Article de méthode

Étude de la connectivité métabolique du cerveau à l’aide de la tomographie dynamique par émission de positrons 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose au niveau d’un seul sujet

DOI :

10.3791/67458

⸱

24 janvier 2025

 ,  ,  ,  , 
1IBiTech MEDISIP Infinity Lab, Department of Electronics and Information Systems, Ghent University, 24BRAIN, Department of Neurology, Ghent University Hospital

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’acquisition de données de tomographie par émission de positons (TEP) dynamique et la reconstruction en cadres temporels permettent d’analyser la connectivité métabolique du cerveau au niveau d’un seul sujet. Nous décrivons une méthode pour acquérir des données TEP dynamiques [18F]FDG du cerveau du rat et obtenir une matrice de connectivité par extraction de courbes temps-activité de volumes d’intérêt.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

À ce jour, la connectivité métabolique du cerveau est principalement étudiée au niveau du groupe grâce à l’acquisition de données de tomographie par émission de positons (TEP) statiques de plusieurs sujets. Nos groupes de recherche étudient actuellement les changements dans la connectivité métabolique à plusieurs moments à la suite d’une hémorragie intra-sujet chez le rat. Pour étudier la connectivité métabolique cérébrale intra-sujet, des informations temporelles sur l’absorption du traceur dans différentes régions du cerveau sont nécessaires, ce qui peut être réalisé par TEP dynamique. Dans cette publication, nous donnons une description détaillée de notre protocole d’acquisition et d’analyse de données.

Les données TEP dynamiques du cerveau du rat sont acquises sur un système TEP préclinique dédié utilisant le 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose ([18F]FDG) comme traceur. Le traceur est injecté par voie intraveineuse sous forme de bolus au début de la TEP. Au cours de l’acquisition de 60 minutes, les animaux sont mis sous sédation avec de la médétomidine.

Après l’acquisition, les données TEP sont reconstruites en trente périodes de 2 minutes à l’aide d’un algorithme de reconstruction itératif (Maximum-Likelihood Expectation-Maximization). Un atlas parcellaire composé de plusieurs volumes d’intérêt (VOI) est utilisé pour extraire les courbes temps-activité de chaque VOI, qui sont ensuite utilisées pour calculer le coefficient de corrélation de Pearson entre chaque paire de VOI.

Ce protocole TEP dynamique permet d’évaluer les différences de connectivité métabolique entre deux balayages uniques, plutôt qu’entre des groupes de balayages. Cette approche permet d’étudier les changements de connectivité métabolique chez un même sujet à différents points temporels, ou de comparer la connectivité métabolique d’un individu à une base de données normale. De telles comparaisons pourraient être utiles pour suivre la progression de la maladie ou aider au diagnostic de troubles neurologiques caractérisés par une communication perturbée entre les régions du cerveau, comme l’épilepsie ou la démence.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La tomographie par émission de positons (TEP) est une technique d’imagerie moléculaire couramment utilisée dans la recherche ainsi qu’en milieu clinique. En raison du développement de divers traceurs TEP, la TEP peut être utilisée pour étudier la physiopathologie des maladies et surveiller la progression de la maladie et la réponse aux traitements1. L’un des radiotraceurs les plus utilisés est le 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose ([18F]FDG), qui permet d’imager le métabolisme du glucose, ce qui indique une activation cellulaire. Il est utilisé en oncologie pour le diagnostic, la stadification et le pronostic ; en neurologie, généralement dans le contexte de maladies neurodégénératives telles que la démence ; et en cardiologie, pour diagnostiquer des affections comme la sarcoïdose, pour ne citer que quelques exemples 1,2,3.

L’évaluation de la connectivité métabolique cérébrale, obtenue à partir des données TEP [18F]FDG, se réfère aux relations fonctionnelles entre l’absorption de traceurs dans différentes régions du cerveau. Cette approche permet de calculer une « matrice de connectivité » en sélectionnant un ensemble de régions cérébrales, qui peuvent fournir des informations sur la façon dont différentes parties du cerveau interagissent et fonctionnent ensemble. Ce type d’analyse est particulièrement utile pour étudier la fonction cérébrale dans la santé et la maladie, y compris des affections telles que la démence, l’épilepsie et d’autres troubles neurologiques 4,5.

