Ici, nous présentons un protocole pour un test de cytotoxicité à médiation cellulaire (ADCC) dépendant des anticorps à l’aide d’un kit de dosage biologique ADCC. Cette méthode offre un outil précieux pour élucider le mécanisme de l’ADCC et évaluer le potentiel thérapeutique des anticorps dans l’immunothérapie du cancer.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Évaluation de la cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps dans les cellules cancéreuses à l’aide d’un essai biologique de prototoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
La méthode de cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps (ADCC) représente un outil important pour évaluer l’efficacité des anticorps thérapeutiques dans l’immunothérapie du cancer. L’évaluation de l’activité de l’ADCC dans les cellules cancéreuses est essentielle pour le développement et l’optimisation des traitements à base d’anticorps. Ici, nous proposons une approche méthodologique de l’utilisation d’un kit d’essai biologique ADCC pour l’évaluation quantitative de la réaction ADCC en utilisant des cellules cancéreuses de la thyroïde comme cellules effectrices. Le protocole implique la co-culture de cellules effectrices avec des cellules cancéreuses cibles dans différents ratios en présence d’un anticorps thérapeutique. Le kit d’essai biologique ADCC utilisé dans cette expérience comprend des cellules effectrices génétiquement modifiées exprimant un gène rapporteur de la luciférase sous le contrôle d’éléments de réponse du facteur nucléaire des cellules T activées (NFAT). Lors de la liaison de l’antigène de surface sur les cellules cibles avec les anticorps et les cellules effectrices, les cellules effectrices libèrent de la luciférase, permettant la quantification de la cytotoxicité par mesure du signal de luminescence. Contrairement aux tests ADCC conventionnels, cette méthode a prouvé la liaison de l’antigène cible avec des anticorps et des cellules effectrices, ce qui peut produire des résultats fiables dans un court laps de temps.
Introduction
La cytotoxicité à médiation cellulaire dépendante des anticorps (ADCC) est un mécanisme important par lequel les anticorps exercent des effets de destruction cellulaire à médiation immunitaire 1,2,3. Les cellules immunitaires sont activées en se liant à l’anticorps thérapeutique, qui interagit avec les antigènes de surface des cellules cibles pour libérer des granzymes, la perforine, conduisant à la mort cellulaire cible. Ces cellules immunitaires comprennent les cellules tueuses naturelles (NK) et les neutrophiles 2,3,4,5,6,7. Le test ADCC est devenu un outil important pour évaluer l’efficacité de l’anticorps thérapeutique 8,9.
Dans le test ADCC conventionnel, les cellules mononucléées du sang périphérique (PBMC) ou les cellules tueuses naturelles sont utilisées comme cellules effectrices pour surveiller l’efficacité d’un anticorps thérapeutique en quantifiant le taux de mort cellulaire de la cible. Notre méthode utilise un kit d’essai biologique ADCC qui comprend des cellules effectrices génétiquement modifiées exprimant un gène rapporteur de la luciférase sous le contrôle d’éléments de réponse NFAT (Nuclear Factor of Activated T-cellules). Nous quantifions ensuite la liaison de l’antigène de surface sur les cellules cibles avec l’anticorps et les cellules effectrices. Cette méthode est basée sur la réaction ADCC se produisant dans un court laps de temps sans nécessiter de cellules PBMC humaines. Les étapes expérimentales comprennent la co-culture de cellules effectrices avec des cellules cibles en présence d’anticorps thérapeutiques.
Au cours de l’incubation, l’anticorps thérapeutique se lie à l’antigène cible à la surface des cellules cibles, ce qui conduit à la liaison des cellules effectrices et du fragment Fc d’un anticorps. Cela active l’élément de réponse NFAT et libère des signaux de luminescence pour l’évaluation quantitative de la réaction ADCC.
Avant d’effectuer l’expérience, l’expression de l’antigène cible dans les cellules cibles doit être confirmée par cytométrie en flux ou par western blot. Les cellules cibles sont cultivées et passées dans des plaques de 96 puits pendant 24 heures avant l’expérience. Différentes concentrations d’un anticorps thérapeutique sont ajoutées avec différents nombres de cellules effectrices pour obtenir le rapport effecteur/cellule cible calculé.
