Article de méthode

Quantification des micro- et nanoplastiques à base d’adipate de polybutylène téréphtalate du sol à l’aide de la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire des protons

DOI :

10.3791/67471

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6 juin 2025

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1Department of Biosystems Engineering and Soil Science, University of Tennessee-Knoxville, 2Department of Chemistry, University of Tennessee-Knoxville

Dans cet article

Résumé

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Une méthode de quantification des microplastiques et nanoplastiques provenant de l’adipate de polybutylène téréphtalate dans le sol à l’aide de la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire est décrite ici. Cette technique améliore la méthodologie existante car elle s’étend à la quantification des nanoplastiques et peut facilement être adaptée au traitement d’échantillons environnementaux en vrac.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une méthode de récupération et de quantification des microplastiques et nanoplastiques (MP et NP) formés dans le sol lors de la biodégradation est nécessaire pour évaluer avec précision la dégradation et l’impact environnemental des produits en plastique biodégradables. La présence de MP et de NP dans le sol peut modifier les propriétés du sol, comme le comportement d’agrégation, ou avoir des effets toxiques sur le biote du sol. Les méthodes existantes de récupération des MP ne sont pas toujours adaptées à la mesure des polymères biodégradables comme le polypléphtalate adipate de butylène (PBAT) ; certaines procédures de digestion courantes avec des acides ou des oxydants peuvent détruire les MP biodégradables à base de PBAT. Les méthodes d’identification telles que la spectroscopie micro-FTIR et micro-Raman sont également limitées par la taille minimale des particules qui peuvent être récupérées et analysées. Par conséquent, cette méthode a été développée pour extraire et quantifier le PBAT du sol afin d’évaluer la fraction massique de MP et de NP dans le sol sans transformer chimiquement le PBAT. Dans le protocole, une solution de chloroforme-méthanol est utilisée pour extraire sélectivement le PBAT du sol. Le solvant est évaporé de l’extrait, puis l’extrait est redissous dans du chloroforme deutéré. L’extrait est analysé par spectroscopie par résonance magnétique nucléaire des protons (1H-QNMR) sous des paramètres quantitatifs pour quantifier la quantité de PBAT dans chaque échantillon. L’efficacité de l’extraction par solvant pour le PBAT varie de 76 % dans un sol limoneux ombragé à 45 % dans un sol limoneux sableux Elkhorn. La récupération des PBAT peut être réduite pour les matériaux photo-oxydés par rapport aux matériaux vierges et peut être réduite dans les sols à forte teneur en argile. L’efficacité de l’extraction ne dépend pas de la concentration de PBAT dans la plage d’essai, mais des efficacités d’extraction plus faibles ont été observées pour les NP que pour les MP. Les résultats de la quantification du PBAT étaient comparables à la quantification de la dégradation du plastique en mesurant la respiration cumulative du sol dans une étude d’incubation en laboratoire.

Introduction

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Des méthodes de mesure de la contamination par les MP dans le sol sont nécessaires pour comprendre l’ampleur de la contamination par le plastique dans les sols mondiaux1, les sources de contamination par le plastique2 et les solutions potentielles3. Les sols agricoles sont particulièrement exposés à la contamination plastique : plus de 15 millions de tonnes métriques de plastique sont utilisées dans l’agriculture chaque année en 20214, dont 2,5 millions de tonnes de paillis plastique5. Le paillis de plastique est utilisé en contact étroit avec le sol, réappliqué une ou plusieurs fois par an6, et peut être difficile à enlever complètement du sol après sa vie utile7. L’un des principaux domaines dans lesquels des méthodes de mesure des MP sont nécessaires est l’évaluation des produits en plastique biodégradables, comme les paillis de plastique biodégradables utilisés dans les systèmes maraîchers8.

