Un protocole est présenté pour l’installation et la préparation d’électrodes intramusculaires, ainsi qu’un appareil de mesure miniaturisé montable sur un animal pour l’analyse électromyographique (EMG) dans les études de locomotion. Ce système permet la transmission sans fil de données EMG en temps réel pour étudier la récupération de la locomotion chez des rats modèles d’AVC.
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Article de méthode
Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux
Dans cet article
Résumé
Résumé
La méthode de mesure par électromyographie intramusculaire (EMG) pour les animaux de laboratoire a été mise en œuvre de différentes manières. Parmi ces méthodes, l’attache de câbles à des appareils de mesure externes peut restreindre les mouvements des animaux de laboratoire, tandis que les dispositifs implantables peuvent provoquer des effets secondaires indésirables en raison de la présence constante d’un dispositif de taille et de poids considérables. Pour résoudre ces problèmes, nous proposons un système de mesure EMG détachable et peu coûteux, sans fil et une procédure expérimentale. Cet article se concentre sur l’installation chirurgicale de fils-électrodes intramusculaires avec de petits connecteurs et le développement du système sans fil. Notamment, dans ce système, seuls les fils-électrodes sont insérés dans le corps de l’animal. À l’aide de ce système, les mesures EMG peuvent être facilement effectuées en fixant le système de circuit à un connecteur installé sur le dos de l’animal, avec une surveillance en temps réel réalisable sur un ordinateur portable. La méthode proposée est expliquée de manière détaillée, étape par étape, suivie d’une démonstration impliquant l’insertion d’électrodes intramusculaires dans les membres postérieurs d’un rat. Une expérience sur tapis roulant est menée pour une étude de locomotion, et les signaux électrophysiologiques qui en résultent sont ensuite obtenus et analysés.
Introduction
L’électromyographie consiste à enregistrer les potentiels électriques générés par les fibres musculaires pendant la contraction. Ces propriétés sont déterminées par des signaux d’activation neuronale envoyés par les motoneurones aux muscles individuels. L’EMG est largement utilisé dans les études de réadaptation, motrices, cérébrales et nerveuses, et les méthodes de mesure peuvent être classées en EMG de surface (sEMG) et EMG intramusculaire (iEMG)1. Les électrodes de surface offrent plusieurs avantages, en particulier dans les applications portables, car elles sont non invasives et nécessitent un processus de préparation simple2. Dans le sEMG implanté, le processus chirurgical est plus simple par rapport à l’iEMG, où l’électrode n’a pas besoin de pénétrer dans le muscle. Malgré ces avantages, le sEMG est sujet à la contamination du signal, comme les perturbations à l’interface muscle-électrode, les artefacts de mouvement, la qualité du contact de l’électrode et la diaphonie du signal des muscles adjacents1. Ces défis sont particulièrement problématiques lorsque les électrodes sont placées à proximité, comme c’est souvent le cas dans les études impliquant de petits animaux. D’autre part, l’iEMG nécessite une intervention chirurgicale supplémentaire pour la pénétration des électrodes. Malgré les étapes procédurales supplémentaires, cette méthode permet d’obtenir des enregistrements EMG spécifiques aux muscles avec une plus grande précision et moins de diaphonie, car les électrodes sont intégrées en permanence dans le tissu musculaire3. Dans les études motrices chez les petits animaux, l’iEMG est préféré car des informations EMG spécifiques aux muscles avec une installation fiable des électrodes sont essentielles4.
Plusieurs approches ont été rapportées pour l’acquisition d’enregistrements EMG à partir d’électrodes chez de petits animaux. Les câbles d’attache sont couramment utilisés pour connecter des électrodes à des équipements de mesure externes5,6,7,8,9,10,11, des dispositifs peuvent être implantés à l’intérieur du corps12, ou une plate-forme portable sans fil peut être placée sur l’animal13. Les câbles d’attache sont la méthode la plus largement signalée en raison de la disponibilité d’équipements commerciaux compatibles à cet effet ; Cependant, les fils d’attache causent de l’inconfort aux animaux, et leur mouvement est souvent limité par les câbles, ce qui peut avoir un impact sur l’étude. Les dispositifs implantables offrent des solutions sans fil, mais la durée de vie limitée de leur batterie peut limiter la durée des expériences. De plus, la taille et le poids des appareils installés en permanence peuvent causer du stress et de l’inconfort aux animaux, ce qui pourrait affecter l’étude. Des techniques de transfert d’énergie sans fil ont été proposées pour résoudre les problèmes des dispositifs implantables, mais le maintien d’une liaison énergétique fiable avec un petit appareil est généralement très difficile14. De plus, l’exposition à des champs électromagnétiques élevés peut entraîner des conséquences imprévues, telles qu’une réduction de la fonction immunitaire et des modifications neurodégénératives potentielles dans le cerveau15,16.
