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Article de méthode

Un modèle de stress social intégré multiple pour les troubles psychiatriques chez les souris femelles C57BL/6J

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DOI :

10.3791/67117

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15 juillet 2025

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1Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesiology, Xuzhou Medical University, 2Jiangsu Province Key Laboratory of Anesthesia and Analgesia Application Technology, Xuzhou Medical University, 3NMPA Key Laboratory for Research and Evaluation of Narcotic and Psychotropic Drugs, Xuzhou Medical University

Dans cet article

Résumé

En intégrant quatre facteurs de stress sociaux quotidiens, la présente étude décrit un modèle de stress social intégré multiple (MISS) pour les troubles psychiatriques chez les souris femelles C57BL/6J. Après dix jours d’exposition répétée à la MLS, les souris ont développé des phénotypes dépressifs et anxieux, fournissant ainsi un modèle animal naturel, basé sur l’étiologie, pour l’étude des troubles psychiatriques chez les sujets féminins.

Résumé

Bien que les femmes représentent la majorité des personnes souffrant de troubles psychiatriques, les études précliniques se sont presque exclusivement concentrées sur des sujets masculins, en partie à cause de l’absence de paradigmes animaux féminins idéaux. Développer des modèles efficaces pour étudier les troubles psychiatriques chez les animaux femelles reste un défi scientifique de longue date dans les sciences de la vie. Un modèle de « stress social intégré multiple (MISS) » chez des souris femelles C57BL/6J a récemment été établi en simulant et en intégrant des facteurs de risque sociaux qui contribuent au développement de troubles psychiatriques. Pour établir ce paradigme MISS, des souris femelles C57BL/6J ont été soumises au hasard chaque jour, pendant dix jours consécutifs, à une séquence de facteurs de stress : échec de la compétition sociale dans le test du tube, stress de défaite sociale par procuration modifié, stress de surpeuplement inévitable et isolement social ultérieur. Par rapport aux souris naïves, les souris exposées à MISS, présentaient des phénotypes dépressifs et anxieux, mesurés par la préférence pour le saccharose, la suspension de la queue, le champ ouvert et les tests de labyrinthe élevés. Ce paradigme offre un outil précieux pour étudier les mécanismes neurobiologiques sous-jacents à la dépression et à l’anxiété chez les femmes, en particulier celles dont l’étiologie est ambiguë et la symptomatologie complexe.

Introduction

Des centaines de millions de personnes vivent avec des troubles psychiatriques, les troubles anxieux et dépressifs étant les plus courants. Selon l’Organisation mondiale de la santé, plus de 280 millions et 301 millions de personnes dans le monde vivaient respectivement avec la dépression et l’anxiété en 20191. En raison de la pandémie de COVID-19, le nombre de personnes touchées par des troubles anxieux et dépressifs a considérablement augmenté, respectivement de 26 % et 28 %, en l’espace d’un an seulement. Parmi les personnes touchées, la prévalence au cours de la vie des troubles psychiatriques chez les femmes est près de deux fois plus élevée que chez les hommes2, les femmes présentant des symptômes plus graves, une déficience fonctionnelle plus importante, des phénotypes dépressifs atypiques, des rechutes plus fréquentes et une réponse plus faible aux médicaments 3,4,5.

Bien que les différences entre les sexes dans de nombreux aspects des troubles psychiatriques soient bien documentées 6,7,8, la plupart des recherches précliniques se sont principalement concentrées sur des sujets masculins, principalement en raison du manque de modèles animaux féminins appropriés 9,10. De ce fait, la pathogenèse de ces troubles chez les femmes reste mal comprise. Cela souligne le besoin urgent de développer des modèles animaux incluant des sujets féminins, ce qui faciliterait l’étude des mécanismes neurobiologiques sous-jacents aux troubles psychiatriques chez les femmes.

Un nombre croissant de modèles de stress social pour les souris femelles ont été développés sur la base du paradigme du stress de défaite sociale répétée (RSDS) 11,12,13,14. Par exemple, deux modèles RSDS récemment établis chez des souris femelles impliquaient une augmentation artificielle de l’agressivité masculine par l’application d’urine mâle sur des souris femelles et une activation chimiogénétique de la subdivision ventrolatérale de l’hypothalamus ventromédian chez les agresseurs mâles 11,12,13. Cependant, il a été avancé que ces comportements agressifs induits ne sont pas naturels et peuvent ne pas représenter des facteurs de stress pertinents pour les souris femelles10. De plus, la grossesse résultant d’un comportement croissant complique les études mécanistes ultérieures.

Un autre modèle modifié basé sur la RSDS est le paradigme du stress de défaite sociale par procuration, dans lequel les souris femelles sont témoins visuellement de la défaite sociale inter-mâle12. Des protocoles de défaite sociale entre femelles ont également été développés chez diverses souches de rongeurs 14,15,16. Malgré certaines préoccupations, les facteurs de stress sociaux utilisés dans ces deux derniers modèles semblent être plus pertinents sur le plan étiologique pour les troubles psychiatriques humains14. Un modèle idéal de dépression nécessite une validité conceptuelle (étiologique), ce qui signifie que les méthodes induisant le stress utilisées dans le modèle doivent refléter étroitement les causes réelles du trouble.

