesures de pression intravasculaire dans les régions cibles. Nous sommes alors en mesure de mesurer la circonférence et la section transversale du vaisseau avant et après le bolus.

Avec ces données et la pression intravasculaire, nous sommes en mesure de calculer la compliance et la distensibilité avec des équations spécifiques. Cette méthode a été utilisée pour comparer la compliance et la distensibilité de la veine cave inférieure chez des moutons indigènes non opérés au conduit de moutons implantés avec un greffon de polytétrafluoréthylène expansé (PTFE) à long terme. Le vaisseau natif s’est avéré plus conforme et plus distensible que le greffon de PTFE à tous les endroits mesurés. Nous concluons que cette méthode fournit en toute sécurité des mesures in vivo de la compliance et de la distensibilité des veines.

Introduction

Les patients présentant des anomalies cardiaques critiques nécessitent une chirurgie reconstructive. La plupart des opérations reconstructives nécessitent l’utilisation de matériaux prothétiques, y compris les greffes vasculaires. Les conduits potentiels pour combler cet espace comprennent des matériaux synthétiques ou biologiques. Initialement, les homogreffes étaient utilisées comme conduit de Fontan, mais ont depuis été abandonnées en raison d’une forte incidence de calcification et d’incidents de phase aiguë¹. Actuellement, des greffes vasculaires synthétiques dérivées de polymères inorganiques sont utilisées. Il reste un défi que ces greffons sont moins conformes que le vaisseau natif dans lequel ils sont implantés et présentent des complications à long terme, telles que la sténose, l’occlusion et la calcification 1,2,3,4,5.

La structure des greffons vasculaires synthétiques se prête à la résistance mécanique à la traction, ce qui conduit à leur compliance invariablement plus faible par rapport au tissu natif². La compliance vasculaire, qui définit le changement de volume du vaisseau par rapport à un changement de pression, sert d’indicateur de la réactivité d’un vaisseau aux charges mécaniques. La différence entre le matériau de greffe et les propriétés du vaisseau natif crée un décalage de conformité, dont il a été démontré qu’il perturbe les schémas de flux sanguins, entraînant des zones de recirculation et de séparation du flux 2,6,7,8,9. Ce phénomène modifie la contrainte de cisaillement sur la paroi endothéliale et induit une hyperplasie intimale 2,7,8,9. De telles réponses peuvent entraîner des complications liées au greffon, nécessitant le remplacement du greffon ou une nouvelle intervention⁶.

Comme la compliance vasculaire joue un rôle clé dans la détermination des résultats de la greffe, la mesure précise de cette propriété est essentielle. L’étalon-or actuel pour mesurer la compliance vasculaire est l’essai mécanique biaxial tubulaire ex vivo . Cette méthode consiste à exciser un greffon ou un vaisseau d’intérêt, à le connecter à des tubes en latex et à le pressuriser pour évaluer le comportement circonférentiel de contrainte-étirement à travers diverses pressions. La conformité est déterminée en comparant la pression avec une mesure du diamètre intérieur¹⁰. Cependant, les méthodes ex vivo présentent certains inconvénients. Lors de l’évaluation de la fonctionnalité des greffons implantés à l’aide de la méthode ex vivo , il est nécessaire de sacrifier les animaux et d’explanter les greffons, ce qui rend impossible la réalisation d’examens prolongés. C’est pourquoi nous avons développé un protocole de mesure de la conformité in vivo .

