Article de méthode

Co-culture de cellules épithéliales, mésenchymateuses, endothéliales et immunitaires dérivées d’iPSC pour modéliser l’intégrité de la barrière des voies respiratoires dans la santé et les maladies pulmonaires

DOI :

10.3791/67247

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6 décembre 2024

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1Sanford Consortium for Regenerative Medicine, 2Sanford Burnham Prebys Medical Discovery Institute, 3Department of Pediatrics, University of California, San Diego School of Medicine

Dans cet article

Résumé

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Cet article décrit la génération d’un modèle complexe de barrière respiratoire multicellulaire composé d’épithélium pulmonaire, de mésenchyme, de cellules endothéliales et de macrophages dérivés de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) dans une culture d’interface air-liquide.

Résumé

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Le tissu pulmonaire humain est composé d’un réseau interconnecté d’épithélium, de mésenchyme, d’endothélium et de cellules immunitaires allant des voies respiratoires supérieures du nasopharynx au plus petit sac alvéolaire. Les interactions entre ces cellules sont cruciales dans le développement et la maladie pulmonaires, agissant comme une barrière contre les produits chimiques nocifs et les agents pathogènes. Les modèles actuels de co-culture in vitro utilisent des lignées cellulaires immortalisées avec des antécédents biologiques différents, qui peuvent ne pas représenter avec précision le milieu cellulaire ou les interactions pulmonaires. Nous avons différencié les iPSC humaines en organoïdes pulmonaires 3D (contenant à la fois l’épithélium et le mésenchyme), en cellules endothéliales et en macrophages. Ceux-ci ont été co-cultivés dans un format d’interface air-liquide (ALI) pour former une barrière apicale épithéliale/mésenchymateuse investie de macrophages et d’une barrière endothéliale basolatérale (iAirway). iAirways dérivé d’iPSC a montré une réduction de l’intégrité de la barrière en réponse à une infection par des virus respiratoires et des toxines de cigarette. Ce système de co-culture pulmonaire multi-lignées fournit une plate-forme pour étudier les interactions cellulaires, les voies de signalisation et les mécanismes moléculaires sous-jacents au développement pulmonaire, à l’homéostasie et à la progression de la maladie. Les iAirways imitent étroitement la physiologie humaine et les interactions cellulaires, peuvent être générés à partir d’iPSC dérivées du patient et peuvent être personnalisés pour inclure différents types de cellules des voies respiratoires. Dans l’ensemble, les modèles iAirway dérivés d’iPSC offrent un outil polyvalent et puissant pour étudier l’intégrité de la barrière afin de mieux comprendre les facteurs génétiques de la maladie, la réponse aux agents pathogènes, la régulation immunitaire et la découverte ou la réaffectation de médicaments in vitro, avec le potentiel de faire progresser notre compréhension et notre traitement des maladies des voies respiratoires.

Introduction

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La barrière hémato-air dans les grandes voies respiratoires comprend la trachée, les bronches et les bronchioles. Il joue un rôle crucial dans le maintien de la santé respiratoire et est composé de l’épithélium des voies respiratoires, de la membrane basale, des vaisseaux sanguins et des cellules endothéliales, ainsi que des cellules immunitaires. Les cellules épithéliales primaires des voies respiratoires englobent les cellules basales, les cellules massues, les cellules ciliées et les cellules caliciformes. Les cellules basales, agissant comme les cellules souches de l’épithélium des voies respiratoires, sont des progéniteurs multipotents avec des capacités de prolifération et d’auto-renouvellement élevées, donnant naissance à des cellules épithéliales matures des voies respiratoires1. Les cellules club sont des cellules sécrétoires non ciliées qui contribuent au maintien de la muqueuse des voies respiratoires en sécrétant des protéines protectrices et des tensioactifs2. Les cellules caliciformes, situées dans la lumière et dans les glandes sous-muqueuses, sécrètent des mucines pour piéger les débris et protéger les voies respiratoires3. Les cellules ciliées font partie intégrante du mécanisme d’escalade mucociliaire, empêchant l’accumulation de micro-organismes nocifs4. La membrane basale est constituée d’une matrice extracellulaire, qui fournit un support structurel5. La trachée et le reste des voies respiratoires sont entourés d’un riche réseau de vaisseaux sanguins, qui sont tapissés de cellules endothéliales qui jouent un rôle essentiel dans le soutien de la fonction trachéale en fournissant des nutriments et de l’oxygène, en éliminant les déchets, en régulant l’inflammation et en contribuant à la réparation des tissus et à l’angiogenèse6. Enfin, les macrophages des voies respiratoires sont des cellules immunitaires spécifiques aux tissus, essentielles pour protéger le système respiratoire contre les infections, éliminer les particules inhalées et maintenir une réponse immunitaire équilibrée7.

L’action coordonnée des cellules épithéliales, mésenchymateuses, endothéliales et macrophages est essentielle pour une réponse immunitaire efficace aux agents pathogènes dans les voies respiratoires8. Les cellules épithéliales forment la première ligne de défense contre les infections virales en agissant comme une barrière physique, avec des jonctions serrées limitant le passage des substances nocives. L’action coordonnée des cellules ciliées et des cellules caliciformes aide à piéger et à éliminer les particules inhalées, les agents pathogènes et les débris4. De plus, les cellules épithéliales des voies respiratoires produisent des cytokines et des chimiokines pour recruter des cellules immunitaires9. Les cellules endothéliales maintiennent l’intégrité vasculaire, empêchant la propagation des particules virales dans la circulation sanguine, régulent à la hausse les molécules d’adhésion (VCAM-1) pour faciliter l’adhésion des cellules immunitaires et produisent des cytokines pro-inflammatoires pour recruter les cellules immunitaires de la circulation sanguine vers le site de l’infection10. Les macrophages des voies respiratoires engloutissent et digèrent les particules virales, les cellules infectées et les débris, présentent des antigènes viraux aux lymphocytes T et produisent des cytokines pour activer et recruter d’autres cellules immunitaires, ainsi que des interférons de type I pour inhiber la réplication virale11. L’action coordonnée des cellules épithéliales, mésenchymateuses, endothéliales et macrophages crée un système de défense robuste et dynamique qui protège les voies respiratoires contre les infections virales et maintient la santé respiratoire.

Comprendre les interactions dynamiques entre les différents types de cellules du poumon humain est crucial pour comprendre la réponse du poumon aux infections virales, aux maladies inflammatoires et à l’administration de médicaments. Les co-cultures in vitro permettent d’étudier la signalisation cellule-cellule entre l’épithélium, les cellules endothéliales et les cellules immunitaires innées12. Nous avons développé le premier modèle pulmonaire authentique de type multicellulaire dérivé d’hiPSCs spécifiques au patient13. Celui-ci intègre à la fois des populations de cellules épithéliales et mésenchymateuses, formées dans une orientation 3D. Par la suite, les cellules progénitrices pulmonaires peuvent être différenciées en un « organoïde des voies respiratoires »14, cultivées sur des inserts de culture cellulaire stériles et exposées à une interface air-liquide (ALI), reproduisant les conditions des voies respiratoires humaines 15,16,17. Les cellules endothéliales dérivées d’iPSC sont cultivées sur le côté basolatéral de la membrane, imitant leur orientation dans les voies respiratoires humaines, situées sous la couche épithéliale/mésenchymateuse de la membrane basale. Enfin, des macrophages dérivés d’iPSC sont ajoutés à la face apicale de la membrane, interagissant avec les cellules épithéliales et attendant les signaux d’activation (Figure 1A). Ce modèle reproduit avec précision la biologie et la fonction des voies respiratoires. Nous postulons que les cultures iAirway authentiques de type multicellulaire dérivées d’hiPSC, spécifiques au patient et les mieux adaptées pour élucider la réponse aiguë intrinsèque de la barrière des voies respiratoires et des agents pathogènes, y compris les infections virales. Par exemple, ce modèle peut être utilisé pour (1) étudier l’entrée et la réplication virales, (2) étudier la réponse immunitaire initiale des cellules immunitaires épithéliales et tissulaires spécifiques, (3) examiner l’intégrité et la fonction de la barrière, (4) tester l’efficacité des agents thérapeutiques et (5) étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la pathogenèse dans un modèle spécifique au patient.