La première étude évaluant la connectivité métabolique cérébrale remonte déjàaux années 19806, mais les chercheurs ont principalement exploré la connectivité cérébrale structurelle, également connue sous le nom de « connectome »7, au moyen de l’imagerie par résonance magnétique pondérée en diffusion (IRM-DW). De plus, la connectivité fonctionnelle à l’aide de techniques telles que l’IRM fonctionnelle (IRMf), l’électroencéphalographie (EEG) et la magnétoencéphalographie (MEG) a été largement étudiée pendant plusieurs décennies 8,9.

Récemment, on a retrouvé un regain d’intérêt pour l’étude de la connectivité métabolique cérébrale à l’aide de la TEP [18F]FDG, non seulement seule, mais aussi en combinaison avec d’autres formes de connectivité cérébrale10. Cependant, en raison de la nature « statique » inhérente aux images TEP (contrairement à l’IRM fonctionnelle, par exemple), la grande majorité des résultats basés sur la TEP du réseau cérébral sont basés sur une analyse au niveau du groupe, où les corrélations entre les régions cérébrales sont calculées au niveau inter-sujets. Cette limitation rend impossible une analyse intra-sujet des images TEP, ce qui est essentiel pour les études longitudinales qui peuvent suivre les changements au fil du temps chez un même individu4. Par conséquent, le développement de méthodes qui permettent l’analyse d’un seul sujet, comme la connectivité moléculaire dynamique basée sur la TEP, est une direction de recherche importante dans la recherche sur le cerveau portant sur les troubles des réseaux, car elle ouvre la porte à l’utilisation de l’analyse des réseaux moléculaires dans la pratique clinique. Par conséquent, des données TEP dynamiques ont été utilisées dans notre étude préclinique.

Nos groupes de recherche mènent actuellement une étude qui examine les changements dans la connectivité métabolique à la suite d’une hémorragie intra-sujet à plusieurs points temporels en utilisant le modèle de collagénase de rat11. Pour étudier la connectivité métabolique cérébrale intra-sujet, il est nécessaire d’obtenir des informations temporelles sur l’absorption du traceur dans différentes régions du cerveau, qui peuvent être obtenues par TEP dynamique. Dans les sections suivantes, nous donnons une description détaillée du protocole d’acquisition et d’analyse des données.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les procédures sont conformes aux directives européennes (directive 2010/63/UE), et le protocole a été approuvé par le comité local d’éthique animale de l’Université de Gand (ECD 23/33). Douze rats Sprague Dawley (six femelles, six mâles) ont été inclus dans l’étude. Leurs TEP ont été obtenues à l’aide du protocole suivant à plusieurs moments allant de 2 semaines avant à 18 semaines après une hémorragie intracérébrale induite. Au moment de la première balayage, tous les animaux étaient âgés de 18 semaines et les femelles pesaient 244,8 ± 10,1 g (moyenne ± écart-type), tandis que les mâles pesaient 363,6 ± 13,3 g.

S’assurer que les matières radioactives ne sont manipulées que par du personnel qualifié. Maintenir la dose reçue par le personnel et les animaux au niveau le plus bas qu’il soit raisonnablement possible d’atteindre (ALARA).

1. Acquisition de données

REMARQUE : Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur l’imageur TEP préclinique et le logiciel utilisé pour l’acquisition de données. L’imageur est un scanner TEP à 45 détecteurs (disposés en 5 anneaux) couvrant un champ de vision axial (FOV) de 13 cm et un FOV transaxial de 7,6 cm, utilisant des cristaux LYSO et des détecteurs SiPM. Le système affiche une résolution spatiale de 850 μm, une sensibilité de 12 % et une résolution énergétique de 12,6 %12. Les étapes suivantes ont été écrites dans cet esprit.