On pense que l’étiologie des troubles psychiatriques est multifactorielle, impliquant des facteurs biologiques, génétiques, environnementaux et psychosociaux. La manipulation de ces facteurs de risque chez les animaux de laboratoire est essentielle pour développer des modèles pertinents pour la recherche mécaniste et le dépistage de drogues. Les modèles animaux sociaux et non sociaux qui simulent un ou plusieurs facteurs de stress peuvent reproduire les symptômes de base et les altérations neurobiologiques associés aux troubles psychiatriques humains. Par exemple, le modèle de stress chronique léger (CMS) induit des phénotypes comportementaux neuropathologiques et dépressifs stables et efficaces en alternant au hasard des combinaisons de plusieurs facteurs de stress physiques (p. ex., litière humide, suspension de la queue, serrage de la queue, jeûne)17,18,19,20,21,22,23. Ces résultats suggèrent que la modélisation répétée de plusieurs facteurs de risque est une stratégie viable pour construire des paradigmes d’étude des troubles psychiatriques. Le modèle de stress chronique de défaite sociale (CSDS) est l’un des paradigmes les plus largement utilisés pour la dépression qui simule les facteurs de stress sociaux 24,25,26. Bien que ce modèle se limite à imiter un seul type de facteur de stress, sa pertinence étiologique a conduit à des progrès significatifs dans la recherche translationnelle. Par exemple, des études basées sur le CSDS ont identifié les canaux potassiques (K+) sur les neurones dopaminergiques de l’aire tegmentale ventrale comme des cibles clés médiant la résilience à la dépression, et ont mis en évidence les ouvreurs de canaux K+ de type KCNQ - tels que la retigabine (ézogabine) - comme des candidats antidépresseurs prometteurs chez les souris de type dépressif et les patients souffrant de dépression 27,28,29,30,31. En conséquence, plusieurs études fondamentales ont tenté de modifier le paradigme CSDS pour modéliser la dépression féminine en induisant une agression dirigée contre les femmes11,12. Les preuves ci-dessus soutiennent l’idée que l’intégration de multiples facteurs de stress sociaux avec une exposition répétée représente une direction importante pour le développement de modèles psychiatriques chez les animaux femelles.

Chez les souris femelles C57BL/6J, un paradigme de stress social intégré multiple (MISS) de 10 jours a récemment été développé pour modéliser les troubles psychiatriques, démontrant des validités étiologiques, faciales, conceptuelles et prédictives fiables32. Pour établir le modèle MEL, des souris femelles C57BL/6J ont été soumises au hasard chaque jour pendant 10 jours consécutifs à quatre facteurs de stress séquentiels : l’échec de la compétition sociale (test en tube), le stress de défaite sociale par procuration modifié, le stress de surpeuplement inéluctable et l’isolement social subséquent32. Cette étude fournit un protocole détaillé pour la modélisation du paradigme MISS.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de médecine de Xuzhou (approbation n° 202207S127) et ont été menées conformément aux directives des National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des souris femelles C57BL/6J (âgées de 7 à 8 semaines pour les souris sujettes ; de 10 à 14 semaines pour les candidats gagnants), de souris mâles C57BL/6J (âgées de 7 à 8 semaines pour le dépistage agressif des CD1) et des souris reproductrices CD1 retirées utilisées dans ces expériences ont été obtenues à partir d’une source commerciale. Toutes les souris ont été logées sous un cycle lumière/obscurité de 12 heures, avec de la nourriture et de l’eau fournies ad libitum33. Des mesures comportementales de base ont été prises, mais pas nécessairement pour chaque cohorte, avant le lancement du paradigme MELS, afin de s’assurer que les résultats comportementaux ultérieurs étaient attribuables à l’exposition au stress plutôt qu’à la variabilité individuelle. La figure 1 présente une vue d’ensemble de l’ensemble du protocole et la figure 2 les configurations expérimentales terminées. Des détails sur les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont fournis dans la table des matériaux.

1. L’accoutumance

  1. Habituation à l’environnement
    1. Désignez une pièce séparée exclusivement pour le protocole MISS, en maintenant une température constante (23 °C ± 2 °C), une humidité (50 %-60 %) et une intensité lumineuse (15-20 lux) sur un cycle lumière-obscurité de 12 heures.
      REMARQUE : Sauf indication contraire, hébergez les souris dans cette pièce pendant toute la période de modélisation.
    2. Préparez des cages à souris standard (L × l × H : 37 cm × 16 cm × 12 cm) avec des couvercles en fil d’acier et une litière en épis de maïs.
    3. Utilisez des souris femelles C57BL/6J âgées de 7 à 8 semaines comme souris sujets. Attribuez au hasard les souris à des groupes naïfs et MISS, et hébergez-les à cinq souris par cage.
      REMARQUE : Sélectionnez des souris femelles d’âge et de poids corporels comparables pour l’expérience.
    4. Utiliser des souris femelles C57BL/6J âgées de 10 à 14 semaines comme candidates pour le dépistagedes gagnants 30. Hébergez ces souris en groupes de quatre par cage pour établir des rangs sociaux stables.
    5. Utilisez des souris reproductrices CD1 mâles retirées comme candidates agresseurs. Hébergez les souris CD1 individuellement pour établir leur territorialité et prévenir les combats. Utiliser des souris mâles C57BL/6J élevées en cohorte (5 souris par cage, âgées de 7 à 8 semaines) comme intrus pour le dépistage agressif des CD1.
    6. Laissez toutes les souris s’habituer et récupérer du stress du transport pendant 7 jours après l’achat (Figure 1A1).
    7. Hébergez toutes les souris avec de la nourriture et de l’eau disponibles à volonté.
  2. Accoutumance aux tubes et à la manipulation
    1. Placez un court tube en acrylique (figure 2A ; 10 cm de long, 26 mm de diamètre intérieur) dans chaque cage de souris femelles et de candidates gagnantes. Laissez les souris s’acclimater aux tubes et apprenez à les traverser pendant 3 jours.
      REMARQUE : Le diamètre du tube doit être juste suffisant pour permettre à une souris adulte de passer en douceur sans se retourner.
    2. Manipulez les souris femelles et les candidates gagnantes pendant 1 à 2 minutes par jour pendant 3 jours afin de réduire le stress lié aux expérimentateurs inconnus (Figure 1A2).
    3. À la fin de la période d’accoutumance, marquez la queue de chaque souris avec un marqueur à base d’huile rouge ou noir.
      REMARQUE : Vérifiez régulièrement les marquages et réappliquez si nécessaire.