Le système d’acquisition peut également être mis en œuvre en tant que plate-forme portable sans fil qui gère le traitement du signal et transmet sans fil les enregistrements EMG à une station de base. Bien qu’il s’agisse de la méthode privilégiée, elle présente un défi technique pour les utilisateurs, et les détails expérimentaux ne sont souvent pas entièrement abordés dans la littérature.
Dans ce travail, nous présentons une méthode d’acquisition EMG simple, peu coûteuse et fiable pour les études de locomotion chez les petits animaux. Une paire d'électrodes iEMG est implantée dans les muscles des membres postérieurs d'un rat, tandis que le reste du système d'acquisition du signal, y compris l'amplification, un convertisseur analogique-numérique et la télémétrie sans fil, est monté sur le dos de l'animal. Les données EMG sont transmises à un ordinateur personnel pour une surveillance en temps réel, avec des données enregistrées localement. Une expérience de locomotion sur tapis roulant est menée pour démontrer le système dans une étude de récupération après un AVC.
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Protocole
L’approbation de toutes les procédures et protocoles éthiques et expérimentaux a été accordée par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux sous le numéro de demande No. CGU1-2021-IA0041. Un rat Sprague-Dawley mâle de 7 semaines a été utilisé dans cette étude. Les détails des réactifs et de l’équipement sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Préparation des animaux
- Préparez les rats à l’âge de 7 semaines. Pour plus de sécurité, domestiquez des rats de poids similaires ensemble, avec un maximum de trois rats par cage.
- Assurez-vous que les rats s’adaptent sans stress avant la chirurgie. Fournissez de l’eau et de la nourriture régulièrement et remplacez la litière périodiquement.
- Pendant la période d’adaptation (environ 7 jours), entraînez les animaux à courir sur un tapis roulant à une vitesse de 16 à 25 m / min pendant 5 minutes chaque jour pour les aider à s’acclimater au tapis roulant.
REMARQUE : Si un rat s’arrête ou refuse de bouger comme prévu, tapotez doucement ses fesses pour l’encourager.
2. Préparation de l’électrode
- Préparez cinq fils en acier inoxydable recouverts de polytétrafluoroéthylène, quatre d’entre eux d’une longueur de 140 mm et un d’une longueur de 60 mm.
- Faites trois nœuds simples sur un fil de 140 mm de long, en les plaçant à 40 mm et 100 mm par rapport au nœud (Figure 1A).
REMARQUE : Lors de l’insertion du fil-électrode dans le muscle, il peut être difficile d’assurer un contact précis et de maintenir la partie exposée de l’électrode correctement positionnée. Pour résoudre ce problème, un nœud de blocage est créé dans le fil pour empêcher une insertion supplémentaire lorsqu’il est tiré, garantissant que l’électrode reste stable dans le muscle. - Pour les fils de 140 mm, laissez un espace de 2 mm entre le nœud du côté court, puis dénudez partiellement l’isolant à l’aide d’un fer à souder sur 2 mm. Dénudez complètement l’isolant de l’extrémité du côté long de 2 mm. Pour les électrodes de 60 mm, retirez complètement l’isolation à une extrémité de 2 mm et à l’autre extrémité de 10 mm (Figure 1).
REMARQUE : La pointe du fer à souder doit être soigneusement nettoyée pour éviter toute contamination. - Fixez le fil en le soudant à l’accessoire du connecteur après avoir complètement retiré l’isolant (Figure 2B,C).
- Assemblez la pièce métallique à laquelle le fil est connecté dans le boîtier en plastique (Figure 2D,E).
- Fixez le connecteur à un guide en plastique imprimé en 3D (voir le tableau des matériaux) qui comprend des trous pour le fixer à la peau. Pour éviter que la pièce soudée n’entre en contact avec le site d’incision, appliquez du cyanoacrylate biocompatible (Figure 2F).