  1. Priver les animaux de nourriture au moins 6 heures avant le balayage en retirant toute la nourriture de leur cage. Une fois que l’animal a subi une période de jeûne suffisante, commencez les préparatifs pour l’acquisition des données comme suit.
  2. Allumez un coussin chauffant et laissez-le se réchauffer à 30-35 °C.
  3. Anesthésier l’animal avec de l’isoflurane en le plaçant dans une chambre d’anesthésie gazeuse remplie d’isoflurane à 5 % d’O2 médical à un débit de 2 000 mL/min. Aidez à maintenir la température corporelle de l’animal en plaçant une lampe chauffante à 30 cm de la chambre. L’animal est correctement anesthésié lorsque la fréquence respiratoire est de 0,5 à 1 Hz.
  4. Pesez l’animal.
  5. Placez l’animal sur le coussin chauffant. À l’aide d’un cône nasal, administrer de l’isoflurane à 2 % dans de l’O2 médical à un débit de 500 mL/min. Ajustez la dose d’isoflurane au besoin pour maintenir l’animal correctement anesthésié.
  6. Rasez une partie du cou de l’animal entre les omoplates.
  7. Préparation de la veine caudale pour l’injection de traceur :
    1. Retournez l’animal sur son côté gauche ou droit et utilisez la lampe chauffante pour réchauffer sa queue, provoquant une vasodilatation.
    2. Prenez environ 20 cm de tube BTPE-10. À l’aide d’un porte-aiguille, cassez la tige d’une aiguille de 30 G et insérez 1 à 2 mm de son extrémité arrière dans le tube en PE. Remplissez une seringue à insuline de 1 ml avec du sérum physiologique et insérez la pointe de l’aiguille de 3 à 5 mm dans la tubulure en PE. Préremplissez le tube PE avec du sérum physiologique provenant de la seringue remplie et maintenez la seringue saline connectée au tube PE.
    3. Nettoyez la queue de l’animal avec de l’éthanol. Retirez la lampe chauffante.
    4. Insérez la pointe de l’aiguille du tube en PE dans une veine latérale de la queue. Confirmez que l’aiguille est correctement placée : recherchez du sang qui pénètre dans la tubulure en PE lorsque le piston est tiré vers l’arrière, une absence de résistance lors de l’injection et la formation d’une bulle sous-cutanée (indiquant une injection paraveineuse) au site d’injection. Si l’entrée n’a pas réussi, retirez l’aiguille de la queue et réessayez une section plus proximale.
    5. Fixez l’aiguille avec une goutte de colle instantanée au point de pénétration et collez le tube en PE à la queue.
      REMARQUE : Évitez de déplacer le tube en PE. Si, à tout moment, du sang pénètre dans le tube PE, rincez-le immédiatement avec une solution saline pour éviter le colmatage.
  8. Passez à la sédation à la médétomidine :
    1. Placez l’animal en position couchée sur le tapis chauffant. Mettez une goutte de gel pour les yeux sur chaque œil pour éviter qu’ils ne se dessèchent.
    2. Préparez la tubulure en PE (40 à 100 cm) à connecter à une pompe à perfusion placée à proximité du scanner TEP. À l’aide d’un porte-aiguille, cassez la tige d’une aiguille de 30 G et insérez 1 à 2 mm de son dos dans le tube en PE. Remplissez une seringue en plastique de 1 mL avec une aiguille de 30 g avec au moins 0,2 mL de médétomidine (par animal) et insérez la pointe de l’aiguille de 3 à 5 mm dans le tube en PE. Préremplissez le tube PE avec de la médétomidine à partir de la seringue.
    3. Placez la seringue avec de la médétomidine dans la pompe à perfusion. Allumez la pompe et sélectionnez la bonne seringue en cliquant sur Trouver une seringue | BD Plastic | 1 ml.
    4. Éjecter un boli de 0,005 mL à l’aide de la pompe jusqu’à ce qu’une goutte sorte de l’aiguille à l’autre extrémité du tube en PE. Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le tube en PE.