2. Formation pour la compétition de tubes, le dépistage des gagnants et le dépistage des agresseurs CD1

  1. Entraînement pour la compétition en tube
    REMARQUE : Pour plus de détails sur cette procédure, reportez-vous aux rapports précédents32,34.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, des candidates gagnantes, des tubes acryliques transparents (figure 2B ; 30 cm de long, 26 mm de diamètre intérieur), des bâtonnets en plastique, de l’éthanol à 75 % et des essuie-tout. Nettoyez la table, les tubes et les bâtonnets en plastique avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les signaux d’odeur.
    2. Saisissez doucement la queue de chaque souris sujette féminine ou candidate gagnante et placez la souris sur la table. Laissez-le explorer librement pendant environ 1 minute pour l’acclimatation à l’environnement.
    3. Tenez la souris par la queue et placez-la à une extrémité du tube.
      REMARQUE : Assurez-vous que la tête de la souris fait face à l’extrémité du tube, avec ses pattes avant touchant la table, pour minimiser le stress et faciliter l’entrée.
    4. Relâchez la queue une fois que la souris entre dans le tube et laissez-la passer volontairement.
      REMARQUE : Utilisez un bâton en plastique pour toucher doucement la queue si la souris s’arrête ou tente de faire marche arrière.
    5. Placez la souris à l’extrémité opposée du tube et répétez l’étape 2.1.4. Comptez les étapes 2.1.3 à 2.1.5 comme un cycle.
    6. Répétez les étapes 2.1.3 et 2.1.5 pendant deux cycles (Figure 1B1).
    7. Remettez la souris dans sa cage d’origine. Nettoyez le tube avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les odeurs, l’urine et les matières fécales.
      REMARQUE : Assurez-vous que le tube est propre, sec et exempt d’odeur résiduelle d’alcool avant de l’utiliser avec la souris suivante.
    8. Répétez les étapes 2.1.2 à 2.1.7 pour toutes les souris femelles pendant 3 jours consécutifs, en vous assurant que chaque souris s’habitue à passer dans le tube.
  2. Sélection des gagnants
    REMARQUE : Pour plus de détails sur cette procédure, reportez-vous aux rapports précédents32,34.
    1. Préparez des candidates féminines, des tubes (30 cm de long, 26 mm de diamètre interne), des bâtonnets en plastique, de l’éthanol à 75 %, des essuie-tout et une minuterie. Nettoyez et séchez l’équipement pour minimiser les indices d’odeur.
    2. Avant le dépistage, réentraînez chaque souris à passer dans le tube pendant un cycle. Tracez une ligne médiane visible sur le tube.
    3. Tenez les deux souris par leur queue et placez-les aux extrémités opposées du tube. Permettez-leur d’entrer et de se rencontrer à mi-chemin, puis relâchez-les simultanément et démarrez le chronomètre.
      REMARQUE : Utilisez des souris de la même cage pour chaque compétition.
    4. Identifiez le « gagnant » comme étant la souris qui pousse l’autre hors du tube ; Attribuez-lui 1 point. Le « perdant » reçoit 0 point.
      REMARQUE : Utilisez un bâton en plastique pour empêcher le gagnant de battre en retraite. Si les deux souris gèlent et ne battent pas en retraite dans les 1 minute, touchez doucement la queue de chaque souris avec des bâtonnets en plastique pour inciter à l’action.
    5. Inversez les positions de départ des souris et répétez les étapes 2.2.3-2.2.4, en marquant à nouveau le résultat (Figure 1B2).
    6. Remettez les deux souris dans leur cage d’origine et nettoyez soigneusement le tube avec de l’éthanol à 75 %.
    7. Utilisez un format de tourniquet pour associer chaque souris à tous les autres compagnons de la cage, en répétant les étapes 2.2.3 à 2.2.5 pour chaque paire.
      REMARQUE : Cette approche permet d’assurer un classement complet et équitable.
    8. Classez les souris en fonction des scores totaux. Sélectionnez la souris ayant obtenu le meilleur score dans chaque cage comme « gagnante » pour les expériences ultérieures.
  3. Dépistage de l’agresseur CD1
    REMARQUE : Pour plus de détails sur cette procédure, reportez-vous au rapportprécédent 35.
    1. Préparez des souris reproductrices CD1 retirées, des souris mâles C57BL/6J (intrus) et une minuterie.
    2. Placez une souris mâle C57BL/6J directement dans la cage d’un mâle CD1 (agresseur résident) pendant 3 min.
      REMARQUE : L’intrus ne peut pas s’échapper pendant la session.
    3. Enregistrez la latence jusqu’à la première attaque, le nombre d’attaques et la durée des comportements agressifs dans la période de 3 minutes comme indicateurs d’agressivité.
    4. Répéter les étapes 2.3.2 à 2.3.3 une fois par jour pendant 3 jours consécutifs en utilisant des souris intrus différentes chaque jour (figure 1B3).
    5. Sélectionnez des souris CD1 comme agresseurs pour d’autres expériences en fonction de deux critères : (1) elles doivent avoir attaqué dans au moins deux des trois sessions, et (2) leur latence d’attaque doit être inférieure à 1 minute dans chaque session.