Les produits en plastique biodégradables dans le sol sont des alternatives prometteuses aux plastiques agricoles conventionnels, car ils pourraient éliminer la contamination plastique du sol par le paillage plastique s’ils fonctionnent comme prévu. En 2022, moins de 1 million de tonnes métriques de plastique biodégradable ont été produites dans le monde, avec une croissance rapide attendue pour l’industrie9. Les quatre polymères biodégradables les plus courants, l’acide polylactique (PLA), l’amidon polymérisé, les polyhydroxyalcanoates (PHA) et le polybutylène adipate téréphtalate (PBAT), sont tous utilisés à des fins commerciales ou expérimentales dans les paillis de plastique biodégradables agricoles10. Malgré leurs promesses, la dégradation de ces produits en plastique biodégradables sur le terrain est variable11. Alors que certaines études sur la dégradation du paillis de plastique biodégradable sur le terrain se sont concentrées sur les fragments de macroplastiques11, l’évaluation de la dégradation complète des matériaux plastiques nécessite la capacité de récupérer les MP et les NP du sol. La quantification des microplastiques à partir du sol est également importante pour évaluer le potentiel d’impacts négatifs sur les écosystèmes du sol de la pollution par les MP12.

Parmi les techniques couramment utilisées pour l’identification et la quantification des MP, citons l’analyse visuelle, la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (μFTIR), la spectroscopie micro-Raman (μRaman), la chromatographie en phase gazeuse-spectroscopie de masse (GCMS incluant la pyrolyse GCMS et la désorption d’extraction thermique GCMS) et l’analyse thermogravimétrique13. Parmi les autres techniques en développement, citons la spectroscopie proche infrarouge pour la mesure in situ des MP dans les sols14, l’extraction par estérification méthylique des acides gras pour l’analyse GCMS15 et la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire16. Pas moins de 90 % des études quantifiant les MP dans le sol ont utilisé l’analyse visuelle (seule ou associée à d’autres techniques) pour identifier les particules de plastique, tandis que 77 % ont utilisé des techniques de spectroscopie FTIR, Raman ou GCMS17. Le développement et l’harmonisation d’une grande variété de techniques de quantification des MP peuvent aider à accroître la capacité de la communauté scientifique à répondre à diverses questions de recherche sur les microplastiques18. Il existe trois approches génériques pour préparer des échantillons de sol afin de quantifier les microplastiques : 1) séparer les particules de microplastiques individuelles inchangées du sol (par exemple par séparation de densité), 2) extraire des matériaux plastiques ou polymères transformés (par exemple par dissolution), ou 3) analyser le sol en vrac. La spectroscopie μFTIR et μRaman exige que les MP individuels soient séparés du sol avant de pouvoir être identifiés chimiquement19, tandis que la pyro-GCMS peut être réalisée sur des particules de plastique isolées séparées du sol ou du sol en vrac20. Il peut être difficile de séparer les MP biodégradables du sol, car certaines digestions utilisées pour éliminer la matière organique du sol peuvent dégrader ou altérer chimiquement les polymères biodégradables, y compris le PBAT21. La spectroscopie micro-Raman et la spectroscopie μFTIR ont également toutes deux une limite de résolution spatiale : les particules doivent être supérieures à 10-20 μm pour le μFTIR et à 1 μm pour le μRaman (si des particules individuelles aussi petites peuvent être préparées pour l’analyse)19,22. Ces techniques peuvent fournir une identification chimique des polymères MP, et l’imagerie spectroscopique peut être utilisée pour mesurer la taille22 des MP. Tous les types de pyro-GCMS sont limités en ce sens que les échantillons sont détruits pendant l’analyse.

La RMN a été utilisée avec succès pour caractériser les constituants et les contaminantsdu sol 23, pour quantifier les MP16, 24, 25, 26 et pour évaluer la dégradation du PBAT et d’un autre polymère, le polystyrène27,28. Lorsqu’elle est exécutée sous des paramètres quantitatifs, la spectroscopie RMN-H 1produit des spectres où l’aire de chaque pic spectral est directement proportionnelle au nombre d’hydrogènes contributeurs dans l’échantillon ; Cela permet de quantifier les composants constitutifs d’un échantillon29. La RMN est une technique analytique précieuse pour quantifier certains MP, y compris le PBAT, dans le sol, car elle permet une quantification et une identification simultanées, elle convient aux mélanges complexes et impurs et elle ne nécessite pas d’étalons de référence chimiquement identiques30,31. La spectroscopie RMN d’un extrait de solvant pourrait quantifier des MP ou des NP plus petits que ceux qui peuvent être traités pour la quantification μFTIR, μRaman ou GCMS. Malgré ces avantages, les approches RMN quantitatives offrent toujours des sensibilités plus faibles que les approches basées sur la spectroscopie de masse destructrice32.