    5. Insérez l’aiguille du tube PE à 2 à 3 mm par voie sous-cutanée entre les omoplates de l’animal. Fixez l’aiguille avec une goutte de colle instantanée au point de pénétration et collez doucement le tube en PE sur le dos de l’animal.
    6. Injecter un bolus de volume v de médétomidine (débit : 3 mL/min) en fonction du poids de l’animal :
      figure-protocol-1
      Où d = 0,05 mg/kg (dose de médétomidine en mg par kg de poids d’animal), m est le poids de l’animal en kg et c est la concentration de médétomidine en mg/mL.
    7. Arrêtez l’administration d’isoflurane 10 minutes après l’administration du bolus de médétomidine, en ajustant la dose d’isoflurane si nécessaire pour maintenir une anesthésie stable pendant cette période d’attente.
      REMARQUE : L’isoflurane combiné à la médétomidine ralentit considérablement la fréquence respiratoire de l’animal. Une surveillance étroite est essentielle jusqu’à l’arrêt de l’administration d’isoflurane.
    8. Cinq minutes après l’arrêt de l’isoflurane, commencer une perfusion continue de médétomidine à raison de :
      rcont = r • m
      où r = 0,1 mg/(kg·h) ; la quantité de médétomidine en mg par poids corporel de l’animal (en kg/h), et m est le poids de l’animal en kg.
      REMARQUE : Une période d’équilibre de 25 minutes supplémentaires après le début de la perfusion continue (donc 30 minutes après l’arrêt de l’isoflurane) est nécessaire avant que l’examen puisse être initié pour s’assurer que le système de l’animal est exempt d’isoflurane. Pendant ce temps, procédez aux étapes suivantes.
  9. Positionnement de l’animal dans le scanner TEP :
    1. Préparez le lit du scanner à l’aide d’un coussin chauffant, d’un capteur de pression et de mouchoirs en papier. Utilisez le capteur pour surveiller la fréquence respiratoire de l’animal et les mouchoirs en papier pour absorber l’urine excrétée par l’animal.
      REMARQUE : En raison de la médétomidine, l’animal excrète généralement de grandes quantités d’urine.
    2. Transférez soigneusement l’animal sur le lit du scanner, en veillant à ce que la ligne de médétomidine et le cathéter veineux de la queue restent bien fixés. Positionnez la tête de l’animal aussi droite que possible à l’aide d’un cône nasal pour vous aider si nécessaire. Fixez la tête avec du ruban adhésif une fois correctement positionnée.
    3. Allumez le coussin chauffant et vérifiez que le système de surveillance de la fréquence respiratoire fonctionne correctement, en ajustant le positionnement du capteur de pression si nécessaire.
  10. Dix à cinq minutes avant de commencer la TEP, remplissez une seringue à insuline avec environ 20 MBq de 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose ([18F]FDG) dilué dans 0,1 à 0,8 ml de solution saline.
    ATTENTION : Le fluor-18 (18F) est un radio-isotope du fluor avec une demi-vie de 109,8 min. Suivre les protocoles locaux de radioprotection lors de la manipulation de matières radioactives.
  11. Ouvrez le logiciel du scanner et configurez les paramètres de balayage suivants : sélectionnez 18F comme isotope (important pour la correction de la décomposition), entrez l’activité mesurée de la seringue contenant le radiotraceur (en MBq mesurée par l’étalonneur de dose) et l’heure de la mesure (les informations seront enregistrées dans les métadonnées, ce qui est nécessaire pour convertir les données en d’autres unités telles que les valeurs d’absorption standard). Sélectionnez le protocole général et cochez Tri automatique après l’acquisition. Réglez la durée du balayage sur 1 h et ajustez la région d’intérêt (ROI) pour qu’elle contienne tout le cerveau du rat (généralement de la position 2 à 5).
  12. Une fois que 30 minutes se sont écoulées depuis l’arrêt de l’administration d’isoflurane, lancez la TEP :