Notre groupe se concentre sur le développement de greffes vasculaires issues de l’ingénierie tissulaire (TEVG) pour la chirurgie de Fontan afin d’améliorer le syndrome d’hypoplasie du cœur gauche (HLHS). Les développements récents dans le domaine de la chirurgie cardiaque congénitale ont amélioré les résultats postopératoires, ce qui a entraîné un allongement de l’espérance de vie. Les propriétés à long terme et le succès du conduit vasculaire implanté sont donc de plus en plus cruciaux. Actuellement, il n’existe aucun modèle animal de HLHS, nous évaluons donc nos greffons dans un modèle accéléré de greffe d’interposition de la veine cave inférieure (IVC) chez les grands animaux. Bien que ce modèle ne tente pas de créer le flux de la circulation de Fontan, il récapitule efficacement les conditions hémodynamiques uniques. Notre utilisation récente de ce protocole in vivo a démontré des différences significatives dans l’observance des greffons entre nos greffons TEVG et les greffons conventionnels de polytétrafluoroéthylène expansé (PTFE)¹¹. Comme cette étude précédente ne s’est pas concentrée sur la méthodologie, nous avons mené des expériences supplémentaires détaillant cette nouvelle méthode in vivo .

Nous avons implanté le greffon synthétique qui sert actuellement de norme de soins, composé de polytétrafluoroéthylène expansé (PTFE), chez des animaux d’étude sur des moutons du Dorset et l’avons comparé à la VCI native chez des animaux témoins naïfs en chirurgie. Ce protocole a été réalisé sur le groupe PTFE 5 à 7 ans après l’implantation d’un conduit en PTFE et sur des animaux témoins non opérés d’âges divers. Ainsi, dans les sections suivantes décrivant le protocole et les résultats représentatifs, nous nous référerons occasionnellement à la région d’intérêt comme, par exemple, la région médiane du greffon (midgraft) de la greffe d’interposition IVC.

Ce protocole nous permet d’analyser la conformité in vivo de la gaine en PTFE, connue pour être non conforme à long terme, avec la veine native. Nous avons choisi de comparer le matériau standard clinique, le PTFE, avec la veine native non opérée. Nous avons choisi un point temporel à long terme, car le conduit en PTFE est connu pour rester non conforme et est sujet à la calcification, ce qui réduit encore sa conformité¹¹. Nous avons choisi d’effectuer toutes les comparaisons in vivo, car les changements hémodynamiques systémiques sont reflétés avec précision dans les mesures obtenues par des méthodes in vivo. À partir de cette comparaison, nous avons constaté que ce protocole est capable de confirmer la non-conformité du PTFE et d’obtenir des mesures de la compliance veineuse in vivo de manière sûre et reproductible. Cette méthode a été mise en œuvre avec succès dans une étude publiée pour démontrer des différences statistiquement significatives entre les conduits en PTFE et les greffes vasculaires issues de l’ingénierie tissulaire (TEVG) in vivo¹¹.

L’objectif général de ce protocole est de calculer la compliance et la distensibilité de la CVI thoracique dans un modèle de grand animal ovin à l’aide de mesures in vivo provenant d’une procédure de survie. À cette fin, nous avons visualisé et mesuré les changements de circonférence et de section transversale de la CVI thoracique à un bolus de liquide. Nous avons mesuré simultanément le changement de pression intravasculaire et utilisé ces mesures pour calculer l’observance et la distensibilité. L’utilisation de l’imagerie angiographique 3D nous offre de multiples avantages, notamment la possibilité d’ajuster la vue de l’image après la capture pour nous assurer que nos mesures sont prises à partir d’une coupe transversale de la veine, ainsi que de mesurer plusieurs emplacements le long du vaisseau. Les trois zones d’intérêt de cette étude étaient la région du greffon moyen, ainsi que les deux sites d’anastomose adjacents du greffon de PTFE, et les zones comparables dans la VCI native. En menant des expériences in vivo, il est avantageux d’évaluer la fonctionnalité des greffons dans le flux sanguin réel et entourés de tissus et d’organes. On pense que les mesures obtenues par cette méthode reflètent la fonctionnalité réelle des greffons dans un organisme vivant.