La méthode proposée, schématisée à la figure 1, décrit un flux de travail pour traiter et analyser des échantillons de sol contenant du PBAT, y compris des plastiques PBAT de taille nanométrique. Dans la méthode, le polymère PBAT est extrait d’échantillons de sol en secouant le sol avec un mélange de chloroforme et de méthanol. Les extraits de solvant contenant du PBAT sont séchés puis redissous dans du chloroforme deutéré avec un calibrant interne ajouté. La spectroscopie RMN est réalisée sur les extraits à l’aide de paramètres quantitatifs. Les spectres résultants sont analysés pour quantifier le PBAT en comparant l’aire des pics ajustés correspondant aux atomes d’hydrogène du PBAT et aux molécules de calibrant. Cette méthode applique l’approche d’extraction par solvant et de spectroscopie par résonance magnétique nucléaire des protons (RMN 1H) démontrée par Nelson et al.33. L’objectif était d’utiliser une méthode adaptée au traitement d’échantillons à l’échelle de l’environnement (~100 g de sol) et de traiter un certain nombre d’échantillons en parallèle sans équipement d’extraction spécialisé.

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Protocole

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1. Collecte et préparation du sol

REMARQUE : L’équipement d’échantillonnage et de traitement ne doit pas contenir le polymère PBAT ou ses constituants afin d’éviter la contamination de l’échantillon. D’autres matériaux polymères n’interfèrent pas nécessairement avec la quantification du PBAT dans le sol. Par exemple, le polyéthylène et le polypropylène ne produisent pas de pics spectraux dans la RMN H du chloroforme 1qui interfèrent avec la quantification du PBAT34, mais le polyéthylène téréphtalate, avec son groupe téréphtalate, interférerait très probablement35, comme le pourraient d’autres polyesters. Des textes de référence comme Brandolini et Hills34 peuvent être utilisés pour déterminer les spectres RMN-1H de divers polymères et détecter les pics qui se chevauchent avec les pics PBAT utilisés pour la quantification (décrits ci-dessous).

  1. Prélever au moins 100 g d’équivalent poids sec de sol pour chaque échantillon. Déterminer la taille de l’échantillon de sol en fonction de la concentration prévue de plastiques afin de prélever un échantillon représentatif et homogénéiser le sol pour prélever un sous-échantillon si nécessaire36.
    REMARQUE : Les systèmes de sol sont intrinsèquement hétérogènes37, tout comme la distribution des contaminants (p. ex., les MP) à l’intérieur de ceux-ci38. Il existe également une variabilité associée aux méthodes utilisées pour mesurer les concentrations de contaminants39. Par conséquent, il est recommandé de créer un plan d’échantillonnage ou un plan expérimental qui comprend des échantillons répétés comme outil pour estimer l’incertitude et pour recueillir des volumes d’échantillons représentatifs en fonction de la concentration de plastique40. Les concentrations de MP dans le sol varient de près de zéro à 1 x 107 éléments par kg de sol, la plupart des sites contenant moins de 10 000 éléments par kg de sol41. Un volume élémentaire représentatif théoriquement pourrait aller de 23 m2 à une concentration de MP de 10 éléments par mètre carré à 0,02 m2 lorsque les concentrations de MP sont de 10 000 éléments par mètre carré36.
    1. Pour augmenter la surface d’échantillonnage efficace d’un site sur le terrain tout en minimisant la quantité de sol à traiter, prélever la terre sur une grande surface (p. ex., 1 m2), puis utiliser la méthode du découpage en quartiers pour homogénéiser et consolider l’échantillon (p. ex., jusqu’à 500 g de terre)36.
    2. Dans la méthode de coupe en quartiers, empilez la terre d’une grande surface sur une bâche ou une autre surface, mélangez soigneusement à l’aide d’une pelle, puis divisez en quartiers. Conservez un quart de l’échantillon et jetez les trois quarts restants. Répétez ce processus jusqu’à ce que l’échantillon ait la taille souhaitée.
  2. Tamisez le sol à travers un tamis à mailles de 2 mm. Nettoyez complètement le tamis et le bac de récupération entre les échantillons de sol.
  3. Séchez le sol à l’air libre, puis rangez-le dans des sacs d’échantillonnage scellés. Le sol sec peut être stocké dans cet état avant l’extraction PBAT.