Cet article décrit un protocole détaillé pour la préparation de co-cultures pulmonaires multicellulaires afin d’étudier les réponses cellulaires aux infections virales.

Protocole

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Ce protocole d’étude a été approuvé par le comité d’examen institutionnel du programme de protection de la recherche humaine de l’UCSD (181180). Ce protocole utilise de petites molécules et des facteurs de croissance pour diriger la différenciation des cellules souches pluripotentes en cellules des voies respiratoires, cellules endothéliales et macrophages. Ces cellules sont ensuite co-cultivées sur des inserts de culture cellulaire et polarisées dans une interface air-liquide. Les détails des réactifs, des consommables et de l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux. Les compositions des milieux et des tampons sont fournies dans le Fichier supplémentaire 1.

1. Génération d’organoïdes des voies respiratoires dérivés d’iPSC (jours 1 à 30)

REMARQUE : Ce protocole décrit les étapes requises pour générer des organoïdes des voies respiratoires dérivés d’iPSC (figure 1B), selon la méthodologie décrite dans Leibel et al.13. Le processus comprend l’induction de l’endoderme définitif (jours 1 à 3), la génération de l’endoderme antérieur de l’intestin antérieur (jours 4 à 6) et la différenciation en progéniteurs pulmonaires (jours 7 à 16). La méthodologie détaillée se trouve dans la publication précédente13. Les étapes suivantes détaillent la génération d’organoïdes des voies respiratoires à partir des progéniteurs pulmonaires.

  1. Extraction et dissociation des sphéroïdes progéniteurs pulmonaires à partir d’un polymère ECM (jour 17)
    1. Décongeler le polymère de la matrice extracellulaire (MEC) (8-9 mg/mL) sur de la glace.
    2. Aspirer des milieux usés, à l’aide d’un aspirateur, à partir d’organoïdes pulmonaires intégrés dans la MEC.
      REMARQUE : Pour les étapes d’aspiration suivantes, utilisez un aspirateur à vide, sauf indication contraire.
    3. Ajoutez 1 mL de dispase à 2 U/mL complétée par 10 μM d’inhibiteur de ROCK1 (ROCKi) dans les cellules et utilisez une pipette P1000 pour remettre manuellement en suspension les progéniteurs pulmonaires dans la MEC. Incuber pendant 30 min à 37 °C, en remettant le mélange en suspension toutes les 15 minutes pour améliorer l’efficacité de la dissociation des dispases grâce à un traitement mécanique.
    4. 15 min avant l’utilisation, placez 45 ml de PBS à température ambiante dans un congélateur à -20 °C pour refroidir. Assurez-vous que le PBS est inférieur à 4 °C pour une dépolymérisation ECM optimale dans les étapes suivantes.
    5. Après 30 min d’incubation de la dispase, transférez l’organoïde et la solution de dispase dans un tube conique de 15 ml.
    6. Ajouter du PBS réfrigéré (2 mL par 1 mL de protéase) pour laver et recueillir les restes d’organoïdes et de MEC de la plaque. Remettre les organoïdes en suspension à l’aide d’une pipette P1000 et centrifuger à 400 x g pendant 5 min.
      REMARQUE : Toutes les étapes de centrifugation sont effectuées à température ambiante, sauf indication contraire dans ce protocole.
    7. Après centrifugation, une pastille ECM trouble avec des organoïdes devrait être visible. Aspirez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pipette, en évitant la pastille ECM.
    8. Effectuez un deuxième lavage PBS avec du PBS réfrigéré, remettez en suspension à l’aide d’une pipette P1000 et centrifugez à 400 x g pendant 5 min. Aspirer le surnageant à l’aide d’une pipette, en laissant ~100 μL de solution résiduelle.
    9. Ajoutez 2 ml de protéase semblable à la trypsine aux organoïdes dans le tube conique de 15 ml. Remettre en suspension à l’aide d’une pipette P1000. Incuber pendant 10 à 12 minutes à 37 °C, en inversant ou en retournant le tube pour remettre le mélange en suspension à mi-chemin de l’incubation.
      REMARQUE : Effectuez 10 à 12 minutes de dissociation de la protéase de type trypsine pour faire passer les organoïdes sous forme d’agrégats.
    10. Après 12 min, arrêtez la réaction de protéase de type trypsine en ajoutant 2 mL de FBS à 2 % dans le milieu de base (Stop Media, voir le fichier supplémentaire 1). Remettre la solution en suspension à l’aide d’une pipette P1000 et centrifuger à 400 x g pendant 5 min.
    11. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les organoïdes dans les milieux d’arrêt complétés par 10 μM de ROCKi. Prélever un échantillon de 10 μL pour le comptage cellulaire à l’aide d’un hémocytomètre et de bleu trypan. Gardez les organoïdes sur de la glace pendant le dénombrement.
    12. Calculez le volume nécessaire pour obtenir 100 000 cellules par puits. La cellule aliquote s’agrège dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL et centrifuge pendant 5 min à 400 x g. Éliminer l’excès de surnageant, en laissant 10 μL de milieu résiduel.
    13. Remettre en suspension la pastille cellulaire dans 200 μL de polymère ECM froid (éviter les bulles et agir rapidement pour éviter une polymérisation prématurée). Ajouter 200 μL du mélange ECM et cellule au fond de chaque puits dans une plaque de 12 puits. Laisser l’ECM polymériser partiellement à température ambiante dans l’enceinte de biosécurité pendant 5 min.
    14. Transférez la plaque dans un incubateur à 37 °C pendant 30 à 60 minutes pour terminer la polymérisation ECM. Ensuite, ajoutez 1,5 mL de milieu d’induction organoïde des voies respiratoires (Fichier supplémentaire 1).
    15. Changez de milieu tous les deux jours pendant 14 jours jusqu’au jour 30. Si le milieu jaunit dans les 24 heures, augmentez le volume à 2 ml.

2. Génération de cellules endothéliales dérivées d’iPSC (jours 1 à 14)

REMARQUE : La procédure suivante détaille la génération de cellules endothéliales à partir d’iPSC (Figure 1C), adaptée de Patsch et al.18. Cette méthode comprend la préparation des plaques, la différenciation des iPSC, l’induction, le tri et l’expansion des cellules endothéliales. Le tableau 1 énumère les anticorps utilisés dans cette étude.