- Découpez une plaque de nickel de 0,2 mm d’épaisseur et pliez-la pour l’enrouler autour du connecteur, en le protégeant pour éviter tout dommage potentiel par l’animal.
3. Chirurgie
- Placez le rat dans une chambre d’induction (fabriquée sur mesure à l’aide d’une résine synthétique transparente) et administrez l’anesthésie à l’aide d’un mélange de 70 % de protoxyde d’azote et de 30 % d’oxygène, avec une concentration d’isoflurane de 2 à 3 %. Préparez les instruments chirurgicaux nécessaires (Figure 3).
- Retirez la fourrure à l’aide d’une tondeuse à cheveux électrique et préparez la peau avec de la chlorhexidine et de l’alcool pour prévenir l’infection pendant l’opération (Figure 4A).
- Faites une incision d’environ 10-15 mm à l’aide de ciseaux chirurgicaux sur la peau où se trouve le muscle cible à mesurer. Étant donné que le fascia se trouve sous la peau et les muscles en dessous, utilisez d’abord des ciseaux pour couper la peau, puis retirez le fascia en l’essuyant doucement avec un chiffon propre.
- Faites une incision de 5 à 10 mm autour de la région lombaire où le connecteur sera fixé.
- Utilisez un trochar stérile pour créer un passage sous la peau pour que le fil passe du connecteur à la position musculaire cible (Figure 4B).
- Passez le trochar de la position musculaire, sous la peau, vers le site d’incision du côté lombaire.
- Préparez l’électrode et le connecteur de l’étape précédente. Pincez les électrodes métalliques au site d’incision du côté lombaire à l’aide de la pince et tirez-les soigneusement jusqu’à l’incision au niveau du muscle cible. Une fois que le fil a été tiré à l’emplacement du muscle cible, reportez-vous à Figure 4C.
- Comme le montre Figure 4D, utilisez une aiguille de suture pour pénétrer le fil de l’électrode dans le muscle cible.
REMARQUE : Le muscle cible de cette expérience est le gastrocnémien médial (MG), qui est l’un des muscles clés pour l’analyse des tâches motrices17. Étant donné que la longueur de la MG est d'environ 18 mm chez les rats âgés de 7 semaines, des électrodes doivent être placées autour du centre du muscle, avec un espacement d'environ 5 mm, pour minimiser les lésions musculaires et assurer des mesures EMG précises. Il est recommandé que la longueur du fil pénétrant dans le muscle dépasse 5 mm pour s’assurer que la partie avec l’isolation retirée est bien en contact avec le muscle. - Guidez le fil qui est passé à travers et sorti du muscle jusqu’à son point d’insertion et fixez-le avec un nœud plat. Coupez le fil restant (Figure 4E).
- Après avoir installé le fil-électrode dans le muscle cible, suturez le site d’incision avec une suture monofilament 4-0.
- Suturez l’incision sous le connecteur. Assurez-vous que tout le fil est inséré dans le corps et solidement suturé (Figure 5A).
- Fixez le connecteur à la peau dorsale de l'animal à l'aide d'un fil de suture, comme indiqué dans Figure 5B.
REMARQUE : Assurez-vous que le bouclier est solidement fixé pour empêcher l’animal de mâcher le connecteur. Pour l’analgésie, le carprofène (5 mg/kg) a été administré par voie sous-cutanée. - Une fois l'opération chirurgicale terminée, arrêtez l'anesthésie et préparez une cage pour la récupération de l'animal.
- Allumez une lampe chauffante pour empêcher la température corporelle de l'animal de chuter et surveillez le site chirurgical pour détecter toute anomalie, telle que des signes d'infection, d'inflammation ou d'enflure. Désinfectez soigneusement le site d’incision et appliquez une pommade si nécessaire. Une fois que le rat s’est remis de l’anesthésie, retirez la lampe chauffante.
- Surveillez le comportement du rat, y compris l'appétit, la consommation d'alcool et la miction.
REMARQUE : Après la chirurgie, laissez l’animal se reposer pendant environ 2 jours avant d’effectuer des tests.