3. Modélisation

REMARQUE : Cette étape implique une exposition aléatoire à la compétition sociale, à l’échec du test en tube, au stress de défaite sociale par procuration modifié et au stress de surpeuplement inévitable, suivi d’un isolement social, pendant 10 jours consécutifs.

  1. Échec de la concurrence sociale
    REMARQUE : Pour plus de détails, reportez-vous aux rapports précédents32,34.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, des souris « gagnantes » criblées, des tubes (30 cm de long, 26 mm de diamètre interne), des bâtonnets en plastique, de l’éthanol à 75 %, des serviettes en papier et une minuterie.
    2. Abritez à nouveau les souris femelles individuellement (1 souris par cage) et les souris naïves en groupes (5 souris par cage).
      REMARQUE : Déplacez les souris naïves dans de nouvelles cages de groupe au début de la modélisation. Il n’est pas nécessaire de changer de cage pendant la période de modélisation.
    3. Nettoyez la table, les tubes et les bâtonnets en plastique avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les signaux d’odeur.
    4. Retirez soigneusement les souris de leur cage domestique. Placez une souris MISS et une souris « gagnante » aux extrémités opposées du tube afin qu’elles avancent et se rencontrent au milieu. La souris MISS sera poussée hors du tube par le « gagnant ».
      REMARQUE : La taille plus grande, le poids corporel plus élevé et le rang social dominant du « gagnant » font en sorte que la souris expérimentale MISS perd presque toujours la compétition du tube. Si les souris restent immobiles pendant plus de 30 s, touchez doucement la queue du gagnant avec un bâton en plastique pour encourager la poussée.
    5. Changez la position des deux souris et répétez l’étape 3.1.4. Comptez les étapes 3.1.4 et 3.1.5 comme un cycle.
    6. Renvoyez les souris MISS et « gagnantes » dans leurs cages d’origine. Nettoyez la table, le tube et le bâton en plastique pour éliminer les odeurs.
    7. Introduisez une souris gagnante et répétez les étapes 3.1.4-3.1.5 avec la même souris MISS. Chaque souris MISS subit donc deux cycles consécutifs d’échec de la compétition de tubes (Figure 1C1, Figure 2E).
    8. Répétez les étapes 3.1.4 à 3.1.7 pour toutes les souris MISS pendant 10 jours consécutifs.
  2. Stress de défaite sociale par procuration modifié
    1. Préparez des souris reproductrices CD1 agressives retirées (logées individuellement), des souris C57BL/6J mâles, des souris MISS femelles et des couvercles en acrylique perforés (figure 2C ; L × l × H : 8 cm × 8 cm × 5,5 cm) avec des trous (5 × 5 dans le panneau supérieur, 3 × 5 dans les parois latérales ; chaque trou de 0,5 cm de diamètre).
    2. Placez une souris femelle MISS à l’intérieur de la cage d’un agresseur CD1, confinée sous un couvercle en acrylique perforé, pour permettre l’observation par procuration des interactions agressives.
      REMARQUE : Surveillez le basculement potentiel de la couverture en acrylique par la souris CD1 ou MISS. La réduction de la litière des épis de maïs dans les cages CD1 aide à prévenir le basculement.
    3. Introduisez une souris intruse mâle C57BL/6J dans la cage pour être attaquée physiquement par la souris CD1 pendant 10 min. La souris femelle MISS observe l’interaction à travers le couvercle perforé (Figure 1C2, Figure 2F).
      REMARQUE : Si la souris intrus est gravement blessée, mettez immédiatement fin à la session et traitez l’animal. L’utilisation de petits granulés d’épis de maïs améliore l’expérience immersive de la souris MISS en amplifiant le déplacement de la litière pendant les combats.
    4. Après 10 minutes, retirez l’intrus mâle et laissez la souris MISS femelle subir 5 minutes supplémentaires d’exposition sensorielle à la souris CD1.
    5. Répétez les étapes 3.2.3 à 3.2.4 deux fois de plus avec différents intrus masculins.
    6. Remettez la souris MISS dans sa cage d’origine. Surveillez et traitez toute blessure chez les intrus mâles.
    7. Nettoyez les couvertures en acrylique perforé et balayez toute litière renversée.
    8. Répéter les étapes 3.2.2 à 3.2.5 en utilisant un nouvel éleveur de CD1 retiré pendant 10 jours consécutifs.
  3. Stress de surpeuplement inéluctable
    1. Préparez des souris femelles MEL, un manchon blanc opaque (Figure 2D ; L × l × H : 14 cm × 10 cm × 20 cm), cages à souris standard avec litière en épis de maïs, 75 % d’éthanol, serviettes en papier et une minuterie.
    2. Placez le manchon opaque à l’intérieur d’une cage standard avec litière.
    3. Introduisez 12 à 15 souris femelles (toutes des souris MISS ou mélangées à d’autres femelles) dans le manchon pendant 30 minutes par jour (Figure 1C3, Figure 2G).
      REMARQUE : Ajustez le nombre de souris en fonction de leur taille pour assurer l’encombrement sans piétiner. Empêchez les fuites en couvrant le manchon avec un couvercle perforé transparent si nécessaire.
    4. Remettez les souris dans leurs cages domestiques et nettoyez le manchon avec de l’éthanol à 75 %.
    5. Répétez l’étape 3.3.3 pendant 10 jours consécutifs.
  4. Isolement social
    1. Préparez des souris femelles MISS et des cages à souris standard avec de la litière d’épis de maïs.
    2. Domestiquez les souris MISS individuellement lorsqu’elles ne sont pas soumises à un échec à la compétition sociale, à un stress de défaite par procuration ou à un stress de surpeuplement pendant le reste de la période de modélisation de 10 jours (Figure 1C4, Figure 2H).
      REMARQUE : Les souris naïves sont doucement transférées par la queue dans une cage temporaire, puis renvoyées dans leur cage d’origine sans aucune exposition au stress. Fournir de la nourriture et de l’eau à volonté, comme pour les souris MISS.