2. Extraction du PBAT à partir des sols

ATTENTION : Le chloroforme est volatil et toxique. Conservez-le dans l’obscurité dans un verre ambré, à l’abri des oxydants. Lorsque vous travaillez avec lui, portez des gants appropriés, des lunettes de protection et des vêtements de protection. Manipulez-le uniquement dans une hotte. Le méthanol est inflammable, volatil et toxique. Stockez le méthanol dans une armoire ignifuge. Lorsque vous travaillez avec du méthanol, portez des gants appropriés, des lunettes de protection et des vêtements de protection. Manipulez le méthanol uniquement dans une hotte. La verrerie peut se briser et causer des blessures. Portez des lunettes de protection lorsque vous manipulez de la verrerie. Évitez de toucher le verre brisé à mains nues. Au lieu de cela, nettoyez le verre brisé avec des gants résistants aux coupures, des pinces, un balai ou un autre outil.

REMARQUE : Le chloroforme n’est pas compatible avec la plupart des plastiques ou des métaux. Assurez-vous que tous les matériaux sont compatibles (p. ex., verre ou polytétrafluoroéthylène, plastique PTFE).

  1. Dans une hotte, préparer 100 mL d’un mélange 90:10 v/v de chloroforme (trichlorométhane ; CHCl3) et du méthanol (CH3OH) par échantillon à extraire. Par exemple, pour extraire de 5 échantillons, mélangez 450 mL de chloroforme avec 50 mL de méthanol.
  2. Ajouter 100 g de terre sèche, 100 ml de solution de chloroforme-méthanol et 20 billes de verre dans un bocal d’extraction en verre. Fermez hermétiquement les bocaux d’extraction avec des couvercles doublés de PTFE afin qu’aucune vapeur de solvant ne puisse sortir des bocaux.
    REMARQUE : Le PBAT est très soluble dans le chloroforme ; Un mélange chloroforme-méthanol a été utilisé car le méthanol peut former des liaisons hydrogène avec les solutés, entrant en compétition avec les constituants minéraux et organiques du sol et augmentant la récupération de PBAT dans le sol33.
  3. À l’aide d’un shaker, secouez les bocaux d’extraction pendant 8 h à 200 tr/min. Après avoir secoué, laissez le sol dans les bocaux d’extraction se déverser pendant au moins 4 h.
  4. Séparez l’extrait du sol. Dans la hotte, débouchez un bocal d’extraction et transférez le liquide par pipette à travers un filtre en papier qualitatif avec une taille de pores de 11 μm dans un bocal en verre propre étiqueté. Noter le volume de solvant récupéré dans le bocal d’extraction. Évitez de transférer des solides du sol avec l’extrait ; laissez quelques ml de solvant si nécessaire.
    REMARQUE : Le papier filtre est destiné à éliminer de gros morceaux de matière organique de la solution de solvant.
  5. Séchez les extraits en les laissant dans la hotte jusqu’à ce que le solvant soit complètement évaporé. Cela peut prendre jusqu’à 24 heures. Séchez également le sol dans la hotte. Une fois que le sol est complètement sec, jetez-le.
  6. Une fois que les extraits sont secs, fermez chaque pot d’échantillon et conservez-les dans un endroit frais, sombre et sec jusqu’à ce que vous en ayez besoin.

3. Collecte de spectres RMN

ATTENTION : Le chloroforme deutéré présente les mêmes risques et nécessite les mêmes précautions que le chloroforme protoné décrit ci-dessus.