4. Conception et fabrication de cartes de circuits imprimés (PCB)
- Concevez le circuit de mesure et de numérisation EMG de manière à ce qu’il comprenne deux circuits intégrés (CI) d’amplificateur analogique et une unité de microcontrôleur (MCU). Assurez-vous que l’amplificateur dispose d’une bande passante de 5 à 740 Hz et d’un gain de 1300 V/V
REMARQUE : Modifiez le gain et la bande passante de l’amplificateur en fonction des exigences spécifiques de l’animal si nécessaire18. - Incluez un module Bluetooth intégré dans le MCU pour la communication sans fil afin de transmettre les données mesurées à l’appareil hôte. Une antenne à puce fonctionnant à 2,4 GHz a été utilisée pour cette expérience.
- Utilisez une batterie Li-po rechargeable de 3,7 V ainsi qu’un circuit intégré de gestion de l’alimentation dédié pour cette étude.
- Fabriquez un circuit imprimé pour les circuits intégrés ci-dessus sur un substrat FR4. Créez le PCB sous différentes formes pour répondre à des exigences spécifiques. Reportez-vous à la figure supplémentaire 1, à la figure supplémentaire 2 et à la figure supplémentaire 3.
- Remplissez les composants électroniques sur le PCB soit par soudure, soit à l’aide d’un pistolet thermique.
5. Configuration du logiciel
- microprogramme
- Préparez le micrologiciel (Fichier de codage supplémentaire 1) pour configurer un CAN à 2 canaux avec une résolution de 8 bits et une fréquence d’échantillonnage de 2 kSP. Formatez les données converties numériquement dans un tableau et transmettez-les via Bluetooth Low Energy (BLE) à l’aide de l’outil de développement logiciel désigné.
- Téléchargez le micrologiciel sur le microcontrôleur avant le déploiement.
- Programme de surveillance en temps réel
- Préparez un programme pour tracer les données reçues via BLE en temps réel. Pour cette étude, une application de traçage basée sur Python est développée, qui stocke également les données brutes à un emplacement spécifié (Supplementary Coding File 2).
REMARQUE : Le système peut subir un retard de mémoire tampon d’échantillonnage d’au plus 50 ms et un délai de communication sans fil d’environ 10 ms19,20.
- Préparez un programme pour tracer les données reçues via BLE en temps réel. Pour cette étude, une application de traçage basée sur Python est développée, qui stocke également les données brutes à un emplacement spécifié (Supplementary Coding File 2).
6. Test sur tapis roulant
- Connectez la batterie au circuit préparé et fixez le circuit imprimé au connecteur, comme indiqué dans Figure 6A.
- Exécutez le programme de surveillance sur le PC et établissez une connectivité sans fil avec le circuit imprimé.
- Placez le rat sur le tapis roulant et surveillez la forme d’onde de l’EMG. Pour cette étude, le tapis de course est réglé à une vitesse de 25 m/min (Figure 6B).
7. Analyse des données
- Chargez les données EMG stockées dans . CSV.
- Appliquez des méthodes de traitement du signal pour supprimer les bruits indésirables et les signaux parasites.
REMARQUE : La détection d’enveloppe et l’analyse spectrale peuvent être effectuées pour analyser la fatigue musculaire et la symétrie de l’activité motrice.
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Résultats
Dans cette étude, une méthode sans fil simple pour l'acquisition d'EMG est présentée. Bien qu'une intervention chirurgicale soit nécessaire, seule la zone spécifique destinée à l'insertion de l'électrode et à la fixation du connecteur est partiellement incisée, réduisant ainsi significativement la contrainte pour l'animal. Dans cette démonstration, les électrodes ont été insérées dans les membres inférieurs, mais des études électrophysiologiques similaires peuvent être réalisées dans dive...
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Discussion
Ce travail présente un système d’acquisition par électromyographie (EMG) qui est petit, facile à mettre en œuvre, peu coûteux et sans fil. Le système empêche efficacement la dégradation du signal causée par les câbles, car il ne repose sur aucun équipement de mesure externe câblé. En montant le connecteur à l’arrière plutôt que sur la tête, le processus chirurgical devient nettement plus facile, réduisant ainsi le risque de complications. Cette configuration minimise également les risques que la plate-forme se heurte aux...