  1. Placage des iPSC pour la différenciation endothéliale (Jour 0)
    1. Commencer la différenciation des cellules endothéliales lorsque les hiPSC atteignent une confluence de 70 à 80 %. Ajouter 10 μM de ROCKi Y-27632 dans chaque puits une heure avant la dissociation.
    2. Aspirer le milieu, laver les puits avec 1 mL de PBS puis dissocier les iPSC en ajoutant 1 mL de solution de détachement cellulaire par puits d’une plaque à 12 puits. Incuber pendant 20 min à 37 °C.
    3. Neutralisez la solution de décollement cellulaire en ajoutant 2 mL de milieu d’arrêt dans les puits. Pipette pour obtenir une suspension unicellulaire. Transférez les cellules dans un tube conique de 15 mL et centrifugez pendant 5 min à 300 x g.
    4. Aspirer le surnageant, remettre en suspension les iPSC dans des milieux de culture iPSC complétés par 10 μM de ROCKi, et effectuer une numération cellulaire. Plaque 100 000 hiPSC par puits d’une plaque de 12 puits revêtue d’ECM dans 1 mL de milieu de culture iPSC avec 10 μM de ROCKi. Incuber toute la nuit à 37 °C.
      REMARQUE : La densité d’ensemencement pour la différenciation iPSC-endothélial peut nécessiter une optimisation par lignée cellulaire. Évaluez l’efficacité de la différenciation à l’aide de la cytométrie en flux pour CD31 le jour 6.
  2. Induction latérale du mésoderme (jours 1-3)
    1. Aspirer un milieu de culture de CSPi à partir de CSPi en plaques et ajouter 3 mL de milieu de base N2B27 complété par 6 μM de CHIR et 25 ng/mL de BMP4 par puits (Fichier supplémentaire 1). Réchauffez le média avant de l’ajouter aux cellules. Ne changez pas de support pendant 3 jours.
  3. Induction des cellules endothéliales (jours 4-5)
    1. Le jour 4, aspirer le milieu N2B27 et ajouter 2 ml de milieu de différenciation endothéliale (EDM) complété par 200 ng/mL de VEGF165 et 2 μM de forskoline par puits. Changez de média le jour 5.
  4. Tri et replacage des cellules endothéliales (Jour 6)
    1. Le jour 5 ou 6, préparez une fiole T75 enrobée de fibronectine pour l’enrichissement par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS) en reconstituant 1 mg de fibronectine dans de l’eau stérile pour obtenir une solution de fibronectine de 100 μg/mL. Enduire le ballon T75 de 6 mL de solution de fibronectine et incuber à température ambiante pendant une heure. Aspirez la solution de fibronectine et lavez-la à l’eau stérile. Laissez sécher la fiole T75 à température ambiante. Les flacons supplémentaires fabriqués peuvent être conservés à 4 °C.
    2. Préparer les milieux d’entretien endothéliale (EMM)18.
    3. Au jour 6, enrichissez les cellules endothéliales dérivées d’iPSC via FACS à l’aide de l’anticorpsCD31 18.
    4. Ajouter 10 μM de ROCKi Y-27632 dans chaque puits une heure avant la dissociation à 37 °C. Aspirez le milieu et lavez-le avec du PBS. Ajouter 1 mL de solution de détachement cellulaire préchauffée par puits d’une plaque de 12 puits et incuber pendant 8 à 10 minutes à 37 °C.
    5. Pipeter doucement pour assurer le détachement d’une seule cellule. Transférez les cellules dans un tube conique de 15 ml et ajoutez un volume égal de milieu d’arrêt. Centrifugeuse pendant 5 min à 300 x g.
    6. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules endothéliales dans 1 mL de milieu d’arrêt complété par 10 μM de ROCKi.  Faites passer les cellules à travers un filtre de 70 μm en ajoutant d’abord 1 ml de média d’arrêt pour mouiller le filtre, puis pipetez les cellules à travers le filtre. Prélever un échantillon de 10 μL pour le comptage cellulaire à l’aide d’un hémocytomètre et de bleu trypan. Gardez les cellules sur la glace pendant le dénombrement.
    7. Effectuez un comptage cellulaire. Préparez une aliquote de 200 000 cellules comme témoin négatif non coloré. Transférez les cellules restantes dans un tube Eppendorf de 1,5 ml et ajoutez 10 μL de CD31-APC pour 1 million de cellules dans 100 μL de tampon FACS. Incuber pendant 30 min sur un rotateur à 4 °C.
    8. Une fois l’incubation terminée, centrifugez le tube d’Eppendorf avec les cellules pendant 5 min à 300 x g, lavez les cellules en ajoutant 1 ml de PBS. Répétez deux fois l’étape de lavage et de centrifugation. Retirez manuellement le surnageant entre les lavages.
    9. Remettre en suspension la pastille cellulaire dans 1 mL de tampon FACS et 5 ug/mL de solution DAPI pour la coloration de viabilité, 5 minutes avant le tri. Tri selon les directives institutionnelles.
    10. Recueillir les cellules triées par FACS dans un tube conique de 15 mL avec 2 mL d’EMM. Centrifuger le tube conique de 15 ml avec des cellules pendant 5 min à 300 x g. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules endothéliales dans 10 mL d’EMM complété par 10 μM de ROCKi Y-27632 et de pénicilline streptomycine (1 %).
    11. Transférez les cellules endothéliales dérivées d’iPSC enrichies en FACS dans le ballon enrobé de fibronectine. Répartissez uniformément les cellules et placez-les dans un incubateur à 37 °C pendant la nuit.
      REMARQUE : Utilisez un minimum de 500 000 cellules et un maximum de 2 000 000 cellules par fiole T75.
  5. Expansion et cryoconservation de cellules endothéliales triées (Jour 7+)
    1. Changez le support EMM tous les 2-3 jours après l’enrichissement FACS. Une fois que le ballon T75 devient confluent (environ 7 jours après le FACS, en fonction de la densité d’ensemencement), les cellules endothéliales dérivées d’iPSC peuvent être utilisées pour la co-culture ou cryoconservées pour des applications futures.
    2. Préparer une solution de congélation endothéliale 2x avant la dissociation cellulaire (80 % Endo-CM2, 20 % DMSO, 20 μM de ROCKi).
    3. Étiquetez les tubes cryogéniques dans un stylo résistant à l’éthanol avec les informations correspondantes. ID de la ligne, numéro de passage, milieu de culture, « décongélation dans un 6 puits », date de gel.
    4. Lorsque les cellules endothéliales dérivées d’iPSC triées sont confluentes, amorcer la dissociation.
    5. Laver la fiole T75 avec 5 ml de PBS -/-.
    6. Dissocier les cellules endothéliales dérivées d’iPSC avec 5 ml de protéase de type trypsine par T75. Incuber les cellules à 37 °C PENDANT 10 min, en vérifiant périodiquement le T75 pour vérifier que les cellules se sont soulevées.
    7. Neutralisez la réaction en ajoutant 5 mL de milieu d’arrêt. Transvasez 10 ml de cellules en solution dans un tube de 15 ml. Centrifugeuse à 300 x g pendant 5 min.
    8. Aspirez le surnageant, mettez à nouveau en suspension les cellules endothéliales dans un milieu E-CBM et prélevez un échantillon de 10 μL pour le comptage à l’aide d’un hémacytomètre.
    9. Après numération cellulaire, aliquote 1 million de cellules par 0,5 mL de milieu EGM2.
      REMARQUE : L’étape suivante est sensible au temps. Préparez les cryoflacons et les récipients de congélation à utiliser immédiatement.
    10. Aliquote volume égal de solution de congélation 2x aux cellules endothéliales. La concentration finale est de 90 % d’Endo-CM2, 10 % de DMO et 10 μM de ROCKi (1 mL/1 million de cellules).
    11. Transférez immédiatement les flacons bouchés dans une chambre de congélation et placez-les à -80 °C pendant la nuit, puis dans de l’azote liquide (-180 °C) le lendemain pour un stockage à long terme.