    1. Encore une fois, confirmez le bon placement dans la veine par aspiration suivie d’une injection d’une petite quantité de solution saline, comme décrit à l’étape 1.7.4.
    2. Remplacez la seringue de solution saline par la seringue de radiotraçage. Lors du retrait de la seringue de la tubulure en PE, il est possible que du sang pénètre dans la tubulure en PE, expulsant la solution saline. Insérez rapidement l’aiguille de la seringue de radiotraceur sans perforer le tube PE.
    3. Démarrez la numérisation à l’aide du logiciel du scanner.
    4. Une fois l’acquisition commencée, injectez le traceur sous forme de bolus sur environ 0,5 à 2 s. Remplacez immédiatement la seringue de radiotraceur vide par la seringue de solution saline et rincez le tube en PE avec environ 0,1 mL de solution saline. Utilisez un mouchoir pour récupérer les gouttes de radiotraceur qui pourraient s’échapper lors du changement de seringue.
      REMARQUE : Le taux de comptage affiché par le logiciel du scanner doit rapidement augmenter pour atteindre 4,5 à 6,5 Mcps après l’injection du traceur. Le taux de numération étant initialement significativement inférieur à 4 Mcps et augmentant par la suite indique une injection (partiellement) de traceur paraveineux.
    5. Évaluer l’activité restante qui n’a pas été injectée à l’animal en mesurant l’activité de la seringue traçante et des tissus et gants potentiellement contaminés. Entrez cette activité et le temps de mesure dans le logiciel du scanner pour qu’ils soient enregistrés dans les métadonnées.
      REMARQUE : Une activité résiduelle de 0,1 à 1,5 MBq est typique, en fonction de la quantité de traceur qui s’est échappée lors du remplacement du traceur par la seringue saline.
  13. Une fois le scan terminé, éjectez le lit avec l’animal du scanner.
    REMARQUE : L’animal peut réagir à des stimuli ou se réveiller avant que la médétomidine n’ait été antagonisée. Manipulez l’animal avec soin et soyez prêt à faire face à des mouvements brusques lors des étapes suivantes. Sachez également que l’animal est radioactif. Ainsi, essayez de compléter les étapes suivantes aussi rapidement et soigneusement que possible.
  14. Retirez l’aiguille et le tube PE de la queue de l’animal à l’aide d’un porte-aiguille. Appliquez un mouchoir ou une compresse sur le site de ponction pour arrêter les saignements potentiels.
  15. Arrêtez l’administration de médétomidine et retirez l’aiguille et le tube PE du cou de l’animal.
  16. Placez l’animal dans une cage exempte d’autres animaux, à l’aide d’un mouchoir pour recueillir l’urine (radioactive) qui peut être excrétée pendant le déplacement de l’animal. Administrer 1 ml de solution saline par voie sous-cutanée dans son dos à l’aide d’une seringue à insuline de 1 ml pour favoriser la réhydratation.
  17. Inversez la sédation par une injection sous-cutanée d’atipamezole.
    1. Calculez le volume v approprié à l’aide de l’équation suivante :
      figure-protocol-2
      Où d = 0,5 mg/kg, c’est-à-dire la dose de médétomidine en mg par kg de poids animal, m est le poids de l’animal en kg et c est la concentration d’atipamézole en mg/mL.
    2. Pour les animaux légers entraînant de petits volumes calculés, diluez l’atipamézole avec une solution saline pour permettre une dose plus précise. Remplissez une seringue à insuline avec 4 • v d’atipamézole et 12 • v de solution saline. Injectez 1/4 de la solution obtenue par voie sous-cutanée dans le dos de l’animal, près du cou.
  18. Surveillez visuellement l’animal jusqu’à ce qu’il se réveille, ce qui devrait prendre de 1 à 5 minutes. Une fois que l’animal est capable de se tenir debout et de se déplacer librement, retournez-le dans un logement de groupe. Donnez à l’animal de la nourriture et de l’eau.