4. Tests comportementaux

REMARQUE : Des expériences comportementales sont menées dans la semaine suivant la modélisation pour évaluer les comportements dépressifs et anxieux chez la souris. Avant chaque test, les souris femelles sont déplacées dans la salle de test comportemental (éclairage de 15 à 20 lux) pour 1 heure d’accoutumance. Après chaque test, les souris sont renvoyées dans leur logement d’origine.

  1. Test de préférence pour le saccharose
    REMARQUE : Pour plus de détails, reportez-vous aux rapports précédents36, 37 et 38.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, des bouteilles (50 ml) avec des tubes à bille, des cages à souris standard avec des couvercles en fil d’acier, du saccharose, une balance électronique, un cylindre gradué, un agitateur, du papier de pesée, de l’eau, un cahier et un stylo.
    2. Hébergez toutes les souris sujettes femelles (souris naïves et MISS) individuellement.
    3. Remplissez les bouteilles d’eau potable (~2/3 du volume).
      REMARQUE : Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite des bouteilles avant de commencer l’expérience.
    4. Poursuivez avec chaque souris deux bouteilles remplies d’eau placées côte à côte pour 2 jours d’accoutumance.
    5. Préparez de l’eau de saccharose à 1 % (1 g de saccharose pour 99 ml d’eau).
    6. Au début de l’essai, remplacez l’eau d’une bouteille par une solution de saccharose à 1 %. Notez les poids initiaux des deux bouteilles.
    7. Après 12 h, notez à nouveau le poids des bouteilles et inversez les positions des bouteilles pour éviter le biais de position.
    8. Après 24 h, notez les poids finaux et calculez la préférence de saccharose comme suit :Préférence de saccharose ( %) = (Consommation de saccharose / Consommation totale de liquide) × 100
    9. À la fin du test, renvoyez les souris dans leurs cages domestiques avec des bouteilles d’eau ordinaires.
    10. Nettoyez soigneusement toutes les bouteilles et les tubes à bille avec de l’eau.
  2. Essai de suspension de la queue
    REMARQUE : Cet essai32 peut être effectué sur la même cohorte de souris ou sur une cohorte distincte, selon le plan expérimental. Dans cette étude, il a été réalisé 3 jours après le test de préférence en saccharose.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, une boîte de test de suspension de la queue (55 cm de haut × 60 cm de large × 12 cm de profondeur), du ruban adhésif, un chronomètre, de l’alcool à 75 % et des serviettes en papier.
    2. Configurez le système de suivi vidéo39. Définissez une zone active et lancez l’enregistrement.
    3. Nettoyez la boîte de test avec de l’éthanol à 75 %.
    4. Collez doucement la souris à ~2 cm de l’extrémité de la queue et suspendez-la à l’envers, en vous assurant que sa tête est à ~25 cm du fond de la boîte.
      REMARQUE : Minimisez le balancement et évitez le stress inutile.
    5. Enregistrer le comportement à l’aide du logiciel de suivi35 6 min. Utilisez le temps d’immobilité des 4 dernières minutes pour l’analyse.
      REMARQUE : L’immobilité est définie comme l’absence de mouvement avec le corps suspendu passivement. Exclure les données si la souris tombe ou grimpe.
    6. Détachez soigneusement le ruban adhésif et remettez la souris dans sa cage d’origine.
  3. Test en champ libre
    REMARQUE : Pour plus de détails, reportez-vous aux rapports précédents40,41.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, une boîte de test en plein champ (40 cm × 40 cm × 40 cm), de l’éthanol à 75 % et des serviettes en papier.
    2. Configurez le système de suivi vidéo. Divisez virtuellement l’arène en 4 × 4 sous-zones ; Définissez les 4 unités centrales comme la zone centrale et les autres comme la zone périphérique.
    3. Nettoyez la boîte de test avec de l’éthanol à 75 %.
    4. Placez doucement la souris concernée au centre de la boîte, la tête tournée dans la même direction. Laissez-le explorer pendant 5 min.
      REMARQUE : Utilisez une palette pour le transfert afin de réduire le stress de la manipulation.
    5. Enregistrez la distance totale parcourue et le temps passé dans la zone centrale à l’aide du système de suivi vidéo.
    6. À la fin du test, remettez la souris dans sa cage d’origine et nettoyez l’appareil.
  4. Test de labyrinthe élevé et supérieur
    REMARQUE : Pour plus de détails, reportez-vous au rapport précédent32.
    1. Préparez des souris sujettes femelles, un labyrinthe surélevé, de l’éthanol à 75 % et des serviettes en papier.
      REMARQUE : Le labyrinthe se compose de deux pistes perpendiculaires (50 cm au-dessus du sol), chacune avec deux bras (30 cm de long × 5 cm de large). Un ensemble a des murs de 15 cm de haut (bras fermés), tandis que l’autre ensemble est ouvert. La zone centrale est de 5 cm × 5 cm.
    2. Configurez le système de suivi vidéo et définissez les bras ouverts, les bras fermés et la zone centrale.
    3. Nettoyez le labyrinthe avec de l’éthanol à 75 %.
    4. Placez doucement la souris au centre du labyrinthe, face à un bras ouvert. Permettre une exploration libre pendant 5 min.
      REMARQUE : Utilisez une palette pour minimiser le stress lors de la mise en place.
    5. Enregistrez le temps passé dans chaque bras à l’aide du système de suivi.
      REMARQUE : Si une souris tombe du labyrinthe, excluez ses données.
    6. Remettez la souris dans sa cage d’origine et nettoyez soigneusement le labyrinthe.