3. Génération de macrophages dérivés d’iPSC (Jour 1 - 26)

REMARQUE : Cette procédure décrit les étapes de génération de macrophages à partir d’iPSC (Figure 1D), adaptée de van Wilgenburg et al.19 et de Pouyanfard et al.20. Il couvre l’adaptation unicellulaire des iPSC, la différenciation des corps embryoïdes, la formation des progéniteurs des macrophages et la maturation des macrophages.

  1. Adaptation unicellulaire d’iPSC
    1. Lorsque les iPSC atteignent une confluence de ~70 % à 90 % sans signes visibles de différenciation, commencer le passage unicellulaire avec une protéase de type trypsine.
    2. Aspirez le support usagé et rincez-le avec du PBS. Retirer le PBS et ajouter de la protéase semblable à la trypsine (1 ml/puits d’une plaque à 6 puits, 500 μL/puits d’une plaque à 12 puits). Incuber à 37 °C pendant 2 à 5 minutes jusqu’à ce que les colonies d’iPSC se dissocient de la plaque.
    3. Neutraliser la protéase de type trypsine avec un volume égal de milieu stop (1 ml/puits d’une plaque à 6 puits, 500 μL/puits d’une plaque à 12 puits). Centrifuger les cellules à 200 x g pendant 5 min.
    4. Aspirez le surnageant et remettez doucement en suspension les cellules dans des milieux de culture iPSC avec 10 μM de ROCKi. Passage sur de nouvelles plaques revêtues d’ECM. Répétez l’opération pendant 2-3 passages avant de cryoconserver ou d’utiliser les iPSC adaptées à une seule cellule.
      REMARQUE : Ajustez le rapport de passage de 1:2 à 1:10 en fonction de la santé et de l’adaptation des cellules. De plus, les iPSC qui ont subi au moins trois passages unicellulaires et qui sont à faible passage produisent des différenciations macrophages optimales.
  2. Formation du corps embryoïde (jours 0-6)
    1. Lorsque les iPSC adaptées à une seule cellule atteignent une confluence de ~75 %, les iPSC sont acheminées avec une protéase de type trypsine conformément aux étapes 3.1 à 3.4.
    2. Remettre les cellules en suspension dans le milieu d’arrêt et les passer à travers une crépine de 70 μm dans un tube conique frais de 50 mL pour éliminer les grumeaux. Remettre les cellules en suspension et prélever un échantillon de 10 μL pour le comptage des cellules à l’aide d’un hémacytomètre.
    3. Pour la génération de corps embryoïde (EB), 8 000 à 50 000 cellules sont plaquées par puits d’une plaque à très faible fixation (ULA) à 96 puits. Calculez le nombre total de cellules nécessaires pour ensemencer 60 puits d’une plaque ULA de 96 puits.
      REMARQUE : La densité d’ensemencement des CSPi peut nécessiter une optimisation par lignée cellulaire.
    4. Centrifugeuse iPSC en 15 mL conique à 200 x g pendant 5 min. Aspirez le surnageant.
    5. Pour 480 000 iPSC (8 000 cellules/puits dans 60 puits), remettre en suspension dans un milieu à induction EB de 6 mL (100 ul/puits dans 60 puits).
    6. Ajoutez 150 μL de PBS dans les 36 puits extérieurs d’une plaque ULA à fond rond de 96 puits.
    7. Résuspendez et transférez les iPSC dans les supports EB vers une auge de supports. À l’aide d’une pipette multicanaux, ajoutez 100 μL/puits de suspension cellulaire dans les 60 puits centraux de la plaque ULA à 96 puits. Remettre en suspension les iPSC dans les milieux EB par intermittence pour assurer une distribution uniforme des cellules.
    8. Centrifuger la plaque à 96 puits à 300 x g pendant 5 min à 4 °C (si disponible). Transvaser les plaques dans un incubateur à 37 °C.
    9. Après 48-72 h, changer 50 μL du média (changement de demi-média). Vérifiez la formation de kystes après 6 jours.
      REMARQUE : Certaines lignées iPSC forment des EB plus tôt ou plus facilement que d’autres. Surveillez la formation d’EB et assurez-vous que les EB sont transférés au moment approprié (ils devraient développer des kystes).
  3. Enrobage de gélatine et transfert d’EB pour la formation de progéniteurs de macrophages (jours 6 à 19)
    1. Préparez deux plaques à 6 puits recouvertes de gélatine à 0,1 %. Ajouter 1 mL de gélatine à 0,1 % par puits et incuber à température ambiante pendant 20 min. Aspirez la solution de gélatine et laissez les plaques sécher dans la hotte pendant 30 à 60 min.
    2. Transférez les EB de la plaque à 96 puits vers les plaques à 6 puits recouvertes de gélatine à l’aide d’une pipette sérologique de 2 mL. Répartissez environ 8 à 10 EB par puits d’une plaque recouverte de gélatine à 6 puits.
    3. Retirez avec précaution les résidus de fluide EB utilisés lors du transfert. Ajouter 2 mL de milieu de culture de macrophages 1 (Mac-CM1) par puits. Incuber les EB sans être dérangés à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 5 à 7 jours.
      REMARQUE : Idéalement, une plaque de 96 puits de corps embryoïdes peut être divisée en deux plaques de 6 puits. Si les EB sont peu développés, le nombre d’EB transférés par plaque à 6 puits peut être ajusté pour optimiser l’étape de différenciation des iPSC en corps embryoïdes.
  4. Génération de progéniteurs de macrophages
    1. Remplacez les 2/3 du support deux fois par semaine, en augmentant le volume à 3 ml si la couleur du support change.
    2. Vérifiez les cultures entre les jours 8 et 19 pour déterminer si elles sont prêtes pour la récolte des progéniteurs de macrophages. Si les EB se détachent, transférez-les dans une plaque fraîchement enduite de Mac-CM1 et incubez sans être dérangés pendant 7 jours.
      REMARQUE : Le maintien du complexe formation des progéniteurs des macrophages est vital pour le développement et la génération continue des progéniteurs des macrophages. Des complexes optimisés de formation de progéniteurs de macrophages généreront continuellement des progéniteurs myéloïdes pendant 2 à 6+ mois.
  5. Prélèvement des progéniteurs myéloïdes (jours 19-26+)
    1. Lorsqu’il y a des cellules progénitrices de macrophages en suspension, récoltez le milieu avec les cellules et transférez-le dans un tube conique de 50 ml. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min et retirer délicatement le surnageant.
    2. Remettre en suspension les progéniteurs de macrophages dans Mac-CM2 et transférer dans une boîte/fiole de culture stérile non traitée. Incuber à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 3-4 jours.
      REMARQUE : Selon le nombre de cellules prélevées, transvaser dans une boîte de Pétri de 10 cm (3 à 4 puits d’une plaque à 6 puits), une fiole T25 (1 à 2 puits d’une plaque à 6 puits) ou une fiole T75 (plaque pleine à 6 puits) avec le volume de milieu approprié. Utiliser 5 à 6 ml de milieu pour une fiole T25, 10 à 12 ml de milieu dans une boîte de Pétri et 12 à 15 ml de milieu pour une fiole T75. Pour les récoltes ultérieures, les progéniteurs myéloïdes et les cellules macrophages peuvent être regroupés à partir des récoltes précédentes s’ils proviennent de la même lignée/complexe myéloïde formant. Assurez-vous simplement que le ballon est suffisant pour maintenir et alimenter le nombre de cellules dans le(s) flacon(s). Les macrophages ne prolifèrent pas ; Ils sont générés à partir de progéniteurs de macrophages. Les macrophages peuvent être regroupés et maintenus pendant 2 à 6 semaines sans perdre de marqueurs d’expression.
  6. Récolte des macrophages
    REMARQUE : Après 14 jours de différenciation des macrophages dans les milieux Mac-CM2, les cultures de macrophages sont prêtes pour la co-culture ou l’analyse par cytométrie en flux.
    1. Recueillir les supports usagés et les transférer dans un tube conique de 50 ml. Rincez le ballon/la plaque avec du PBS pour éliminer les résidus de milieu et les cellules.
    2. Ajouter le milieu de base dans le ballon (3 mL pour le T25 et 5 mL pour le T75) et détacher les cellules du fond du ballon ou de la plaque à l’aide d’un grattoir stérile. Transférez les cellules dans un tube conique et répétez le grattage si nécessaire.
    3. Centrifugeuse à 200 x g pendant 5 min à température ambiante. Retirez soigneusement le surnageant et remettez les cellules en suspension dans un milieu ou un tampon approprié pour une utilisation ultérieure.