2. Reconstruction des données et contrôle de la qualité

REMARQUE : À l’aide du matériel et du logiciel disponibles dans notre étude, toutes les données TEP ont été corrigées pour la désintégration des radionucléides, et les sinogrammes acquis ont été reconstruits avec l’algorithme OSEM-3D (Ordered Subset Expectations Maximization 3-Dimensional (OSEM-3D) en utilisant une fenêtre de 30 % autour du photopic de 511 keV. Le logiciel de reconstruction OSEM a utilisé ses paramètres par défaut de 10 sous-ensembles avec 20 millions d’événements par sous-ensemble. Les images ont été reconstruites dans une matrice transversale de 192 x 192 x 384 avec des voxels d’image cubiques de 0,4 mm. Aucune correction de l’atténuation n’a été effectuée.

  1. Pour vérifier que l’injection du traceur a réussi, vérifiez le taux de comptage détecté lors de l’acquisition de 60 minutes (c’est-à-dire la courbe temps-activité (TAC)). Confirmez qu’il y a un pic dans la première minute suivant l’acquisition, immédiatement après l’injection du traceur.
  2. Reconstruction statique : Reconstruisez les données acquises à l’aide d’un algorithme OSEM en utilisant 30 itérations, une taille de voxel isométrique de 400 μm et une fenêtre d’énergie de 30 % centrée sur le photopic de 511 keV.
  3. Une fois la reconstruction terminée, inspectez l’image résultante à la recherche d’artefacts.
  4. Reconstruction dynamique : Reconstruisez les données acquises en trente-2 minutes en utilisant les mêmes paramètres que pour la reconstruction statique.

3. Analyse des données

REMARQUE : Les étapes 3.1 et 3.2 suivantes sont effectuées dans un environnement logiciel biomédical dédié à la quantification des données TEP, à l’aide de l’outil d’enregistrement et de fusion d’images (PFUS) et de l’outil de modélisation cinétique générale (PKIN).