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Résultats

Pour déterminer si l’exposition à la MISS induit des changements comportementaux de type dépressif, des souris femelles C57BL/6J (n = 16 par groupe ; la taille de l’échantillon déterminée par l’analyse de puissance, voir le fichier supplémentaire 1 et le fichier supplémentaire 2) soumises au paradigme MISS ont été évaluées à l’aide des tests de préférence de saccharose et de suspension de la queue, qui évaluent les principaux symptômes de dépression-anhédonie et de désespoir com...

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Discussion

Un nombre croissant d’études se sont concentrées sur l’élaboration de modèles spécifiques aux femmes pour les troubles psychiatriques en utilisant les paradigmes du stress de défaite sociale chronique (CSDS) 11,13,14. Par exemple, dans deux modèles femelles CSDS récemment établis, l’agression masculine envers les souris femelles a été induite artificiellement soit en enrobant des souris femelles...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

La présente étude a été soutenue par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31970937 et 82271255), le programme d’équipe innovante et entrepreneuriale de la province du Jiangsu, le projet de développement social du programme clé de R&D de la province du Jiangsu (BE2023690) et le programme d’innovation de recherche et de pratique de troisième cycle de la province du Jiangsu (KYCX22_2932, KYCX23_2952).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
75 % d’alcoolAladdinA171299-500 mLUtilisé pour stériliser et nettoyer le matériel et les instruments de laboratoire
Flacon avec bec roulantBouteille d’eau potable sur mesure(50 ml) avec bouchon en caoutchouc avec bec sphérique pour le test de préférence du saccharose
C57BL/6J souris femelles. Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd219C57BL/6J Les souris femelles âgées de 7 à 8 semaines sont utilisées comme souris sujettes, et les souris âgées de 10 à 14 semaines sont utilisées comme candidates gagnantes
C57BL/6J souris mâles.souris femelles C57BL/6J âgées de 7 à 8 semaines sont utilisées comme souris sujettes, et les souris âgées de 10 à 14 semaines sont utilisées comme candidates gagnantes219souris mâles C57BL/6J âgées de 8 à 16 semaines comme intrus pour le dépistage agressif des CD1.
Labyrinthe surélevé et-au-dessusdu sol). Chaque piste est dotée de deux bras opposés (30 cm de long et 5 cm de large). L’une des pistes a des murs hauts (15 cm de haut, bras fermés), et l’autre n’a pas de murs hauts (bras ouverts). La zone d’intersection est appelée la zone centrale (5 cm & times ; 5 cm)
Souris reproductrices mâles CD-1 retirées  ; Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd201Souris reproductrices mâles CD-1 à la retraite âgées de 4 à 6 mois en tant que candidates agresseursBoîte
test en plein champfabriquée sur mesure(L & fois ; W & fois ; H : 40 cm & temps ; 40 cm & temps ; 40 cm) pour le test en plein champ
Couverture perforéeCouverture perforée transparente sur mesure (L & times ; W & fois ; H : 8 cm & temps ; 8 cm & temps ; 5,5 cm) pour la protection des femelles contre le contact physique direct avec les souris CD1 (avec 5 × ; 5 trous dans le plafond supérieur et 3 × ; 5 trous dans les parois latérales, chaque trou a un diamètre de 0,5 cm)
Manchonenplastique non transparent fabriqué sur mesure (L × ; W & fois ; H : 14 cm & temps ; 10 cm & temps ; 20 cm) pour tenir les souris dans l’exposition à l’encombrement
Cage à souris standard avec dessus en fil d’acierSuzhou Fengshi Laboratory Equipment Co., Ltd.FS-SAGIVC-X30Cage de souris standard (L & fois ; W & fois ; H : 37 cm & temps ; 16 cm & temps ; 12 cm) avec dessus en fil d’acier
SaccharoseSigmaV900116Utilisé pour préparer une solution de saccharose à 1 % dans le test de préférence du saccharose
Boîte de suspension de queueBoîte en acrylique blanc fabriquée sur mesure(H & fois ; W & fois ; D : 55 cm & fois ; 60cm & temps ; 12cm) pour le test de suspension de queue  ;   ;
Tubes acryliquestransparents fabriqués sur mesureTubes acryliques transparents de 26 mm de diamètre intérieur : 30 mm de long pour la compétition de tubes, 10 mm de long pour l’adaptation des tubes.
Système de suivi vidéo (SMART V3.0)Panlab76-0695Utilisé pour suivre, enregistrer et analyser les trajectoires d’activité et les durées des mouvements des souris
Les sur mesure Le labyrinthe surélevé se compose de perpendiculaires qui se croisent sur des pistes surélevées (à 50 cm de Boîte ouverte en acrylique blanc