4. Co-culture de cellules des voies respiratoires, de cellules endothéliales et de macrophages

REMARQUE : Cette procédure décrit les étapes de la co-culture de cellules des voies respiratoires, de cellules endothéliales et de macrophages (Figure 1A) à l’aide d’inserts de culture cellulaire, adaptés de Costa et al.12.

  1. Revêtement ECM d’inserts de culture cellulaire pour la co-culture (Jour 0 de la co-culture)
    1. Enduire les inserts de culture cellulaire en polyester (PET) à pores de 3,0 μm avec une solution ECM de 4 mg/mL. Enduire brièvement la face apicale des inserts de culture cellulaire à l’intérieur de la plaque avec 4 mg/mL de solution ECM. Pipeter la solution résiduelle ECM. Placez la plaque dans l’incubateur pendant 1 h à 37 °C.
    2. Procurez-vous une grande boîte de Pétri (100 mm x 20 mm ou 150 mm x 20 mm). À l’aide d’une pince à épiler propre, transférez stérilement les inserts de culture cellulaire de la plaque à 12 puits dans la grande boîte de Pétri. Retournez les inserts de manière à ce que le côté basolatéral soit droit.
    3. Enduire la face basolatérale d’une solution ECM à 4 mg/mL. Pipeter la solution résiduelle ECM. Placez la boîte de Pétri avec les inserts de culture cellulaire recouverts d’ECM dans un incubateur à 37 °C pour qu’elle sèche pendant la nuit.
  2. Dissociation et mise en plaques de cellules endothéliales dérivées d’iPSC (Jour 1 de la co-culture)
    1. Lavez la fiole T75 avec du PBS et aspirez la solution. Ajouter 5 mL de protéase semblable à la trypsine dans la fiole T75 et incuber à 37 °C pendant 8 min. Évaluer visuellement que les cellules endothéliales se sont soulevées du flacon.
      REMARQUE : Augmentez le temps de dissociation de la protéase de type typsine si les cellules endothéliales dérivées de l’iPSC ne se sont pas soulevées du flacon.
    2. Tapoter le ballon pour assurer le détachement des cellules endothéliales et transférer les cellules dans un cône de 15 ml. Ajouter 5 mL de Stop Media pour arrêter la dissociation. Cellules de centrifugation à 300 x g pendant 5 min.
    3. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 1 mL de milieu de culture endothéliale avec 10 μM de ROCKi. Obtenez 10 μL de solution remise en suspension pour le comptage des cellules et placez les cellules sur de la glace pendant le comptage.
    4. Utiliser 150 000 cellules endothéliales iPSC par insert de culture cellulaire de 12 mm dans 100 μL de milieu de culture endothéliale. Ajustez le volume du support correspondant pour atteindre le nombre souhaité de cellules par insertion.
    5. Procurez-vous une boîte de Pétri avec des inserts de culture cellulaire de 3,0 μm recouverts d’ECM dans l’incubateur (voir les étapes 4.1 à 4.3).
    6. Remettre en suspension les cellules endothéliales iPSC et pipeter 100 μL avec 150 000 cellules sur l’insert de culture cellulaire inversé (côté basolatéral vers le haut). Répétez le pipetage pour chacun des inserts de culture cellulaire préparés
    7. Transférez soigneusement les cellules dans l’incubateur et laissez-les tranquilles pendant 3 h.
    8. Dans une plaque à 12 puits, ajouter 1 mL de milieu de culture endothéliale dans chaque puits (pour le nombre respectif d’inserts de culture cellulaire préparés).
    9. Sortez la boîte de Pétri avec les cellules endothéliales de l’incubateur. À l’aide d’une pince à épiler propre, transférez soigneusement les inserts de culture cellulaire dans la plaque avec le milieu de culture endothéliale (en retournant l’insert de sorte que le bas soit maintenant orienté vers le bas dans le milieu).
    10. Vérifiez visuellement au microscope que les cellules endothéliales avaient adhéré. Placez la plaque dans un incubateur à 37 °C pendant la nuit.
  3. Dissociation et placage d’organoïdes des voies respiratoires dérivés d’iPSC (Jour 2 de la co-culture)
    REMARQUE : Reportez-vous aux étapes 1.1.1 à 1.1.15 pour l’isolement des organoïdes des voies respiratoires du polymère ECM. Modifier la durée de dissociation de la protéase de type trypsine (étape 1.1.10) à 15-20 min pour obtenir une suspension unicellulaire.
    1. Après 15 à 20 min, arrêtez la réaction de protéase de type trypsine en ajoutant 3 ml de Stop Media. Remettre la solution en suspension à l’aide d’une pipette P1000 et centrifuger à 400 x g pendant 5 min.
    2. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les organoïdes des voies respiratoires dans un milieu d’expansion des voies respiratoires de 1 mL avec 10 μM de ROCKi. Prélever un échantillon de 10 μL pour le numération cellulaire de l’hémacytomètre et placer les cellules sur de la glace pendant le comptage.
    3. Ensemencez 300 000 cellules iPSC-voies respiratoires dans 500 μL de milieu d’expansion des voies respiratoires par insert de culture cellulaire de 12 mm. Ajustez le volume du support respectif pour atteindre le nombre souhaité de cellules par insert préparé.
    4. Retirer la plaque avec des inserts de culture cellulaire avec des cellules endothéliales (ensemencées sur le côté basolatéral) de l’incubateur à 37 °C.
    5. Remettre en suspension les cellules des voies respiratoires iPSC et pipeter 500 μL avec 300 000 cellules dans la chambre apicale de chaque insert de culture cellulaire. Placez la plaque dans un incubateur à 37 °C pendant 48 h avec les cellules apicales dans des conditions liquide-liquide.
  4. Co-culture de transport aérien (Jour 4 de la co-culture)
    1. Retirer le milieu de la face apicale de l’insert de culture cellulaire. Remplacer les milieux basolatéraux par des milieux de différenciation des voies respiratoires 1:1 et des milieux de culture endothéliale. Remettez la plaque dans l’incubateur.
  5. Dissociation et mise en boîte de macrophages dérivés d’iPSC (Jour 5 de la co-culture)
    1. Dissocier les macrophages dérivés d’iPSC du ballon à l’aide d’un racleur cellulaire (voir les étapes 3.22 à 3.24). Centrifuger à 300 x g pendant 5 min et aspirer le surnageant.
    2. Mettez en suspension les macrophages iPSC dans 1 mL de Mac-CM2. Prélever un échantillon de 10 μL pour le comptage des cellules et placer les cellules sur de la glace pendant le comptage. Le nombre de macrophages correspondra au nombre de cellules des voies respiratoires ensemencées (rapport 1:1 entre les macrophages et les cellules des voies respiratoires).
    3. Après le comptage cellulaire, aliquote 300 000 macrophages dans un milieu de 35 μL par puits d’inserts de culture cellulaire préparés dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL. Centrifugeuse à 200 x g pendant 5 min.
    4. Après la centrifugation, pipeter le surnageant. Suspendez à nouveau les macrophages dans le Mac-CM2 respectif des calculs.
    5. Retirer de l’incubateur les inserts contenant des co-cultures de cellules endothéliales et des voies respiratoires. Ensemencez 300 000 macrophages dans 35 μL de Mac-CM2 sur la face apicale de l’insert de culture cellulaire. Placez la plaque dans un incubateur à 37 °C pendant 48 h.
      REMARQUE : Pour confirmer l’adhérence des cellules immunisées aux iPSC à l’insert de culture cellulaire, les cellules peuvent être marquées à l’aide d’une sonde fluorescente. Confirmer l’observance par microscopie pour le signal fluorescent 48 h après le placage des macrophages.
  6. Triple co-culture (Jour 7 de co-culture)
    1. Assurez-vous que la co-culture est prête pour les applications en aval telles que les études d’infection, les mesures de résistance électrique transépithéliale (TEER) et les tests d’intégrité de la barrière.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il existe plusieurs étapes auxquelles la différenciation des organoïdes des voies respiratoires, des cellules endothéliales, des cellules immunitaires et des co-cultures dérivées d’iPSC peut être évaluée comme étant menée à bien. Les différenciations peuvent être effectuées dans différentes lignées iPSC, et ce protocole a été testé dans au moins cinq lignées différentes. Le protocole doit être adapté à chaque nouvelle ligne iPSC, notamment en modifiant et en optimisant la densité de semis.