  1. Ajoutez un calibrateur interne42 à l’échantillon. À l’aide d’une balance, peser 1,00 mg de 1,4-diméthoxybenzène (DMB ; C6H14O) dans chaque bocal d’échantillon contenant un extrait séché.
  2. Remettre l’échantillon en suspension dans du chloroforme deutéré (CDCl 3 ; trichloro(deutéro)méthane). Dans la hotte, à l’aide d’une micropipette, ajoutez 500 μL de chloroforme deutéré dans le bocal contenant l’extrait d’échantillon séché.
  3. Fermez le pot et secouez-le pour dissoudre l’extrait séché en tapotant doucement le pot contre une main ou une paillasse, environ 10 fois de chaque côté. Ensuite, utilisez une pointe de pipette propre pour transférer le liquide dans un tube RMN.
  4. Répétez les étapes 3.2 et 3.3 avec 500 μL supplémentaires de chloroforme deutéré, en ajoutant la deuxième partie de l’échantillon dans le même tube RMN que le premier. Le deuxième rinçage est destiné à assurer la dissolution complète et la récupération de l’extrait séché du récipient.
  5. Boucher le tube RMN et le stocker pendant 3 jours avant de collecter les spectres RMN. Le temps de stockage approprié dépendra du taux d’évaporation du solvant du tube RMN. Analysez les échantillons peu de temps après les avoir préparés avec du chloroforme deutéré.
  6. Pour transporter les tubes RMN vers le spectromètre, utilisez un support conçu pour supporter les tubes longs et délicats. Ceux-ci ont généralement un support près de la base et du haut du tube. Maintenez les tubes en position verticale pendant le transport.
  7. À l’aide d’un spectromètre RMN de 500 MHz, prélever un spectre de protons de 1H avec un angle d’impulsion de 90°29, une largeur d’impulsion de 8 μs33, un temps de retard de 25 s (déterminé par l’expérience de récupération d’inversion29,43), 262K points par balayage et 32 balayages composites29,44 de 12 à -2 ppm pour une durée totale de 25 minutes.
    REMARQUE : Nous avons utilisé un spectromètre Bruker Neo 500 MHz avec une sonde optimisée pour la large bande et un échantillonneur automatique à une température contrôlée de 300 K. D’autres spectromètres similaires peuvent être utilisés. Si l’on utilise un instrument ayant une intensité de champ magnétique différente, le temps de retard approprié peut être calculé sur la base du temps de relaxation T1 pour le PBAT et le 1,4-diméthoxybenzène à l’aide d’une expérience de récupération par inversion29,43.
  8. Une fois l’échantillon analysé, enregistrez, transférez ou accédez aux données spectrales si nécessaire.
    Inspectez les données spectrales. Vérifiez que tous les pics de PBAT utilisés dans la quantification sont clairement résolus s’ils sont présents. Utilisez les pics PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) et 3 (4,09 ppm) pour la quantification (détails dans le tableau 1). Utilisez également les pics DMB A (6,84 ppm) et B (3,77 ppm) pour la quantification (détails dans le tableau 2). Notez en particulier les pics 6, 6', 3' et 3 de PBAT, qui apparaissent très proches les uns des autres et peuvent se chevaucher.
  9. Si certains pics ne sont pas clairement résolus, diluez l’échantillon. Combinez 100 μL d’échantillon et 500 μL de chloroforme deutéré dans un tube RMN propre et réanalysez l’échantillon selon les mêmes paramètres définis à l’étape 3.7.

4. Analyse des spectres RMN pour quantifier le PBAT

REMARQUE : L’analyse spectrale peut être effectuée à tout moment après la collecte. Il est préférable d’analyser les données le jour même de la production des spectres afin de s’assurer que les échantillons sont toujours disponibles pour être réanalysés en cas de problème.