Le protocole est divisé en six sections principales, notamment la préparation des moutons avant la procédure, le cathétérisme, la collecte des données de base avant le bolus, la collecte des données de l’étude, la récupération des animaux et l’analyse des données. Dans la section sur la préparation des animaux, nous abordons la sédation, le déclenchement de l’anesthésie et la mise en place de l’équipement de surveillance utilisé pendant la procédure de cathétérisme. Dans la deuxième section, nous expliquons le processus de mise en place des deux gaines de cathéter nécessaires à l’acquisition des données. Pour ce protocole, les deux gaines sont placées dans la veine jugulaire interne droite (VJI) pour permettre l’introduction de deux cathéters multipistes dans le vaisseau. L’un sera positionné dans la région d’intérêt pour enregistrer le changement de pression, et l’autre sera placé plus bas dans la veine pour l’injection de contraste. Une fois les cathéters placés, une angiographie 3D pré bolus de base est prise à des fins de comparaison. La collecte des données de l’étude commence par la préparation du bolus salin dans un système de poche pressurisé pour l’administration, l’enregistrement des pressions intravasculaires et la réalisation de l’angiographe 3D post-bolus. Nous décrivons ensuite le processus pour faciliter la récupération des moutons après le protocole. Enfin, nous discutons de la méthode permettant d’obtenir les images et les mesures transversales appropriées pour l’analyse et la comparaison statistique.

Protocole

Le protocole de l’étude a été approuvé par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut de recherche Abigail Wexner de l’hôpital pour enfants à l’échelle nationale (AR22-0004). Tous les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, publié par les National Institutes of Health.

1. Préparation des animaux

1. Demandez à une équipe vétérinaire d’évaluer le mouton 1 semaine avant le cathétérisme, y compris un examen physique et une analyse des signes vitaux, pour s’assurer que l’animal peut recevoir une anesthésie en toute sécurité.
2. Faites jeûner l’animal pendant la nuit, ou jusqu’à 12 h avant l’intervention, afin de limiter le risque d’aspiration du contenu de l’estomac lors de l’induction de l’anesthésie.
3. Appuyez sur le bouton marche du panneau de commande pour allumer l’arceau et le système d’angiographie 3D (Figure 1A). Attendez que le système soit complètement chargé.
   REMARQUE : Assurez-vous que la fluoroscopie est en pause jusqu’à ce qu’elle soit prête à imager et que tout le personnel porte un câble de protection.
4. Préparez une solution saline héparinée à utiliser dans la procédure en ajoutant 1 mL d’héparine (1 000 unités USP/mL de concentration) à 1 000 mL de solution saline à 0,9 %.
5. Rasez le côté gauche du cou et frottez avec de l’alcool. Administrer la sédation en injectant une combinaison de kétamine (4 mg/kg), de butorphanol (0,1 mg/kg) et de diazépam (0,5 mg/kg) dans la veine jugulaire gauche.
6. Placez le mouton sous sédatif sur un lit d’hôpital et placez-le en position couchée sternale pour l’intubation. Intuber avec une sonde endotrachéale (TE) de 9 à 14 mm, en fonction de la taille du mouton, en enfonçant la langue et l’épiglotte avec un laryngoscope et en insérant la sonde ET dans la trachée.
7. Positionnez le mouton dans une position latérale droite. Fixez le tube ET à un ventilateur et ventilez mécaniquement avec 100% d’oxygène à 1-3 L/min.
8. Maintenez l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane inhalé. Réglez la fréquence respiratoire à 15-30 respirations/min et le volume courant final à 8-10 mL/kg.
9. Placez un équipement de surveillance standard, y compris un brassard de tensiomètre sur la patte avant droite, un clip d’oreille pour surveiller la saturation en oxygène sur l’oreille droite, une sonde de température dans l’œsophage et un moniteur de CO₂ en fin d’expiration sur le tube ET. Rasez la laine de l’aspect caudal de chaque sabot entre les ergots et le talon. Placez les nœuds d’électrocardiogramme (ECG) et fixez-les avec du ruban adhésif.
10. Lubrifiez les deux yeux en appliquant une pommade ophtalmique et insérez une sonde orogastrique pour assurer l’évacuation des gaz et des aliments.
11. Mettre en place une voie intraveineuse dans le VJI gauche pour permettre l’administration de la perfusion à débit constant (IRC) de propofol (20-40 mg∙^kg-1∙^h-1), des liquides d’entretien (10 mL∙^kg-1∙^h-1) et du bolus salin.
12. Positionnez le mouton en position couchée latérale gauche. Rasez le côté droit du cou pour accéder au site de cathétérisme (Figure 2A). Tamponnez la zone avec un gommage à la chlorhexidine et de l’alcool.
13. Débranchez l’équipement de surveillance et le ventilateur et déplacez le mouton vers la table du laboratoire de cathétérisme. Encore une fois, placez l’animal en position couchée latérale gauche (figure 3A).
14. Reconnectez-vous au ventilateur et aux équipements de surveillance (sondes ECG, sonde de température, brassard de tensiomètre, oxymètre de pouls).
15. Maintenez l’anesthésie pendant la procédure en administrant de l’isoflurane inhalé à 1-3 % avec 100 %_d’O2 et/ou du propofol IRC (20-40 mg∙^kg-1∙^h-1).
    REMARQUE : Évaluez le plan de l’anesthésie en évaluant le mouvement de l’animal, la réponse aux stimuli douloureux, la fréquence respiratoire, le pouls et la pression artérielle. Ajustez la sédation au besoin, par exemple en utilisant un bolus de 5 à 10 ml de propofol pour induire un plan d’anesthésie plus profond.
16. Mesurez la largeur du mouton au niveau du cœur à l’aide de grands pieds à coulisse. Divisez la largeur par 2 pour régler le transducteur de pression.
17. Nettoyez aseptiquement le site chirurgical et drapez-le de manière stérile (Figure 2B,C).