Le rendement réussi des organoïdes des voies respiratoires dérivés des iPSC peut être évalué en fond clair et aura quatre caractéristiques : limites/bords définis, morphologie translucide/kystique, capacité de prolifération/expansion et absence de cellules nécrotiques. Les organoïdes des voies respiratoires qui semblent flous n’augmentent pas de taille au cours des 2 semaines de culture et présentent une nécrose ne doivent pas être utilisés pour des expériences de co-culture. Les organoïdes avec une épaisse couche luminale à la périphérie vs. Les organoïdes translucides/kystiques peuvent toujours être utilisés pour des expériences ultérieures. Cependant, les organoïdes des voies respiratoires translucides/kystiques sont composés principalement de cellules basales, tandis que les organoïdes à double membrane épaisse sont composés principalement de cellules club. Parce que les cellules basales prolifèrent et se dilatent facilement, elles sont plus adaptées à la culture interphase air-liquide et à la polarisation. D’autres méthodes pour évaluer le rendement réussi des organoïdes pulmonaires dérivés d’iPSC sont l’analyse par cytométrie en flux au stade du progéniteur pulmonaire (jour 16 de la différenciation) pour le marqueur de surface CPM (tableau 1), un rendement de différenciation réussi >50 % de cellules CPM+.

Pour la dissociation organoïde des voies respiratoires et la culture interphase air-liquide, assurez-vous que tout le polymère ECM a été éliminé, sinon cela empêchera les cellules de se dilater sur la membrane. Les cellules doivent être confluentes au jour 3 de la culture, avant le transport aérien. La confirmation des types de cellules dans les iAirways peut être évaluée par coloration pour les marqueurs spécifiques aux types cellulaires respectifs : cellules basales (p63+), cellules de club (SCGB1A1+), cellules caliciformes (MUC5AC+) et cellules ciliées (AcTub+). La caractérisation et les marqueurs spécifiques au type de cellule pulmonaire sont vérifiés sur LungMAP21. Le mésenchyme peut être détecté avec des anticorps contre la vimentine ou l’actine des muscles lisses. Pour générer plus de cellules ciliées, les cultures peuvent nécessiter un transport aérien pendant une période plus longue ou l’ajout de DAPT.

Le rendement réussi des cellules endothéliales dérivées d’iPSC peut être évalué en fond clair, montrant une morphologie semblable à celle d’un pavé (jour 6 de la différenciation endothéliale dérivée d’iPSC). Une culture endothéliale réussie dérivée d’iPSC contiendra >50 % de cellules CD31+, et suffisamment de cellules devraient être générées pour qu’après le tri, le rendement soit supérieur à 500 000 cellules. Les cellules peuvent être passées ou cryoconservées, et le marqueur CD31 doit être testé par flux à chaque passage ou nouvelle culture. Les cellules ne doivent pas être passées au-delà de P4. Pour référence, voir le tri des cellules endothéliales dérivées d’iPSC avant et après CD31 (Figure 1C). Les cellules endothéliales seront plates avec un grand corps cellulaire avec une morphologie allongée et fusiforme.

Pour la différenciation des macrophages, les corps embryoïdes doivent rester au fond du puits ULA, et un seul EB doit être dans chaque puits. Ils devraient montrer des changements kystiques entre le 5e et le 7e jour. S’ils ne forment pas d’EB après la centrifugation, ensemencez les iPSC dans la plaque ULA à 96 puits sans essorer. Il peut être nécessaire d’augmenter le nombre d’iPSC. Le rendement réussi des cellules immunitaires dérivées d’iPSC dépend entièrement de la capacité des corps embryoïdes (EB) à se développer en kystes (Jour 7 de la différenciation). Les EB immunitaires dérivés d’iPSC qui ne développent pas de kystes ne formeront pas de stroma lorsqu’ils sont plaqués sur de la gélatine et ne produiront pas de progéniteurs myéloïdes. Après le transfert sur la plaque recouverte de gélatine, les EB doivent rester fixés au bas de la plaque. Le mouvement de la plaque doit être effectué avec précaution afin de ne pas les déloger. Les plaques doivent être changées manuellement deux fois par semaine, et les cellules en suspension doivent être passées dans Mac-CM2 ou cryoconservées. De plus, après avoir récolté les progéniteurs myéloïdes en suspension, ils doivent adhérer à la fiole en plastique non revêtue et générer des cellules brillantes sous fond clair avec des vacuoles, indiquant les macrophages. Le marqueur des monocytes, CD14+, doit être de >90 % dans les cellules en suspension. Le marqueur des macrophages, CD68, devrait augmenter avec le temps, avec ~50 % des macrophages exprimant CD68+ après 2 semaines (Figure 1D). L’efficacité d’adhésion doit être déterminée pour chaque lignée cellulaire. Nous atteignons une efficacité d’adhérence moyenne de 20 %. Pour la polarisation, les macrophages M0 sont polarisés en macrophages M1 (iPSC-M1) ou M2 (iPSC-M2) pendant 48 h dans le milieu de différenciation II complété par différents stimuli : 100 ng/mL de LPS et 20 ng/mL d’IFN-g pour la polarisation M1 ou 50 ng/mL d’IL-4 et 20 ng/mL d’IL-13 pour la polarisation M2. Le marqueur de polarisation M1 est CD80+ et la polarisation M2 est CD206+.