Les étapes clés de cette méthode comprennent (1) la préparation des cellules cibles et des cellules effectrices, (2) les rapports entre les cellules effectrices et les cellules cibles, (3) la préparation de différentes concentrations de l’anticorps et (4) la variation de la durée de l’incubation. Après l’incubation, les signaux de luminescence sont mesurés à l’aide d’un luminomètre, ce qui permet d’obtenir une lecture quantitative de l’activité de l’ADCC. Comparée à d’autres méthodes de mesure de l’ADCC, cette méthode est relativement simple à utiliser et les résultats sont précis.
L’essai biologique rapporteur ADCC indique la liaison de l’antigène cible, de l’anticorps thérapeutique et des cellules immunitaires dans l’activation de la voie ADCC. Cette liaison active la transcription génique par la voie NFAT dans les cellules effectrices conçues par les cellules Jurkat avec le récepteur FcγRIIIa exprimant de manière stable, la variante V158 (haute affinité). L’élément de réponse NFAT médie l’expression de la luciférase dans les cellules effectrices10,11. L’activité biologique de l’anticorps dans le mécanisme d’action (MOA) de l’ADCC est quantifiée par le signal de la luciférase produit par la voie NFAT. Le signal de la luciférase dans les cellules effectrices - cellules Jurket exprimant le récepteur FcγRIIIa - est quantifié à l’aide d’un lecteur de luminescence (Figure 1). Le rapport signal/bruit du test est élevé.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
1. Détection de l’expression de l’EGFR et du VEGFR dans les cellules cibles
REMARQUE : Utilisez le western blot pour détecter l’expression de l’antigène cible dans les cellules cibles.
- Préparation des échantillons
- Cultivez les cellules (lignées cellulaires de cancer de la thyroïde humain BHT-101 et SW-1736) dans des flacons T75 à l’aide d’un milieu du Roswell Park Memorial Institute (RPMI) complété par 10 % de sérum de veau fœtal (FBS), 1 % de L-glutamine et 1 % d’antibiotiques (pénicilline-streptomycine).
- Récoltez les cellules lorsqu’elles sont confluentes à 80 % en retirant le milieu de culture et en lavant les cellules avec du PBS. Ajouter 5 mL de PBS et gratter les cellules à l’aide d’un grattoir cellulaire pour retirer les cellules de la fiole de culture. Transférez les cellules dans un tube conique de 15 ml.
- Comptez les cellules à l’aide d’un compteur de cellules.
- Aliquote 5 × 106 de cellules BHT-101 et SW-1736 dans des tubes coniques de 15 ml.
- Faites tourner les cellules à 135 × g pendant 5 min à température ambiante. Retirez le PBS surnageant.
- Lyser la pastille cellulaire en ajoutant 100 μL de tampon de lyse RIPA contenant des inhibiteurs de la protéase-phosphatase pendant 5 min sur de la glace. Transférez le lysat dans un tube de 2 ml, centrifugez-le à 15 000 × g pendant 15 minutes et transférez le surnageant dans un nouveau tube de 2 ml.
- Mesurez la concentration en protéines du lysat cellulaire à l’aide d’un kit de dosage d’acide bicinchoninique (BCA).
- Aliquote 70 μg de protéines de lysat cellulaire de chaque échantillon, ajouter 2x tampon d’échantillon Laemmli complété par 10 % de 2-mercaptoéthanol et faire bouillir les échantillons à 100 °C pendant 5 min pour la dénaturation des échantillons.
- Électrophorèse sur gel et transfert membranaire
- Préparez un gel de polyacrylamide de dodécylsulfate de sodium (SDS) à 8 % en utilisant de l’eau distillée (4,7 ml), de l’acrylamide à 30 % (2,7 ml), un tampon tris à 1,5 m, un pH de 8,8 (2,5 ml), du dodécylsulfate de sodium à 10 % (0,1 ml), du persulfate d’ammonium à 10 % (100 μL) et TEMED (10 μL).
- Analyser 70 μg des échantillons dénaturés dans le gel de polyacrylamide SDS à 8 % à 80 V pendant 20 min et à 120 V pendant 100 min.