2. Cathétérisme

1. Déplacez l’arceau de la position garée vers la poitrine du mouton et soulevez la table au besoin. Appuyez sur les boutons 7 et 3 du panneau de commande, puis maintenez le bouton Démarrer enfoncé pour utiliser les paramètres préprogrammés afin de positionner automatiquement la table et l’arceau sur le côté gauche de la table (Figure 1A).
2. Accédez au VJI droit à l’aide d’une aiguille de micro-ponction de 21 G et d’une seringue Luer Slip de 10 cc ; accéder au VJI dans une direction crânienne/caudale à travers la peau tout en tirant sur le piston de la seringue. Assurez-vous que le sang est aspiré pour confirmer que l’aiguille est dans le vaisseau (Figure 2A, B).
3. Débranchez soigneusement la seringue tout en tenant l’aiguille stable.
4. Insérez un guide-fil en acier inoxydable (SS) de 0,018 pouce à travers l’aiguille dans le récipient à peu près à mi-chemin. Retirez l’aiguille du fil SS.
5. Placez un dilatateur 5-French (Fr) sur le fil SS et dans le récipient. Retirez la pièce intérieure du dilatateur et le fil SS. Faites passer un fil-guide de 0,038 pouce à travers le dilatateur dans le récipient à mi-chemin et retirez le dilatateur.
6. À l’aide d’un scalpel à 11 lames, coupez la peau au-dessus de la veine où le fil entre. Faites passer une gaine de 9-Fr sur le fil-guide et dans le récipient. Retirez la section intérieure de la gaine et le fil-guide.
7. Confirmez le bon placement de la gaine en aspirant du sang, puis en rinçant la gaine avec une solution saline héparinisée.
8. Répétez les étapes 2.2 à 2.7 de manière à ce qu’il y ait deux gaines de 9 Fr dans le VJI droit.
9. Administrer 150 U/kg d’héparine par voie intraveineuse pour prévenir la coagulation.
10. Utilisez la pédale pour démarrer la fluoroscopie (Figure 1B). Insérez un cathéter Judkins Right (JR) à travers la gaine, en suivant la VCI thoracique à travers le diaphragme jusqu’à la VCI abdominale.
11. Enfilez un fil de Rosen dans le cathéter JR jusqu’à ce qu’il atteigne la VCI abdominale et que l’extrémité sorte du cathéter JR. Tout en maintenant le fil Rosen en place, retirez délicatement le cathéter JR.
12. Répétez les étapes 2.10-2.11 avec la deuxième gaine.
13. Enfilez un cathéter Multipiste 7-Fr sur chaque fil Rosen.
14. Sous guidage par fluoroscopie, placez un cathéter angiographique multipiste dans la VCI abdominale pour l’injection de produit de contraste.
15. À l’aide de la fluoroscopie, placez un autre cathéter angiographique multipiste dans la région d’intérêt spécifique (par exemple, le centre du greffon) pour la mesure de la pression (Figure 2C).