  1. Ouvrez le fichier FID créé par le spectromètre dans le logiciel de traitement NMR FID (nous avons utilisé MestreNova de MestreLab, d’autres options mais d’autres options sont disponibles).
  2. Appliquer l’élargissement de ligne aux spectres : Dans le logiciel de traitement FID, sélectionnez Modèle de traitement dans le menu Traitement, puis accédez à la section Apodisation. Sélectionnez un modèle exponentiel avec une amplitude de 0,5 Hz et un premier point de 0,5 Hz.
  3. Appliquez la correction de phase automatique en cliquant sur le bouton Correction de phase automatique dans le menu Traitement. Appliquez la correction automatique de la ligne de base en cliquant sur le bouton Correction automatique de la ligne de base dans le menu Traitement.
  4. Utilisez la déconvolution de crête pour ajuster les pics spectraux mesurés : dans l’onglet Analyse du logiciel de traitement des spectres, dans la section Ajustement, cliquez sur le bouton Nouvel ajustement . Utilisez le curseur pour cliquer sur les spectres à un décalage de 8,5 ppm, puis faites glisser le curseur sur un décalage de 3,0 et relâchez.
  5. Cliquez sur le tableau d’ajustement de ligne dans la section Ajustement pour afficher tous les pics ajustés.
  6. Conservez les pics utilisés pour la quantification, comme décrit dans les tableaux 1 et 2 et étiqueté dans la figure 2. Utilisez les pics PBAT 5 (8,10 ppm), 6 (4,44 ppm), 6' (4,38 ppm), 3' (4,15 ppm) et 3 (4,09 ppm) pour la quantification (détails dans le tableau 1), ainsi que les pics DMB A (6,84 ppm) et B (3,77 ppm). Les atomes d’hydrogène qui correspondent à chaque pic répertorié dans le tableau 1 et le tableau 2 sont étiquetés dans les schémas structurels de la figure 3, la figure 3A montrant la structure des deux dimères PBAT, la figure 3B montrant comment la position des dimères dans le polymère interagit pour modifier le décalage du pic des hydrogènes du monomère 1,4-butanediol, et la figure 3C montrant la structure de la DMB.
  7. Supprimez tous les autres pics de l’ajustement en sélectionnant les pics indésirables et en cliquant sur Supprimer le pic.
  8. Utilisez la table d’ajustement pour copier l’aire de chaque pic dans une application de tableur pour les calculs (nous avons choisi d’utiliser une feuille de calcul).
  9. Pour copier les zones de pics dans une feuille de calcul, sélectionnez d’abord toutes les informations de pics dans le tableau d’ajustement de ligne. Cliquez ensuite avec le bouton droit de la souris et choisissez Copier dans le menu contextuel. Collez les données dans la feuille de calcul.
  10. Calculer le nombre de moles de DMB ajoutées à l’échantillon, nDMB, à l’aide de l’équation
    figure-protocol-1
    où mDMB est la masse de DMB ajoutée à l’échantillon en grammes (suggéré 1,00 mg) et MMDMB est la masse molaire de DMB (138,17 g/mol).
  11. Calculer le nombre de moles du dimère de téréphtalate de butylène du PBAT dans l’échantillon, nBT, à l’aide de l’équation
    figure-protocol-2
    où A5 est l’aire mesurée du pic 5 du PBAT, AA est l’aire mesurée du pic A du DMB et AB est l’aire mesurée du pic B du DMB. Les unités de surface produites par le logiciel d’analyse spectrale sont arbitraires.
  12. Calculer le nombre de moles du dimère d’adipate de butylène du PBAT dans l’échantillon, nBA, à l’aide de l’équation
    figure-protocol-3
    où A3 est l’aire mesurée du pic 3 du PBAT, A3' est l’aire mesurée du pic 3' du PBAT, A6 est l’aire mesurée du pic 6 du PBAT et A6' est l’aire mesurée du pic 6' du PBAT. Les unités de surface produites par le logiciel d’analyse spectrale sont arbitraires.
  13. Calculer la masse de PBAT dans l’échantillon, mPBAT, récupérée, à l’aide de l’équation
    figure-protocol-4
    où MMBA est la masse molaire d’un dimère BA de PBAT (200 g/mol), et MMBT est la masse molaire d’un dimère BT de PBAT (220 g/mol).
  14. Si une quantité connue de PBAT était présente dans l’échantillon, le pourcentage de récupération, η, peut être calculé pour l’échantillon comme mesure de l’efficacité d’extraction selon l’équation
    figure-protocol-5
  15. Calculer la concentration de PBAT dans un échantillon, CPBAT, à l’aide de l’équation
    figure-protocol-6
    où msol sec est la masse de sol sec utilisée pour produire l’extrait (0,1 kg), Vsolvant récupéré est le volume de solvant récupéré du sol à l’étape 2.4, et Vsovlent ajouté est la quantité initiale de solvant ajoutée à l’échantillon de sol (100 mL).

5. Préparation de la courbe d’étalonnage pour la quantification du PBAT à partir d’un sol particulier

REMARQUE : Une courbe d’étalonnage créée à partir d’échantillons de sol avec des quantités connues de PBAT ajoutées fournira des informations utiles sur la façon dont le PBAT est extrait et récupéré d’un sol particulier. L’extraction n’est pas la même pour tous les sols ou toutes les formes de PBAT. Nous soupçonnons que l’efficacité de l’extraction dépend de la teneur en argile et en matière organiquedu sol 33, et nous recommandons de créer une courbe de calibrage pour chaque série de sols et horizon d’intérêt. La courbe d’étalonnage peut être créée avant ou après le traitement d’échantillons inconnus avec cette méthode.