- Transférez la protéine sur le gel dans une membrane de fluorure de polyvinylidène (PVDF) à 100 V pendant 90 min.
- Après le transfert, bloquer la membrane avec du lait écrémé à 7 % dilué dans un tampon TBS-T (20 mM Tris pH 7,6, 140 mM NaCl, 0,2 % Tween-20) pendant 1 h.
- Incubation d’anticorps
- Incuber la membrane bloquée avec des anticorps monoclonaux anti-récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR) de souris et anti-récepteur du facteur de croissance endothélial vasculaire (VEGFR) de lapin (dilués à 1:1 000 dans du lait écrémé à 7 %) pendant la nuit à 4 °C.
- Après l’incubation, laver soigneusement la membrane avec le tampon Tris-buffered saline-Tween (TBS-T) (20 mM Tris pH 7,6, 140 mM NaCl, 0,2 % Tween-20) pendant 7 min et répéter 4 fois.
- Incuber la membrane avec l’anticorps secondaire conjugué à la HRP (dilué à 1:4 000 dans du lait écrémé à 7 % [TBS-T]) pendant 1 h.
- Après l’incubation, laver soigneusement la membrane avec un tampon TBS-T pendant 7 minutes et répéter 4 fois.
- Détection des protéines
- Incuber la membrane dans un substrat HRP chimiluminescent préparé en mélangeant 1 mL de solution de peroxyde de substrat HRP avec 1 mL de réactif Luminol de substrat HRP (les deux réactifs proviennent du kit de substrat chimiluminescent) pendant 2 min.
- Visualisez la membrane à l’aide d’un système d’imagerie.
2. Préparation des cellules cibles
- Cultivez les lymphocytes T cibles, les cellules BHT-101 et SW-1736 de manière exponentielle jusqu’à ce qu’ils confluent à 80 % dans un milieu RPMI complété par 10 % de FBS, 1 % de L-glutamine et 1 % d’antibiotiques (pénicilline-streptomycine) dans des flacons T-75.
- Après avoir retiré le support, lavez les cellules une fois avec du PBS. Incuber les cellules avec 1 ml de tampon de dissociation cellulaire non enzymatique pendant 5 min pour déloger les cellules adhérentes. Ajouter du PBS pour arrêter la réaction du tampon de dissociation cellulaire non enzymatique. Faites tourner les cellules à 135 × g pendant 5 minutes et ajoutez 5 ml de PBS.
REMARQUE : Ici, nous utilisons un tampon de dissociation cellulaire non enzymatique pour préserver l’intégrité de la protéine de surface de la membrane. - Comptez les cellules et ensemencez-les à 15 000 cellules/puits dans des microplaques de polystyrène blanc à 96 puits avec un fond transparent et plat.
3. Préparation de différentes concentrations de l’anticorps thérapeutique
- Pour suivre ce protocole, utilisez le Cetuximab (anticorps chimérique anti-EGFR) pour lier l’EGFR et utilisez le Bevacizumab (anticorps anti VEGF-A humanisé) comme contrôle négatif.
- Préparez le tampon d’essai biologique ADCC en ajoutant 1,4 mL de sérum à faible teneur en IgG dans 33,6 mL de RPMI-1640 (fourni dans le kit).
- Utilisez le tampon ADCC Bioassay pour la dilution des anticorps. Préparez 400 μL de chaque anticorps en trois concentrations différentes : 30 μg/mL, 3 μg/mL et 0,3 μg/mL (concentration 3x) pour obtenir la concentration finale de 10 μg/mL, 1 μg/mL et 0,1 μg/mL pour une couverture à large spectre afin de détecter la dose optimale.
REMARQUE : Les concentrations finales d’anticorps sont basées sur 25 μL de cellules cibles cultivées, 25 μL de cellules effectrices et 25 μL d’anticorps dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
4. Préparation des cellules effectrices
- Stockez les cellules effectrices à -80 °C avant utilisation.
- Préchauffez le tampon d’essai biologique ADCC dans un bain-marie à 37 °C pendant au moins 30 minutes avant de l’utiliser.
- Décongelez les cellules effectrices de l’ADCC Bioassay dans un entrepôt frigorifique à -80 °C en les plaçant dans un bain-marie à 37 °C (environ 2-3 min). Basculez doucement et inspectez visuellement le flacon, mais ne le retournez pas pendant le processus de décongélation.