Figure 1 : panneau de commande. (A) Panneau de commande du système d’angiographie 3D (B) Pédales de fluoroscopie Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 2 : Cathétérisme chez l’animal. (A) Le site chirurgical clé, préparé pour le cathétérisme. (B) Technique pour visualiser la veine jugulaire interne droite (flèches noires). (C) Deux cathéters angiographiques multipistes sont placés dans la veine jugulaire interne droite (flèche bleue : mesure de la pression dans le greffon ; flèche rouge : injection de contraste dans la VCI abdominale ; flèche blanche : fils rigides). Abréviation : IVC = veine cave inférieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Collecte des prédonnées

1. Connectez le multipiste centré dans la région d’intérêt au transducteur de pression à l’aide d’un robinet d’arrêt à trois voies. Avec le robinet ouvert sur le multipiste, tirez vers l’arrière avec une seringue de 10 mL jusqu’à ce que les bulles d’air soient éliminées et que le sang soit visible.
2. Avec la seringue de 10 ml retournée, retournez le sang dans le mouton en prenant soin de ne pas repousser l’air dans le multipiste. Rincez le multipiste avec une solution saline héparinisée.
3. Basculez la position d’arrêt du robinet d’arrêt sur la seringue de sorte que le transducteur de pression et le multipiste soient ouverts l’un à l’autre.
4. Préparez l’injecteur de contraste en ajoutant un produit de contraste. Le volume minimal pour une angiographie 3D est de 60 mL et le contraste total ne peut pas dépasser 5 mL/kg ou 250 mL.
5. Connectez l’injecteur de contraste au multipiste centré dans la VCI abdominale. À l’aide de l’injecteur de contraste, tournez lentement le bouton dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour extraire les bulles d’air du multipiste jusqu’à ce que du sang soit visible. Tournez le bouton dans le sens des aiguilles d’une montre pour pousser lentement le contraste vers l’avant dans le multipiste.
6. Utilisez la fluoroscopie pour confirmer quand le contraste a atteint l’extrémité du multipiste.
7. Prenez le produit de contraste total utilisé pour l’angiographie 3D et divisez-le par 5 pour obtenir mL/s. Réglez l’augmentation du taux sur 0 et 600 psi.
8. Réglez l’arceau sur le mode préprogrammé en cliquant sur le bouton Programme en haut à droite de l’écran et sur le bouton 3D DSA 110 8'' (angiographie 3D avec un SID de 110 cm et Field View à 8 pouces).
9. Éloignez tous les objets et les personnes de l’avant ou des côtés de la table. Lancez le programme C-Arm en cliquant sur le bouton numéroté 3 sur le panneau de configuration. Positionnez la région cible (par exemple, la greffe médiane) au centre du plan x-y (Figure 3A-C).
10. Passez au deuxième programme en cliquant sur le bouton 4 du panneau de configuration. Ajustez la hauteur de la table en conséquence pour centrer la région d’intérêt.
11. Appuyez sur le bouton numéroté 5 et prenez l’image de test.
12. Pré-testez l’amplitude de mouvement de l’arceau en cliquant sur le bouton Confirmer les conditions | Démarrez (Figure 3D,E).
13. Demandez à l’anesthésiste de maintenir la ventilation et de faire une angiographie rotationnelle 3D avec injection de contraste en lançant le programme avec la pédale d’acquisition centrale. Mesurez et enregistrez simultanément la pression moyenne de la région cible.