La génération réussie de la triple co-culture peut être évaluée par immunofluorescence pour les marqueurs de jonction serrée épithéliale EPCAM, ECAD ou ZO-1, ou le marqueur de jonction serrée endothéliale CD31 (Figure 2C, Tableau 1). La fonctionnalité de la co-culture triple peut également être évaluée via la résistance épithéliale/endothéliale transélectrique (TEER). Les co-cultures organoïdes et endothéliales des voies respiratoires bien assemblées auront une plus grande résistance électrique, indiquant une communication et une connexion cellulaires optimales. Les agressions environnementales, telles que les cigarettes électroniques ou le défi viral, compromettent l’intégrité de la barrière épithéliale et endothéliale, entraînant une réduction de la résistance électrique de la co-culture (Figure 3A, B) et des jonctions serrées désorganisées (Figure 3C).

figure-results-1
Figure 1 : Différenciation et caractérisation de l’épithélium, de l’endothélium et des cultures immunitaires dérivés d’iPSC. (A) Schéma des différenciations dirigées par iPSC pour l’assemblage de l’iAirway. (B) organoïdes d’épithélium des voies respiratoires dérivés d’iPSC caractérisés par une analyse en fond clair (à gauche) et par cytométrie en flux (à droite) pour EPCAM et ECAD. (C) Endothélium des voies respiratoires dérivé d’iPSC caractérisé par une analyse en fond clair (à gauche), par immunofluorescence et par cytométrie en flux (à droite) pour CD31. Le fond clair respectif après le tri CD31 est illustré à droite. (D) Les macrophages dérivés d’iPSC sont caractérisés par une analyse par cytométrie en fond clair (à gauche) et en flux (à droite) pour le marqueur pan-hématopoïétique CD45, le fabricant de monocytes CD14 et le marqueur de macrophage CD68. Barres d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Co-culture de cellules épithéliales, mésenchymateuses, endothéliales et macrophages dérivées d’iPSC. (A) Schéma de l’assemblage de l’iAirway. (B) Images en fond clair de la monoculture épithéliale et endothéliale respectives, de la biculture épithéliale et endothéliale et de la coculture épithéliale, endothéliale et macrophage. Macrophages marqués avec un cytotracker rouge. Barres d’échelle : 100 μm. (C) Coloration immunofluorescente pour le marqueur de jonction serrée ZO-1 sur la face apicale de l’insert de culture cellulaire et CD31 sur la face basolatérale. Barres d’échelle : 100 μm. (D) Coupe transversale de l’insert de culture cellulaire avec organoïdes des voies respiratoires dissociés sur la face apicale, 1 semaine après le soulèvement de l’air. Le panneau de gauche avec coloration H&E avec la flèche noire montre des cellules ciliées. Le panneau du milieu, avec imagerie par immunofluorescence, montre le marqueur épithélial E-cadhérine (ECAD). Le panneau de droite, avec imagerie par immunofluorescence, montre des marqueurs mésenchymateux tels que la vimentine (VIM) et l’actine des muscles lisses (SMA). Barres d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Modifications de la fonction de la barrière des voies respiratoires des voies respiratoires exposées aux cigarettes électroniques et aux virus. (A) Schéma de l’outil de mesure de la résistance épithéliale/endothéliale transélectrique (TEER). (B) Graphique à barres du TEER après 7 jours d’ajout de cigarettes électroniques mentholées dans les milieux. Intervalle de confiance moyen de +/- 95 %. N = 5 répétitions biologiques et 3 répétitions techniques ; valeur p <0,001. (C) Coloration immunofluorescente de la protéine de jonction serrée ZO-1 avant et après l’infection par le SRAS-CoV-2. Notez la disposition désordonnée de ZO-1 après l’infection. Barres d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

AnticorpsApplicationDilution
CD 31 PECAM-1(APC)cytométrie en flux (FC)10 μl dans un tampon 100 ul
EPCAM/CD 326 (APC)FC1:500
E-CAD/CD 324 (APC)FC5 μl dans un tampon 100 ul
CPMFC1:200
CD 45 (PE)FC5 μl dans un tampon 100 ul
CD 14 (FITC)FC5 μl dans un tampon 100 ul
CD 68 (PE)FC5 μl dans un tampon 100 ul
ZO-1Immunofluorescence (FI)1:300
VimentinSI1:200
SMASI1:100

Tableau 1 : Anticorps utilisés dans la FACS et l’immunofluorescence.

Fichier supplémentaire 1 : Compositions des milieux et des tampons. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le développement et la mise en œuvre d’un modèle de la barrière hémato-air dans les grandes voies respiratoires pour l’étude des infections virales et d’autres toxines nécessitent une attention méticuleuse aux détails pour assurer la différenciation et la fonction réussies des différents types de cellules impliqués. Cette discussion abordera les facteurs clés d’une différenciation réussie, les défis potentiels, les applications alternatives et les implications pour l’étude des maladies humaines.

Pour assurer une différenciation réussie, il est important de prêter attention au type d’insert de culture cellulaire et à la taille des pores. De grands pores doivent être utilisés pour assurer la communication entre les cellules à travers les couches de la MEC. Il est essentiel d’assurer une densité de semis optimale pour les lignées de cellules souches pluripotentes induites (iPSC). Une densité appropriée facilite une différenciation uniforme et empêche la formation d’amas cellulaires indésirables, ce qui conduit à une couche épithéliale plus homogène et fonctionnelle. Pour maintenir une couche épithéliale saine et fonctionnelle, il est important de laver la surface apicale avant d’ajouter des composés, des toxines ou des virus. Cela aide à éliminer le mucus accumulé, les cellules mortes et autres débris, favorisant ainsi un environnement de culture stable et viable et permettant l’accès aux cellules épithéliales.

Pour le composant endothélial, il est essentiel de s’assurer que les cellules sont correctement triées et homogènes. Cela peut être réalisé grâce à des techniques telles que le FACS, qui garantit que seules les cellules endothéliales souhaitées sont utilisées, maintenant ainsi la cohérence et la fonction.

Pour le composant macrophage, bien qu’adhérant facilement au plastique, les macrophages n’adhèrent pas bien aux cellules épithéliales apicales. L’augmentation du nombre de macrophages peut être bénéfique pour assurer une grande population de macrophages dans les voies aériennes. Les macrophages adhérents sont mieux placés pour interagir avec les agents pathogènes et d’autres cellules immunitaires, ce qui renforce la pertinence du modèle. Si l’étude de la signalisation immunitaire endothéliale est préférée, les macrophages peuvent être ensemencés dans la face basolatérale des inserts de culture cellulaire dans le milieu pour imiter la population de monocytes circulants22.