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Déclarations de divulgation
Tous les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Cette recherche a été financée par la Fondation nationale de la recherche de Corée (NRF-2020M3A9E4104385) et le projet de développement de dispositifs nanomédicaux du National Nano Fab Center (numéro de subvention : 1711160154).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Plaque de nickel de 0,2 mm d’épaisseur | N’importe quel vendeur | ||
| Filament d’impression 3D | cubicon | A-100 | |
| 7 semaines RAT | JABIO | SD (DBL) [7W M] | |
| Adhésif | Okong | 1028453 | pour sécuriser le bouclier |
| ANT1 | Johanson Technology Inc. | 2450AT07A0100001T | |
| C1, C15, C16, C20 | Vishay | 1n | 0201(0603)métrique |
| C10, C13 | Vishay | 100p | 0201(0603)métrique |
| C11, C12 | Vishay | 4p | 0201(0603)métrique |
| C14, C19 | Vishay | 0.39n | 0201(0603)métrique |
| C2, C17 | Vishay | 22n | 0201(0603)métrique |
| C3, C5, C6 | Vishay | 0.1u | 0201(0603)métrique |
| C4, C18 | Vishay | 2.2u | 0201(0603)métrique |
| C7 | Vishay | 4.7u | 0402(1005)métrique |
| C8, C21 | Vishay | 1u | 0201(0603)métrique |
| C9 | Vishay | 1p | 0201(0603)métrique |
| Cage | JEUNG DO B& P | JD-C-02 | |
| Chiffon propre | kimberly | 41112 | |
| Accessoire de connecteur | Harwin | M20-1060400 | Boîtier en plastique |
| Accessoire de connecteur | Harwin | M20-1180042 | Partie métallique |
| Tondeuse à cheveux électrique | Buzz | RFC-928 | |
| Pistolet thermique | QUICK | 861DW | |
| IC1, IC3 | Analog Device | AD8232 | Pour la mesure EMG AFE |
| IC2 | Nordic semiconductor | nRF52832-CIAA | |
| Isoflurane | Hana Pharm | 657801261 | |
| L1 | Vishay | 3.3n | 0201(0603)batterie |
| Li-po | TheHan | TW402025 | 13 mm *10 mm * 4 mm, 30mAh |
| Embase à broches | Harwin | M22-2530505 | |
| R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22 | Vishay | 10M | 0201(0603)métrique |
| R11, R23 | Vishay | 100k | 0201(0603)métrique |
| R12, R24 | Vishay | 1M | 0201(0603)métrique |
| R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19 | Vishay | 180k | 0201(0603)métrique |
| R6, R18 | Vishay | 160k | 0201(0603)métrique |
| R8, R20 | Vishay | 768k | 0201(0603)métrique |
| Fil à souder | Alpha métal | SACX0307 | |
| Fer à souder | Hakko | FX-951 | |
| Fils d’acier inoxydable recouverts de téflon | A-M Systems | 793200 | |
| Aiguille de suture ; | AILEE | 301289 | |
| Fil de suture | Ethicon | 604G | |
| Tapis de course | Daejong Bio | DJ2-243 | |
| U1 | Torex Semiconductor | XC6204B332DR-G | |
| Y1 | Murata Electronics | XRCTD32M000N1P1AR0 |
Références
- Farina, D., Enoka, R. M. Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing. J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).
- Kim, C., et al. A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals. IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).
- Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes. J Vis Exp. 205, e66584(2024).
- Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).
- Scholle, H. C., et al. A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion. J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).
- Tysseling, V. M., et al. Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice. J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).
- Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays. J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).
- Teruya, P. Y., et al. Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers. Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).
- Kloefkorn, H., et al. Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors. J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).
- Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
- Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J Vis Exp. (158), e60345(2020).
- Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).
- Ouyang, W., et al. A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals. Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).
- Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. Wireless power transfer for implanted medical applications: A review. Energies. 13 (11), 2837(2020).
- Zymantiene, J., et al. Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling. J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).
- Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals. Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).
- Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. J Biomech. 117, 110242(2021).
- Westerga, J., Gramsbergen, A. Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat. Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).
- Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review. Sensors. 17 (12), 28988(2017).
- IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. IEEE Std 11073-00101-2008. , 1-125 (2008).
- Xu, Y., et al. Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study. Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).
- Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. Development of a symmetry index using discrete variables. Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).
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Réimpressions et autorisations