Figure 3 : Positionnement de l’arceau et amplitude de mouvement. (A) Positionnement du mouton pour le début de la procédure (B) Première position pour le programme d’angiographie 3D (C) Bras en C déplacé sur l’axe des x (D) Bras en C déplacé sur l’axe des Z (E) Bras en C complétant la rotation d’essai avec toute l’amplitude de mouvement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Administration du bolus salin et collecte des données

1. Préparation de 20 mL/kg de solution saline à 0,9 %.
2. Pour préparer le sac pressurisé en bolus, ajoutez un sac de 1 000 ml de solution saline à 0,9 % dans une unité de sac pressurisé. Utiliser une deuxième unité si nécessaire pour atteindre le volume total à administrer.
3. Pressez la poire de gonflage jusqu’à ce que le manomètre monte dans la zone verte, immédiatement avant la ligne rouge (pression 250-300 mmHg). Rincez la solution saline à travers la conduite et éliminez les bulles d’air.
4. Connectez le sac salin sous pression à une gaine de 9-Fr et maintenez 250-300 mmHg pour maintenir une vitesse constante du bolus. Laissez-le couler jusqu’à ce que le mouton ait reçu un bolus équivalent à 20 mL/kg ou que la pression moyenne atteigne 15 mmHg.
5. Pendant que le bolus s’écoule, enregistrez les pressions intravasculaires de la région cible toutes les minutes.
6. Préparez l’arceau pour une deuxième angiographie rotationnelle 3D en répétant les étapes 3.9 à 3.12. Dès la fin du bolus, avant que la pression ne commence à baisser, effectuez la deuxième angiographie 3D et la mesure simultanée de la pression intravasculaire en commençant comme décrit à l’étape 3.13.

5. Récupération

1. Une fois l’imagerie terminée, remettez l’arceau en position de stationnement préprogrammée en entrant le numéro 77 et en maintenant le bouton de démarrage enfoncé jusqu’à ce que l’arceau se positionne.
2. Retirez les cathéters d’angiographie multipistes et les fils de Rosen.
3. Retirez les deux gaines tout en appliquant une pression directe sur les sites d’insertion avec un patch d’hémostase pendant au moins 7 minutes pour arrêter le saignement.
4. Enroulez un rouleau de gaze stérile autour des plaques et du cou de manière à ce que l’enveloppe soit bien en place pour maintenir la pression, mais pas trop serrée pour risquer de couper la circulation ou d’empêcher la respiration.
5. Arrêtez les anesthésiques (isoflurane et/ou propofol CRI).
6. Maintenez les moutons sous ventilateur avec 100% O₂ jusqu’à ce qu’ils respirent constamment par eux-mêmes.
   REMARQUE : Les signes que le mouton se réveille comprennent le mouvement, le clignement des yeux, la réponse à des stimuli douloureux, le tonus de la mâchoire ou des tentatives de mastication, et la respiration sans l’aide d’un ventilateur.
7. Une fois que le mouton est capable de respirer par lui-même, extuber (retirer la sonde TE) et retirer la sonde orogastrique.
8. Retirez tout l’équipement de surveillance et transférez les moutons dans un lit d’hôpital. Remettez-le dans la pièce du logement.
9. Aidez les moutons à rester en position couchée sternale ou lorsqu’ils tentent de se tenir debout jusqu’à ce qu’ils soient capables de garder l’équilibre par eux-mêmes. Empêchez-les de se heurter aux murs.
10. Une fois qu’ils semblent suffisamment éveillés, donnez-leur de petites quantités de foin ou de céréales.