  1. Recueillir et préparer l’équivalent de 2,5 kg de sol sec comme décrit aux étapes 1.1 à 1.3.
  2. Déterminer la plage à couvrir par la courbe d’étalonnage ; la concentration maximale de PBAT utilisée dans la courbe d’étalonnage doit être supérieure à la concentration la plus élevée de PBAT parmi les échantillons inconnus.
  3. Préparez ou obtenez suffisamment de plastique PBAT pour créer 5 échantillons enrichis de 100 g de sol avec 0 %, 25 %, 50 %, 75 % et 100 % de la concentration maximale (25 échantillons au total). Par exemple, si 40 mg/kg est la concentration maximale souhaitée, un total de 50 mg de PBAT sera nécessaire pour créer les échantillons enrichis.
  4. Préparez 25 échantillons de 100 g de sol chacun. Augmentez l’enrichissement des échantillons en pesant le plastique à base de PBAT et en l’ajoutant aux échantillons de sol aux doses prescrites. Par exemple, si 40 mg/kg de PBAT est la concentration maximale souhaitée, créez 5 échantillons sans PBAT, 5 échantillons avec 1 mg de PBAT, 5 échantillons avec 2 mg de PBAT, 5 échantillons avec 3 mg de PBAT et 5 échantillons avec 4 mg de PBAT. Après avoir ajouté du PBAT au sol, mélangez bien.
  5. Extrayez le PBAT des 25 échantillons enrichis, puis collectez les spectres RMN des extraits et analysez les spectres résultants comme décrit aux étapes 2.1 à 4.16.
  6. Identifiez l’équation d’une courbe d’étalonnage pour le PBAT dans ce sol en effectuant une régression linéaire entre la quantité mesurée de PBAT dans chaque échantillon enrichi et la quantité réelle de PBAT ajoutée dans un outil d’analyse statistique. Nous avons utilisé une feuille de calcul. Si aucun PBAT n’est détecté dans les échantillons enrichis sans PBAT ajouté, alors force b = 0 dans la régression.
    REMARQUE : Un test de régression linéaire évalue la force de la relation linéaire entre deux variables numériques continues x et y, selon la relation y = mx + b. Les valeurs de m et b qui correspondent le mieux aux données sont calculées par le test. Le coefficient r2 du test de régression décrit le degré de corrélation entre les deux variables.
  7. Testez une relation significative entre l’efficacité de l’extraction et la concentration de PBAT à l’aide de l’outil d’analyse statistique. Calculer l’efficacité d’extraction du PBAT à partir des échantillons enrichis comme suit :
    figure-protocol-7
  8. Utilisez l’outil d’analyse statistique pour calculer la probabilité que les données observées puissent apparaître de manière aléatoire sans corrélation entre l’efficacité d’extraction et la concentration de PBAT. Si cette valeur p est supérieure au seuil de signification prédéterminé, α, elle ne parvient pas à rejeter l’hypothèse nulle selon laquelle il n’existe pas de relation entre les deux variables. Si tel est le cas, on peut supposer que l’efficacité d’extraction est constante pour toutes les concentrations de PBAT dans la plage testée. Si l’hypothèse nulle est rejetée, le modèle linéaire décrit ici n’est peut-être pas la meilleure façon de modéliser les données.
  9. Utilisez l’équation de régression linéaire de la courbe d’étalonnage pour estimer la quantité de PBAT dans des échantillons inconnus traités à l’aide de cette méthode. Si la variable x de régression était la quantité réelle de PBAT dans les échantillons enrichis de la courbe d’étalonnage, la variable y était la quantité mesurée de PBAT, et b était fixée à 0, alors
    figure-protocol-8
    REMARQUE : La teneur en PBAT des échantillons répétés estimée à l’aide d’une équation de courbe d’étalonnage peut être utilisée pour générer un intervalle de confiance pour la quantité de PBAT dans un sol particulier, ou si une moyenne et un intervalle de confiance peuvent être calculés pour les concentrations de PBAT dans les extraits répétés, la courbe d’étalonnage pourrait être appliquée pour estimer la concentration de PBAT dans le sol. L’un ou l’autre ordre des opérations produit le même intervalle de confiance pour la teneur en PBAT dans le sol. Par exemple, considérons des extraits de 10 échantillons répétés qui ont des concentrations de PBAT de 10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 et 5 mg/kg et l’équation de la courbe d’étalonnage y (PBAT mesuré dans l’extrait) = 0,75 x (PBAT vrai dans le sol). Les concentrations de PBAT dans le sol de chaque répétition ont pu être estimées à 13, 7, 3, 5, 13, 15, 3, 8, 11 et 7 mg/kg. Ensuite, la concentration moyenne de PBAT dans le sol serait estimée à 8,4 mg/kg avec un écart-type de 4,4 mg/kg. Si une moyenne et un écart-type sont calculés pour les concentrations de PBAT dans l’extrait (10, 5, 2, 4, 10, 11, 2, 6, 8 et 5), une moyenne de 6,3 mg/kg et un écart-type de 3,3 mg/kg seraient calculés. Ensuite, la courbe d’étalonnage a pu être appliquée à la fois à la moyenne et à l’écart-type pour estimer la concentration de PBAT dans le sol : moyenne de 8,4 mg/kg, écart-type de 4,4 mg/kg.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour évaluer l’efficacité de cette méthode dans la quantification du polymère PBAT dans le sol, des courbes d’étalonnage ont été construites en extrayant le PBAT à partir d’échantillons enrichis créés à partir de trois sols différents. Pour chacun des trois sols (détails dans le tableau 3), le sol a été passé à travers un tamis de 2 mm, puis séché à l’air. Des échantillons enrichis ont été créés en ajoutant 0, 9, 18, 27 ou 36 mg de MP à base de PBAT à 100 g de sol sec (5 répétitions de chaque). Cela équi...