- Transférez 630ul de cellules effectrices dans un tube de 15 ml contenant 3,6 ml de tampon de dosage ADCC. Bien mélanger en retournant doucement le tube 2x.
5. Incubation de cellules effectrices avec des anticorps et des cellules cibles
- Après une nuit d’incubation, prélever le milieu des cellules cibles (15 000 cellules cancéreuses par puits) et ajouter 25 μL de tampon d’essai biologique ADCC et 25 μL de cetuximab (antagoniste de l’EGFR) et de bevacizumab (antagoniste du VEGF) pour obtenir la concentration finale de 0,1 μg/mL, 1 μg/mL ou 10 μg/mL des cellules cibles dans chaque puits, conformément à la figure 2.
- Ajoutez 75 000 cellules effectrices dans 25 μL de tampon d’essai biologique ADCC par puits dans la microplaque de 96 puits contenant les cellules cibles. Les puits étiquetés sans anticorps monoclonaux agissent comme un contrôle sans anticorps (figure 2).
- Ajoutez le tampon d’essai biologique ADCC dans les puits étiquetés AB (tampon d’essai biologique ADCC) pour le contrôle à blanc.
- Incuber la plaque pendant 6 h.
6. Lecture quantitative de l’activité de l’ADCC
- Préparez le réactif de dosage de la luciférase 4 h avant la mesure en ajoutant le tampon de dosage de la luciférase au substrat de dosage de la luciférase (lyophilisé).
- Après 6 h d’incubation des cellules cibles, des anticorps et des cellules effectrices, ajouter 75 μL de réactif de dosage de la luciférase dans chaque puits et incuber pendant 30 min.
- Après la période d’incubation, mesurez le signal de luminescence dans chaque puits à l’aide d’un luminomètre, fournissant une lecture quantitative de l’activité de l’ADCC.
- Pour l’analyse des données, calculez l’induction du pli comme suit :
Induction du pli = RLU (induit par les anticorps - arrière-plan) / RLU (pas de contrôle des anticorps - arrière-plan).
où RLU est constitué d’unités de luminescence relatives ; Les anticorps induits sont les puits B3 à B8 et C3 à C8 ; Pas de contrôle des anticorps = B2 et C2 ; Contexte = RLU moyen du puits A2 à A5 (figure 2).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
L’expression de l’EGFR et du VEGFR dans les cellules cibles BHT-101 et SW-1736 a été détectée à l’aide du western blot. L’expression de l’EGFR a été détectée dans les cellules BHT-101 et SW-1736, mais pas dans l’expression du VEGFR (Figure 3).
À l’aide du kit d’essai biologique ADCC, nous avons détecté la réaction ADCC de l’anticorps anti-EGFR, cetuximab, en utilisant des lignées cellulaires positives à l’EGFR, BHT-101 et SW-1736, comme cellules cibles. Le bevaciz...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Ici, nous avons présenté la méthode ADCC Bioassay pour évaluer la réaction ADCC d’un anticorps thérapeutique. La méthode est simple et utilise un format simple « ajouter-mélanger-lire » pour la mesure.