Références

  1. Mental disorders. , WHO. https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/mental-disorders (2025).
  2. Huang, Y., et al. Prevalence of mental disorders in China: A cross-sectional epidemiological study. Lancet Psychiatry. 6 (3), 211-224 (2019).
  3. Kulkarni, J. Why depression in women is so misunderstood. Nature. 608 (7924), S54(2022).
  4. Labonté, B., et al. Sex-specific transcriptional signatures in human depression. Nat Med. 23 (9), 1102-1111 (2017).
  5. Bangasser, D. A., Cuarenta, A. Sex differences in anxiety and depression: Circuits and mechanisms. Nat rev neurosci. 22 (11), 674-684 (2021).
  6. Najt, P., Fusar-Poli, P., Brambilla, P. Co-occurring mental and substance abuse disorders: A review on the potential predictors and clinical outcomes. Psychiatry Res. 186 (2-3), 159-164 (2011).
  7. Marcus, S. M., et al. Sex differences in depression symptoms in treatment-seeking adults: Confirmatory analyses from the sequenced treatment alternatives to relieve depression study. Compr Psychiatry. 49 (3), 238-246 (2008).
  8. Khan, A., Brodhead, A. E., Schwartz, K. A., Kolts, R. L., Brown, W. A. Sex differences in antidepressant response in recent antidepressant clinical trials. J Clin Psychopharmacol. 25 (4), 318-324 (2005).
  9. Beery, A. K., Zucker, I. Sex bias in neuroscience and biomedical research. Neurosci Biobehav Rev. 35 (3), 565-572 (2011).
  10. Lopez, J., Bagot, R. C. Defining valid chronic stress models for depression with female rodents. Biol Psychiatry. 90 (4), 226-235 (2021).
  11. Harris, A. Z., et al. A novel method for chronic social defeat stress in female mice. Neuropsychopharmacology. 43 (6), 1276-1283 (2018).
  12. Iniguez, S. D., et al. Vicarious social defeat stress induces depression-related outcomes in female mice. Biol Psychiatry. 83 (1), 9-17 (2018).
  13. Takahashi, A., et al. Establishment of a repeated social defeat stress model in female mice. Sci Rep. 7 (1), 12838(2017).
  14. Newman, E. L., et al. Fighting females: Neural and behavioral consequences of social defeat stress in female mice. Biol Psychiatry. 86 (9), 657-668 (2019).
  15. Trainor, B. C., et al. Sex differences in social interaction behavior following social defeat stress in the monogamous California mouse (Peromyscus californicus). PLoS One. 6 (2), 17405(2011).
  16. Logan, R. W. Adapting social defeat stress for female mice using species-typical interfemale aggression. Biol Psychiatry. 86 (9), e31-e32 (2019).
  17. Chai, H., et al. Antidepressant effects of rhodomyrtone in mice with chronic unpredictable mild stress-induced depression. Int J Neuropsychopharmacol. 22 (2), 157-164 (2019).
  18. Baker, S., Bielajew, C. Influence of housing on the consequences of chronic mild stress in female rats. Stress. 10 (3), 283-293 (2007).
  19. Ayuob, N. N., Firgany, A. E. L., El-Mansy, A. A., Ali, S. Can ocimum basilicum relieve chronic unpredictable mild stress-induced depression in mice. Exp Mol Pathol. 103, 153-161 (2017).
  20. Cavigelli, S. A., et al. Timing matters: The interval between acute stressors within chronic mild stress modifies behavioral and physiologic stress responses in male rats. Stress. 21 (5), 453-463 (2018).
  21. D'aquila, P. S., Brain, P., Willner, P. Effects of chronic mild stress on performance in behavioural tests relevant to anxiety and depression. Physiol Behav. 56 (5), 861-867 (1994).
  22. Erburu, M., et al. Chronic mild stress and imipramine treatment elicit opposite changes in behavior and in gene expression in the mouse prefrontal cortex. Pharmacol Biochem Behav. 135, 227-236 (2015).
  23. Grippo, A. J., Moffitt, J. A., Johnson, A. K. Evaluation of baroreceptor reflex function in the chronic mild stress rodent model of depression. Psychosom Med. 70 (4), 435-443 (2008).
  24. Becker, C., et al. Repeated social defeat-induced depression-like behavioral and biological alterations in rats: Involvement of cholecystokinin. Mol Psychiatry. 13 (12), 1079-1092 (2008).