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Discussion

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Nous proposons une méthode d’extraction par solvant du PBAT du sol couplée à la RMN 1H pour quantifier le PBAT dans l’extrait. Les éléments clés du processus d’extraction comprennent la technique et l’équipement d’extraction, le solvant utilisé pour l’extraction et le temps requis. Nous avons choisi d’utiliser une technique d’extraction qui nécessite un équipement relativement simple et peu coûteux (bocaux en verre, billes de verre et table vibrante) par rapport à l’extraction...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents connus ou de relations personnelles qui auraient pu sembler influencer les travaux rapportés dans cet article.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Merci à l’USDA-NIFA d’avoir financé ce projet par le biais de l’attribution 2020-67019-31167 à SMS et au programme SPRINT (Strategic Planning Research Initiatives) de l’Université du Tennessee pour une subvention interne DGH et SMS. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte de données, l’analyse, l’interprétation, la rédaction du rapport ou la décision de soumettre l’article pour publication.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1,4-diméthoxybenzèneArcos Organics 99 %+AC115411000  ;1 mg par échantillon
Bouteille en verre ambré avec couvercle doublé de PTFE (1 L)Kimble5223253C-26réutilisable
Chloroforme ; trichlorométhaneFisher ChemicalAA43685M6  ;90 mL par échantillon ; Fisher Optima
Chlorforme deutéré ; trichloro(deutério)méthaneSigma Aldrich10342000251 mL par échantillon ; minimum 99,8 % deutéré ; stabilisé avec de l’argent
Billes de verre (3 mm de diamètre)Propper Manufacturing300060020 par échantillon
Bocaux d’extraction en verre avec couvercle doublé de PTFE (volume ~250 mL)Kimble5510858B2 par échantillon, réutilisable
Cylindre gradué, 1 L, polypropylèneNalgene3662-1000réutilisable
Cylindre gradué, 500 mL, polypropylèneNalgene3662-0500réutilisable
MéthanolFisher ChemicalA412-4  ;20 mL par échantillon ; certifié ACS
Micropipette avec plage de 0,5 à 1 mLScientific3123000063
spectromètre RMNBrukern/al’instrument 500 MHz
(hauteur de 7 pouces, haut débit)WilmadWG-1000-71 par échantillon
Agitateur de plate-formeEppendorf, Excella E5  ;M1355-0000réutilisable
en polyéthylène (volume de 10 ml)Eppendorf224920981 par échantillon, à usage unique
Pointes de micropipette en polypropylène (volume de 1 ml)Fisher Scientific02-707-5103 par échantillon, à usage
unique Semi-microbalanceMettler Toledo30532226réutilisable
Fisher réutilisable Tube RMN de pointe de pipette

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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Quantification des microplastiquesQuantification des nanoplastiquesExtraction du PBATBiod gradation des solsSpectroscopie RMN du protonExtraction par solvantChloroforme m thanolMicroplastiques du solPlastiques biod gradablesSurveillance environnementale

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