Avant de réaliser l’expérience, l’expression de l’antigène cible dans les cellules cibles doit être confirmée soit par cytométrie en flux, soit par western blot. La cytométrie en flux sera un meilleur outil pour détecter l’antigène de surface. Cependant, l’util...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Tous les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Nous sommes reconnaissants au Prof. Zeng (IMCB, A*STAR) de soutenir ce travail. Cette étude a été soutenue par la Fondation pour la jeunesse de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (NSFC) (82202231) et le Projet des sciences et technologies médicales et de la santé de la province du Zhejiang, en Chine (2021KY110,2024KY824).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 0,5 % Trypsine-EDTA | Gibco | 15400-054 | Diluer 10x dans du PBS pour obtenir 0,05 % de trypsine |
| 1x Tris Buffer Saline (TBS) | 1ère BASE | BUF-3030-1X1L | Pour le lavage membranaire dans le western blot |
| 1,5 M Tris Buffer, pH 8,8 | 1ère BASE | BUF-1419-1L-pH8.8 | Pour la préparation de gel SDS |
| 2-Mercaptoethanol | Sigma Aldrich | M7522-100ML | Pour la préparation d’échantillons de western blot |
| 30 % Acrylamide/Bis solution | Bio-Rad | #1610158 | Pour la préparation du gel SDS |
| 4x Laemmli Buffer | Bio-Rad | #1610747 | Pour la préparation d’échantillons de western blot |
| Microplaque de polystyrène blanc à 96 puits avec fond plat transparent | Corning Incorporated | 3610 | Pour le test ADCC |
| Cellules effectrices ADCC Bioassay (0,65 mL) | Promega | G7011 | Comprend dans le kit de base de bioessai rapporteur ADCC (Promega G7010), 1 x 1 flacon |
| Kit de base de bioessai rapporteur ADCC | Promega | G7010 | Mentionné comme kit de bioessai ADCC pour le test ADCC dans cette expérience |
| Persulfate d’ammonium | Sigma Aldrich | A3678-25G | Pour la préparation de gel SDS |
| Bevacizumab (anticorps anti-VEGF humanisé) | MVASI-Utilisation | comme anticorps de contrôle négatif dans le dosage ADCC | |
| BHT-101 | Institut Leibniz DSMZ | ACC279 | Lignée cellulaire du cancer de la thyroïde papillaire anaplasique humain ; |
| Tampon de dosage Bio-Glo Luciferase | Promega | G7941 | Comprend dans le kit de base de bioessai rapporteur ADCC (Promega G7010), 1 substrat |
| test Bio-Glo Luciferase de 10 ml (lyophilisé) | Promega | G7941 | Inclus dans le kit de base de bioessai rapporteur ADCC (Promega G7010), 1 x 1 flacon |
| Grattoir cellulaire | GenFollower | GD00235 | Pour retirer la cellule du flacon de culture |
| Cetuximab (anticorps anti-EGFR chimérique) | ERBITUX-Utilisation | en tant qu’anticorps thérapeutique dans le dosage ADCC | |
| Substrat HRP chimiluminescent | Merck Millipore | WBKLS0500 | Pour la détection des protéines dans le transfert western |
| Eau distillée | Gibco | 15230-162 | Pour la préparation de gel SDS |
| Sérum de veau fœtal (FBS) | Gibco | 10270-106 | Complément de milieu de culture |
| Système d’imagerie iBright CL1500 | Thermo Scientific | 2462621100038 | Pour la détection des protéines dans le western blot |
| L-glutamine, 200 | mM Gibco | 25030-081 | Complément de milieu de culture |
| Sérum à faible teneur en IgG | Promega | G7110 | Inclus dans le kit de base de bioessai rapporteur ADCC (Promega G7010), 1 x 4 mL |
| Megafuge 8R | Thermo Scientific | 42876589 | Centrifugeuse |
| Anticorps monoclonaux anti-EGFR de souris | BD Biosciences | 610016 | Anticorps primaire dans le western blot |
| Anticorps monoclonaux anti-VEGFR de souris | BD Biosciences | 571194 | Anticorps primaires dans le western blot |
| Tampon de dissociation cellulaire non enzymatique | Sigma Aldrich | C5789-100ML | Pour le prélèvement de cellules dans le flacon T75 |
| Pénicilline-Streptomycine | PAN Biotech | P06-07100 | Antibactérien pour milieu de culture |
| Phosphate salin tamponné (PBS), pH 7,2, stérile filtré | 1ère BASE | CUS-2048-1x1L | Utilisation comme solution de lavage pour cellules |
| Pierce BCA kit de dosage | Thermo Scientific | 23225 | Pour mesurer la concentration en protéines |