Le modèle iAirway a plusieurs autres applications importantes, notamment l’étude du développement pulmonaire des voies respiratoires. Le modèle peut être utilisé pour étudier les processus complexes impliqués dans le développement pulmonaire, qui implique une signalisation multicellulaire entre différentes populations de cellules, fournissant des informations sur les conditions normales et pathologiques. Pour étudier le développement et la maladie alvéolaires, les organoïdes des voies respiratoires peuvent être substitués aux organoïdes pulmonaires distaux (DLO)23,24, ce qui permet aux chercheurs d’étudier le poumon distal, y compris le développement et la fonction alvéolaires. Ceci est particulièrement utile pour générer et étudier les macrophages alvéolaires, qui jouent un rôle clé dans l’immunité pulmonaire.

Le développement d’un modèle fiable et reproductible de la barrière hémato-air dans les grandes voies respiratoires s’accompagne de plusieurs défis. Les cellules progénitrices pulmonaires doivent exprimer plus de 50 % de NKX2-1 pour une différenciation réussie. Si le rendement n’est pas atteint, les cultures ALI peuvent héberger plus de mésenchyme ou être contaminées par des cellules épithéliales non pulmonaires. Le maintien de la stérilité pendant le placage des cellules endothéliales est un défi important car elles sont cultivées sur le côté basolatéral de l’insert de culture cellulaire. Cela empêche le couvercle de la plaque de fermer l’environnement stérile, de sorte que d’autres plaques doivent être utilisées lors de l’ensemencement des cellules endothéliales. Les contaminants peuvent perturber la culture et compromettre l’intégrité du modèle. La plupart des cultures ALI sont incubées pendant au moins 3 semaines pour générer la plupart des cellules des voies respiratoires, y compris les cellules ciliées. La plupart des protocoles ensemencent les cellules basales et doivent donc laisser le temps aux mécanismes de signalisation de différencier les autres cellules des voies respiratoires. Le protocole actuel dissocie les organoïdes des voies respiratoires, qui contiennent déjà de nombreuses cellules des voies respiratoires, bien qu’en quantités inférieures à celles des ALA matures dérivées de HBEC. Peu de cellules ciliées sont observées ainsi que des types de cellules épithéliales et mésenchymateuses (Figure 2D). Pour générer plus de cellules ciliées, DAPT peut être ajouté aux cultures d’organoïdes des voies respiratoires et/ou au milieu ALI25. Cette plateforme n’a également testé la viabilité à court terme des cellules apicales et basolatérales qu’après le soulèvement aérien, lorsque le milieu basolatéral est remplacé par un milieu épithélial et endothélial 1:1. D’autres recherches doivent être menées pour tester la viabilité sur une période de quelques semaines, ce qui pourrait augmenter la complexité des cellules de l’ALI.

Le modèle de la barrière hémato-air a de profondes implications pour l’étude des maladies humaines et le développement d’interventions thérapeutiques. Le modèle peut être utilisé pour dépister et optimiser les agents thérapeutiques, y compris les médicaments antiviraux, en fournissant un environnement physiologiquement pertinent qui imite les voies respiratoires humaines, en particulier avec l’exposition des cellules des voies respiratoires à l’air. Les techniques d’inactivation génique peuvent être utilisées pour étudier des mécanismes spécifiques de dysfonctionnement de la barrière et des interactions hôte-pathogène. Le modèle offre une plate-forme pour étudier divers aspects des maladies respiratoires humaines, des infections virales aux maladies chroniques comme l’asthme et la MPOC. Cette compréhension peut conduire au développement de thérapies plus efficaces et ciblées.

En conclusion, le modèle de barrière hémato-air des grandes voies respiratoires (iAirway) représente un outil puissant pour étudier le dysfonctionnement de la barrière due aux infections virales et autres maladies respiratoires. Assurer une différenciation réussie des types de cellules, relever les défis de développement et explorer d’autres applications améliorera l’utilité et la précision de ce modèle. Son application dans le ciblage thérapeutique et les études d’inactivation génique souligne son potentiel pour faire progresser notre compréhension et notre traitement des maladies respiratoires humaines.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été soutenue par le CRIEM (DISC2COVID19-12022).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Plaques 12 puitsCorning3512
Inserts 12 puits, 0,4 & micro ; m, translucide  ;VWR10769-208
2-mercaptoéthanol  ;Sigma-AldrichM3148
AccutaseInnovative Cell TechAT104
Activin AR& D Systems338-AC
Acide rétinoïque (AR) tout-transSigma-AldrichR2625
acide ascorbiqueSigmaA4544
B27 sans acide rétinoïque  ;ThermoFisher12587010
BMP4  ;R& D Systems314-BP/CF
Albumine sérique bovine (BSA) Fraction V, solution à 7,5 %  ;Gibco15260-037
Br-cAMPSigma-AldrichB5386
CD 14 (FITC)BioLegend982502
CD 31 PECAM-1(APC)R& D SystemFAB3567A
CD 45 (PE)BD Biosciences560975
CD 68 (PE)BioLegend33808
CHIR99021  ;Abcamab120890
CPMFujifilm014-27501
Dexaméthasone  ;Sigma-AldrichD4902
Dispase  ;StemCellTech7913
DMEM/F12  ;Gibco10565042
DorsomorphineR& D Systems3093
E-CAD/CD 324 (APC)BioLegend324107
EGFR& D Systems236-EG
EGM2 MediumLonzaCC-3162
EPCAM/CD 326 (APC)BioLegend324212
FBS  ;Gibco10082139
FGF10R& D Systems345-FG/CF
FGF7R& D Systems251-KG/CF
FibronectineFisher356008
ForskolinAbcamab120058
Glutamax  ;Life Technologies35050061
Ham' s F12  ;Invitrogen11765-054
HEPESGibco15630-080
IBMX (3-Isobtyl-1-méthylxanthine)Sigma-AldrichI5879
IL-3Peprotech200-03
Iscove' s Dulbecco modifié' s Moyen (IMDM) + Glutamax  ;Invitrogen31980030
Knockout Serum Replacement (KSR)Life Technologies10828028
MatrigelCorning354230
M-CSFPeprotech  ;300-25
Monothioglycérol  ;SigmaM6145
mTeSR plus Kit (10/caisse)Stem Cell Tech5825
N2  ;ThermoFisher17502048
NEAALife Technologies11140050
PBSGibco10010023
Pen/strepLonza17-602F
ReleSRStem Cell Tech5872
RPMI1640 + Glutamax  ;Life Technologies12633012
SB431542  ;R& D Systems1614
SCFPeproTech300-07
SMAInvitrogen50-9760-80
STEMdiff APEL 2 MediumSTEMCELL Technologies5275
TrypLE ExpressGibco12605-028
VEGF165Preprotech100-20
Signalisation cellulaire devimentine5741S
Y-27632 (inhibiteur de roche)  ;R& D Systems1254/1
ZO-1Invitrogen339100

Références

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Mod le des voies respiratoires d riv d iPSCSyst me de co cultureCellules m senchymateuses pith lialesCellules endoth lialesCo culture de macrophagesInterface air liquideOrgano des pulmonairesEssai de fonction barri reMod lisation des maladies respiratoires

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