  1. Dans PFUS :
    1. Dans la sous-page Charger les images d’entrée :
      1. Chargez le fichier DICOM de la reconstruction dynamique à l’aide du bouton de chargement INP ou en glissant-déposant le fichier dans le canevas. Utilisez la commande Affichage général de l’image en haut à droite pour naviguer dans les tranches et les périodes et ajuster la barre de couleur. Si nécessaire, ajustez l’orientation de l’image à l’orientation standard à l’aide du bouton Modifier l’orientation de l’image d’entrée dans la barre latérale droite.
      2. Recadrage et moyenne d’image : cliquez sur la flèche en bas à droite pour afficher les commandes masquées de sommation et de recadrage, puis cochez Recadrer. Dans le canevas, définissez les limites du recadrage en ajustant les bords et en faisant glisser le centre de la zone de recadrage ; Assurez-vous que tout le cerveau et un peu de rembourrage, contenant des parties des yeux et de la moelle épinière, sont contenus. Une fois la boîte de recadrage correctement définie, cliquez sur le bouton de recadrage pour recadrer l’image. Calculez la moyenne d’images pondérée dans le temps sur toutes les périodes en cliquant sur le bouton orange et attendez que le résultat soit automatiquement ajouté aux images d’entrée, ce qui donne deux images d’entrée au total : les données dynamiques recadrées avec les périodes et la moyenne pondérée dans le temps recadrée des mêmes données.
      3. Sélectionnez Déformer comme méthode de correspondance ou appuyez sur le bouton si vous l’avez déjà sélectionné pour passer à la normalisation basée sur un modèle.
    2. Dans la sous-page Référence et correspondance :
      1. Sélectionnez l’image moyenne pondérée dans le temps comme image d’entrée (elle est normalement sélectionnée automatiquement à partir de la dernière étape).
      2. Chargez une référence en cliquant sur le bouton pour sélectionner un modèle de normalisation comme image de référence. Sélectionnez Rat FDG (W. Schiffer).
      3. Faites correspondre l’entrée au modèle en cliquant sur le bouton Correspondance d’entrée | Entrée : Ajustez manuellement dans la barre latérale de droite. Faites glisser et faites pivoter l’image d’entrée pour qu’elle corresponde à peu près au modèle. Assurez-vous que Rat est sélectionné en tant qu’espèce, la méthode d’enregistrement est Déformer, puis cliquez sur le bouton Correspondre au courant pour accéder à la sous-page suivante.
    3. Dans le résultat de correspondance de la sous-page :
      1. Vérifiez le résultat et ajustez la correspondance manuellement si nécessaire. Cliquez sur Appliquer la transformation actuelle à tous pour correspondre également à l’image d’entrée composée des périodes.
      2. Cliquez sur le bouton vert VOI pour passer à l’étape de traitement suivante.
    4. Dans la sous-page Analyse VOI :
      1. Sélectionnez l’image contenant les plages horaires en tant qu’image A dans le menu en bas à droite.
      2. Allez dans l’onglet Modèle et sélectionnez Px Rat (W. Schiffer) dans l’onglet Atlas , ou chargez un atlas personnalisé et sélectionnez les volumes souhaités. Pour appliquer les VOI, cliquez sur le bouton Plan en bas.
      3. Cliquez sur le bouton situé au-dessus de l’onglet Modèle pour calculer les TAC et les envoyer aux outils PKIN.
  2. Dans PKIN :
    1. En bas à droite, sélectionnez TAC pour Type d’affichage pour visualiser les TAC en kBq/mL des VOI sélectionnés au préalable.
    2. Faites un clic droit sur le canevas avec les TAC et cliquez sur Table des valeurs des courbes visibles. Copiez le tableau dans une feuille de calcul pour une analyse plus approfondie.
  3. Calculez la corrélation de Pearson entre tous les appariements de VOI, à l’aide des données de l’avant-dernière période (= 10 à 60 minutes après le début de l’examen), pour obtenir une matrice de corrélation. Un script Python appelé « correlation_matrix.py » remplissant cet objectif est inclus dans le fichier supplémentaire 1.
  4. Calculez si la corrélation de Pearson est significative à l’aide de la statistique du test t : figure-protocol-3 avec n - 2 degrés de liberté, où r est le coefficient de corrélation de Pearson et n = 25 le nombre de périodes utilisées pour calculer la corrélation de Pearson. Appliquez une correction appropriée pour les comparaisons multiples et comparez la statistique à la valeur critique d’une distribution t bilatérale (p = 0,05) avec n - 2 degrés de liberté. Considérons que la corrélation de Pearson entre deux VOI est significative si la valeur corrigée du test t est inférieure à la valeur critique.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une fois le balayage terminé, le TAC du taux détecté lors de l’acquisition peut être examiné pour vérifier si l’injection et l’absorption du traceur sont correctes. La figure 1 montre un TAC résultant de l’ensemble du FOV du scanner après une injection et une acquisition réussies du traceur (panneau A), et un TAC résultant d’une injection de traceur partiellement paraveineux (panneau B). Dans le cas positif, le taux de comptage augmente rapidement après l’injection du traceu...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole fourni ici guide les utilisateurs tout au long du processus d’acquisition de données TEP dynamiques 1 h en utilisant le [18F]FDG comme traceur chez le rat. En fin de compte, une matrice de corrélation des VOI est obtenue, qui peut être utilisée pour évaluer la connectivité métabolique au niveau d’un seul sujet. Les chercheurs expérimentés peuvent ajuster le protocole pour répondre à leurs besoins spécifiques à divers moments, par exemple, en utilisant un radiotrac...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu par une bourse de recherche de la Fondation flamande pour la Recherche [G0A7422N].

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AntisedanOrion PharmaChlorhydrate d’atipamézole 5 mg/mL
Seringue à insuline BD Micro-Fine+ 1 mLBD3248270,33 mm (29G) x 12,7 mm
BD Microlance 3 Aiguilles 30 G x 1/2BD30400030 G x 1/2 » ; 0,3 x 13 mm
BD Seringue Plastipak 1 mLBD303172pour pompe à perfusion
BTPE-10 Tube enpolyéthylèneInstech0,11 x .024 pouces (.28 x 60 mm)
DomitorOrion Pharma1070499Chlorhydrate de médétomidine 1 mg/mL
Pompe à perfusion Fusion 100Chemyx Inc.07100Modèle plus récent disponible : Fusion 100X
Isoflutek 1000 mg/gAliviraIsoflurane
MOLECUBES &beta ;-CUBE avec logiciel CUBEFLOWMOLECUBES NVScanner PET préclinique
Logiciel PMOD version 4.4  ;Bruker Corporationhttp://www.pmod.com ; quantification des données PET
SalineB. Braun394496NaCl 0,9
Vidisic gel pour les yeuxVidisicCarbomerum 980 2 mg/g
" %

Références

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