6. Analyse des données

1. Exportez les données brutes d’angiographie 3D originales du logiciel d’imagerie d’angiographie au format de fichier DICOM.
2. Lancez le logiciel DICOM Viewer. Faites glisser et déposez le fichier d’angiographie 3D dans le visualiseur pour l’ouvrir (Figure 4A).
3. Dans le logiciel de visualisation DICOM, sélectionnez l’outil 3D MPR (Multi-Planar Reconstruction) pour générer une vue reconstruite en 3D des données d’angiographie. Cela présentera trois vues 2D distinctes sous trois angles différents : plans axial, sagittal (Figure 4B) et coronal (Figure 4C).
4. Ajustez le placement et l’orientation de la région cible dans les plans sagittal et coronal pour obtenir la position verticale souhaitée en plaçant la région cible au centre et en tournant la direction des lignes de référence sur chaque plan à l’aide d’un outil à main (Figure 4D).
5. Utilisez l’outil crayon de la visionneuse DICOM pour tracer le contour de la paroi du vaisseau dans la vue axiale de la région cible (Figure 4E). Le logiciel calcule et affiche automatiquement l’aire et le périmètre (circonférence) de la région au milieu de la vue axiale.
6. Utilisez l’équation (1) pour calculer la conformité, où A est l’aire de la section transversale (cm²) et P est la pression (mmHg) :
   (1)
7. Utilisez l’équation (2) pour calculer la distensibilité où C est la circonférence (cm) et P est la pression (mmHg) :
   (2)

Figure 4 : Analyse des données dans la visionneuse DICOM. (A) Données brutes de l’angiographie 3D chargées dans le visualiseur DICOM. (B) La section sagittale du greffon. (C) La section coronale. (D) Une véritable section efficace est visualisée après ajustement de l’angle sur les sections sagittale et coronale. (E) L’outil crayon est utilisé pour tracer le contour du récipient cible afin d’effectuer des mesures de circonférence et de section transversale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Résultats

Nous avons réalisé avec succès cette procédure avec plus de 25 moutons. Il est important de noter qu’il n’y a eu aucun cas de morbidité et de mortalité lié à cette procédure. Tous les moutons ont présenté des récupérations simples. Ces résultats représentatifs ont été obtenus sur trois moutons implantés avec des greffes de PTFE et trois moutons indigènes non opérés. La figure 5 présente les mesures de pression intravasculaire prises sur les deux groupes d’animaux étudiés au cours du protocol...