  25. Bondar, N., et al. Molecular adaptations to social defeat stress and induced depression in mice. Mol Neurobiol. 55 (4), 3394-3407 (2018).
  26. Golden, S. A., Covington, H. E., Berton, O., Russo, S. J. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nat Protoc. 6 (8), 1183-1191 (2011).
  27. Costi, S., Han, M. H., Murrough, J. W. The potential of KCNQ potassium channel openers as novel antidepressants. CNS Drugs. 36 (3), 207-216 (2022).
  28. Costi, S., et al. Impact of the KCNQ2/3 channel opener ezogabine on reward circuit activity and clinical symptoms in depression: Results from a randomized controlled trial. Am J Psychiatry. 178 (5), 437-446 (2021).
  29. Friedman, A. K., et al. KCNQ channel openers reverse depressive symptoms via an active resilience mechanism. Nat Commun. 7, 11671(2016).
  30. Tan, A., et al. Effects of the KCNQ channel opener ezogabine on functional connectivity of the ventral striatum and clinical symptoms in patients with major depressive disorder. Mol Psychiatry. 25 (6), 1323-1333 (2020).
  31. Wang, H. R., et al. Kcnq channels in the mesolimbic reward circuit regulate nociception in chronic pain in mice. Neurosci Bull. 37 (5), 597-610 (2021).
  32. Zhai, X., et al. Multiple integrated social stressnduces depressive-like behavioral and neural adaptations in female C57bl/6j mice. Neurobiol Dis. 190, 106374(2024).
  33. Zhang, G., et al. Neural and molecular investigation into the paraventricular thalamic-nucleus accumbens circuit for pain sensation and non-opioid analgesia. Pharmacol Res. 191, 106776(2023).
  34. Fan, Z., et al. Using the tube test to measure social hierarchy in mice. Nat Protoc. 14 (3), 819-831 (2019).
  35. Zhang, H., et al. Alpha1- and beta3-adrenergic receptor-mediated mesolimbic homeostatic plasticity confers resilience to social stress in susceptible mice. Biol Psychiatry. 85 (3), 226-236 (2019).
  36. Krishnan, V., et al. Molecular adaptations underlying susceptibility and resistance to social defeat in brain reward regions. Cell. 131 (2), 391-404 (2007).
  37. Vialou, V., et al. Serum response factor promotes resilience to chronic social stress through the induction of deltafosb. J Neurosci. 30 (43), 14585-14592 (2010).
  38. Yohn, C. N., et al. Chronic non-discriminatory social defeat is an effective chronic stress paradigm for both male and female mice. Neuropsychopharmacol. 44 (13), 2220-2229 (2019).
  39. SMART VIDEO TRACKING Software. , https://www.Panlab.Com/en/products/smart-video-tracking-software-panlab (2025).
  40. Cho, J. R., et al. Dorsal raphe dopamine neurons modulate arousal and promote wakefulness by salient stimuli. Neuron. 94 (6), 1205-1219.e8 (2017).
  41. Liu, Y., et al. Protective effects of luteolin on cognitive impairments induced by psychological stress in mice. Exp Biol Med (Maywood). 238 (4), 418-425 (2013).
  42. Senst, L., Baimoukhametova, D., Sterley, T. L., Bains, J. S. Sexually dimorphic neuronal responses to social isolation. Elife. 5, e18726(2016).
  43. Gh, W. Comparative psychology monographs. Hunter, W. S. 2, 1-27 (1923).
  44. Burke, A. W., Broadhurst, P. L. Behavioural correlates of the oestrous cycle in the rat. Nature. 209 (5019), 223-224 (1966).
  45. Van Doeselaar, L., et al. Chronic social defeat stress in female mice leads to sex-specific behavioral and neuroendocrine effects. Stress. 24 (2), 168-180 (2021).
  46. Zhao, W., et al. Behaviors related to psychiatric disorders and pain perception in c57bl/6j mice during different phases of estrous cycle. Front Neurosci. 15, 650793(2021).
  47. Becker, J. B., Prendergast, B. J., Liang, J. W. Female rats are not more variable than male rats: A meta-analysis of neuroscience studies. Biol Sex Differ. 7, 34(2016).
  48. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neurosci Biobehav Rev. 40, 1-5 (2014).

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Un modèle de stress social intégré multiple pour les troubles psychiatriques chez les souris femelles C57BL/6J
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