| Inhibiteur de protéase et de phosphatase | Thermo Scientific | A32959 | Pour la digestion des protéines dans la préparation d’échantillons pour le western blot |
| PVDF membrane (Immobilin-P) | Merck Millipore | IPVH00010 | Pour le transfert de protéines dans le western blot |
| Lapin anti-souris IgG, Fc&gamma ; Anticorps secondaire conjugué à la HRP | Jackson ImmunoResearch | 315-035-046 | Anticorps secondaire dans le |
| milieu du western blot Roswell Park Memorial Institute (RPMI) Capricorn | Scientific | RPMI-XA | Milieu de culture cellulaire |
| RPMI-1640 | Promega | G7080 | Inclus dans le kit de base d’essai biologique rapporteur ADCC (Promega G7010), 1 x 36 mL |
| Lait écrémé en poudre | Merck Millipore | 70166-500G | Pour le blocage membranaire dans le western blot |
| Dodécylsulfate de sodium | 1ère BASE | BIO-2050-500g | Pour la préparation de gel SDS |
| SW-1736 | Cytion | 300453 | Lignée cellulaire épidermoïde de cancer épidermoïde de la thyroïde humaine |
| T75 flacons de culture | SPL Lifesciences | 70075 | Flacon de culture cellulaire |
| Tecan Multimode Reader modèle Spark 10M | Tecan | 1607000294 | pour Quantification de la luminicence |
| TEMED | Bio-Rad | #1610801 | Pour la préparation de gel SDS |
| Tween-20 | Promega | H5151 | Pour le lavage membranaire dans le western blot |
| Analyseur de viabilité cellulaire Vi-cell XR Beckman | Coulter | AL15072 | Compteur de cellules |
Références
- Zahavi, D., AlDeghaither, D., O'Connell, Enhancing antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity: a strategy for improving antibody-based immunotherapy. Antib Ther. 1 (1), 7-12 (2018).
- Fenis, A., Demaria, O., Gauthier, L., Vivier, E. New immune cell engagers for cancer immunotherapy. Nat Rev Immunol. 24 (7), 471-486 (2024).
- Pinto, S., Pahl, J., Schottelius, A., Carter, P. J. Reimagining antibody-dependent cellular cytotoxicity in cancer: the potential of natural killer cell engagers. Trends Immunol. 43 (11), 932-946 (2022).
- Ochoa, M. C., et al. Antibody-dependent cell cytotoxicity: immunotherapy strategies enhancing effector NK cells. Immunol Cell Biol. 95 (4), 347-355 (2017).
- Wang, W., Erbe, A. K., Hank, J. A., Morris, Z. S. NK cell-mediated antibody-dependent cellular cytotoxicity in cancer immunotherapy. Front Immunol. 6, 368(2015).
- Chung, S., et al. Characterization of in vitro antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity activity of therapeutic antibodies - impact of effector cells. J Immunol Methods. 407, 63-75 (2014).
- Shimasaki, N., Jain, A., Campana, D. NK cells for cancer immunotherapy. Nat Rev Drug Discov. 19 (3), 200-218 (2020).
- Cheng, Z. J., et al. Development of a robust reporter-based ADCC assay with frozen, thaw-and-use cells to measure Fc effector function of therapeutic antibodies. J Immunol Methods. 414, 69-81 (2014).
- Parekh, B. S., et al. Development and validation of an antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity-reporter gene assay. MAbs. 4 (3), 310-318 (2012).
- Hogarth, P. M., Pietersz, G. A. Fc receptor-targeted therapies for the treatment of inflammation, cancer and beyond. Nat Rev Drug Discov. 11 (4), 311-331 (2012).
- Chung, S., et al. Quantitative evaluation of fucose reducing effects in a humanized antibody on Fcgamma receptor binding and antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity activities. MAbs. 4 (3), 326-340 (2012).
- Promega. ADCC Reporter Bioassay Core Kit Technical Manual. , https://www.promega.sg/-/media/files/resources/protocols/technical-manuals/101/adcc-reporter-bioassay-core-kit-protocol.pdf?rev=bec36264c0b6470591ded081377d207d&sc_lang=en (2023).
- Miller, A. S., Tejada, M. L., Gazzano-Santoro, H. Methods for measuring antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity in vitro. Methods Mol Biol. 1134, 59-65 (2014).
- Lo Nigro, C., et al. NK-mediated antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity in solid tumors: biological evidence and clinical perspectives. Ann Transl Med. 7 (5), 105(2019).
- Gómez Román, V. R., Murray, J. C., Weiner, L. M. Antibody Fc. Ackerman, M. E., Nimmerjahn, F. , Academic Press. 1-27 (2014).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