Discussion

L’observance et la distensibilité sont des propriétés clés de la fonction des vaisseaux sanguins, servant d’indicateurs de complications et d’interventions potentielles. Il est important de quantifier et de comparer avec précision les changements de ces paramètres pour évaluer l’efficacité du greffon. Notre méthode in vivo surmonte les limites de l’analyse ex vivo et maintient des résultats comparables. En comparant nos données in vivo aux données ex vivo présentées par Blum et al., le...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
0,035 » x 260 cm Rosen Curved Wire Guide	Cook Medical	G01253	Guide pour le placement de maintien des cathles d’échange (Multi-pistes, IVUS, etc)
0,035"x 150 cm Glidewire	Terumo	GR3507	Guide pour cath JR
0,9 % Chlorure de sodium Saline	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacie NCH	Pour diluer la norépinphérine, surveillance de la pression
10.0 Tube endotrachéal	Coviden	86117	Pour sécuriser les voies respiratoires
16 G IV cathéter	BD	382259	Pour administrer des fluides et des anesthésiques
22 G IV cathéter	BD	381423	Pour une pression artérielle invasive
5Fr x .35" JR2.5	Cook Medical  ;	G05035	Guide pour fil de rose
70 % alcool isopropylique	Aspen Vet	11795782	Solution de nettoyage topique
7Fr x 100 cm Multipiste	B. Braun	615001	Collecte de la pression, administration d’un contraste à un emplacement intravasculaire spécifique
9Fr Gaine d’introduction	Terumo	RSS901	Cathéter d’accès à travers la peau dans le vaisseau pour que les fils passent à travers la
cartouche ACT	Abbot Diagnostics	03P86-25	Temps de coagulation activé
Seringue angiographique avec pointe de remplissage	Guerbet	900103S	Pour injecteur de contraste
Carafe à sac	Advance Medical Designs, LLC	10-102	Perforations sac salin pour verser et remplir un bol stérile avec du sérum physiologique
Butorphanol	Zoetis	Pharmacie NCH	Médicament sédatif : Concentration 10 mg/mL, Posologie 0,1 mg/kg
Pack de recherche sur le cathétérisme	Cardinal Health	SAN33RTCH6	Pack de cathétérisme avec fournitures diverses
Cetacaine	Cetylite	220	Spray anesthésique topique
Chloraprep	BD	930825	Solution de nettoyage topique
Solution de chlorhexidine à 2 %	Vedco INC	VINV-CLOR-SOLN	Solution de nettoyage topique
Bandage extensible	conforme Coviden	2232	Enveloppe de cou pour éviter les saignements
Tubulure de raccordement	Deroyal	77-301713	Connecte l’orifice en T aux conduites de fluides/médicaments
Diazepam	Hospira Pharmaceuticals	NCH pharmacie Médicament	sédatif : Concentration 5 mg/mL, Posologie 0,5 mg/kg
Points de surveillance ECG	3M	2570
Kit d’administration de fluides	Alaris	2420-0007
Kit de réchauffement des fluides	Carefusion	50056
Hemcon Patch	Tricol Biomedical	1102	Patch pour l’hémostase
Héparine	Hospira, Inc	Pharmacie NCH	Angicoagulant : 1 000 unités USP/mL
Infinix-i INFX-8000C	Toshiba Medical Systems	2B308-124EN*E	Système d’angiographie interventionnelle
Transducteur de	pression invasifMedline	23DBB538	Pour la pression artérielle invasive
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmacie NCH	Anesthésique utilisé dans la salle de préparation
Kétamine	Hospira	Pharmaceuticals Pharmacie NCH	Médicament sédatif : Concentration 100 mg/mL, Posologie 4 mg/kg
Gelée lubrifiante	MedLine	MDS0322273Z	ET Lubrifiant pour tube
d’introduction de micropuncture	Cook Medical	G47945	Accès par la peau dans le vaisseau
Aiguille et seringues	Cardinal Health	309604	Pour la sédation
Norepinpherine Bitartrate Injection, USP	Baxter Healthcare Corporation	NCH pharmacie	1 mg/mL
Optiray 320	Liebel-Flarsheim Company, LLC	NCH	pharmacie Contraste  ;
Optixcare	Aventix	OPX-4252	Lubrifiant cornéen
OsiriX MD	Pixmeo SARL-DICOM		Logiciel de visualisation et d’analyse
Sac de perfusion de pression	Carefusion	64-10029	Pour maintenir la pression artérielle invasive
Propofol	Fresenius Kabi	NCH pharmacie	Anesthésique : Concentration 10 mg/mL, Posologie 20-45 mg· ; kg-1· ; h-1
Suture en soie 3-0	Ethicon	C013D	Pour sécuriser cathéter IV  ;
SoftCarry Stretcher	Four Flags Over Aspen	SSTR-4
Tube gastrique	Jorgensen Lab, INC	J0348R	Pour libérer les sucs gastriques et les gaz et prévenir les ballonnements
T-port	Medline	DYNDTN0001	Se connecte au cathéter IV
Sac de drainage d’urine	Coviden	3512	Se connecte au tube gastrique pour recueillir les sucs gastriques
Couverture chauffante	Laboratoire Jorgensen, INC	J1034B

Kit