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Article de recherche

Amélioration de la photosynthèse et de l’efficacité de l’utilisation de l’eau dans la canne à sucre transgénique exprimant Arabidopsis DREB1A sous stress hydrique

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DOI :

10.3791/67861

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3 octobre 2025

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1Agricultural Biotechnology Division, National Institute for Biotechnology and Genetic Engineering College, Pakistan Institute of Engineering and Applied Sciences (NIBGE-C, PIEAS), 2National Agricultural Research Center (NARC), 3Faculty of Agriculture and Veterinary Sciences, Superior University, 4Department of Laboratory & Blood Bank, Dr. Sulaiman Al Habib Medical Group, Qassim 51431, Saudi Arabia, 5Department of Horticulture, Faculty of Agriculture, University of the Punjab, 6Department of Biology, College of Science, Princess Nourah bint Abdulrahman University, P.O. Box 84428, Riyadh 11671, Saudi Arabia, 7Institute of Molecular Biology and Biotechnology (IMBB), The University of Lahore, 8School of Life Sciences, Nantong University

Dans cet article

Résumé

Cette étude évalue la tolérance à la sécheresse médiée par Arabidopsis DREB1A dans la canne à sucre transgénique. En cas de stress, une amélioration de la photosynthèse, de l’efficacité de l’utilisation de l’eau et de l’accumulation de biomasse a été observée. DR-21 a montré la plus forte expression de DREB1A , améliorant la résilience à la sécheresse. Les résultats donnent un aperçu des mécanismes moléculaires et proposent une stratégie potentielle pour développer des variétés de canne à sucre résistantes au climat dans les régions limitées en eau.

Résumé

Le stress hydrique impose une limitation critique à la productivité de la canne à sucre, ce qui nécessite le développement de cultivars résistants au stress pour une agriculture durable. La présente étude visait à améliorer la tolérance à la sécheresse chez la canne à sucre en introduisant le gène DREB1A d’Arabidopsis sous le contrôle du promoteur rd29A induit par le stress. Des lignées de canne à sucre transgéniques ont été générées par une transformation médiée par bombardement de particules, puis évaluées par des évaluations moléculaires, physiologiques et agronomiques dans des conditions contrôlées et de stress dû à la sécheresse.

L’analyse moléculaire a confirmé l’intégration stable des transgènes, les lignées transgéniques présentant une augmentation jusqu’à 10 fois de l’expression de DREB1A par rapport aux plantes de type sauvage. Les évaluations physiologiques ont montré que, sous un stress hydrique à 60 % de la capacité du champ, les lignées transgéniques maintenaient des taux photosynthétiques (PN) de 224 à 270 % plus élevés, la conductance stomatique (gs) augmentait de 84 à 167 % et la teneur relative en eau était améliorée de 25 à 31 % par rapport aux témoins non transgéniques. De plus, les feuilles de canne à sucre transgénique ont montré une meilleure régulation osmotique et une meilleure efficacité d’utilisation de l’eau. Les évaluations agronomiques ont également révélé des améliorations significatives de la croissance et de la productivité des plantes. En cas de stress hydrique (60 % FC), les lignées transgéniques présentaient une hauteur de canne de 76 à 109 % plus élevée, avec un diamètre de canne de 71 à 86 % plus grand. La biomasse des pousses a augmenté de 39 à 87 % et celle des racines de 65 à 103 %.

De plus, le pourcentage Brix, indiquant l’accumulation de saccharose, a augmenté de 36 à 55 % chez les plantes transgéniques à 60 % de FC. Ces résultats établissent une corrélation robuste entre l’expression de DREB1A , l’amélioration de la résilience physiologique et l’amélioration de la performance agronomique dans des conditions de sécheresse. La capacité de la canne à sucre transgénique exprimant DREB1A à maintenir une activité photosynthétique plus élevée, une efficacité d’utilisation de l’eau supérieure et une accumulation accrue de biomasse souligne son potentiel en tant que stratégie génétique pour le développement de variétés de canne à sucre résistantes à la sécheresse. Cette étude offre de nouvelles perspectives sur les mécanismes moléculaires sous-jacents à la tolérance à la sécheresse et propose une approche prometteuse pour assurer une culture durable de la canne à sucre dans les régions où l’eau est rare.

Introduction

La canne à sucre (Saccharum officinarum L.) est la deuxième grande culture commerciale du Pakistan, principalement cultivée pour sa forte teneur en saccharose. Cependant, une production optimale est rarement atteinte en raison des pénuries d’eau périodiques 1,2. Il fait partie de la famille des graminées Poaceae et est regroupé dans le clade PACCAD de la sous-famille des Panicoideae3. Les membres de ce clade sont souvent appelés graminées de saison chaude et présententun système photosynthétique C4 4. Le principal mode de fixation du CO2 dans la canne à sucre est la photosynthèse en C4 avec photorespiration minimale5. Les graminéesC4, comme la canne à sucre, peuvent fixer plus de CO2 que les graminéesC3, produisant des niveaux plus élevés de saccharose et présentant une meilleure efficacité d’utilisation de l’azote (NUE) et une meilleure efficacité d’utilisation de l’eau (WUE)6,7,8. Cependant, les besoins en humidité du sol pour la canne à sucre sont assez élevés 9,10,11.

En raison du changement climatique et de la disponibilité limitée de l’eau, il est crucial de produire des variétés de canne à sucre à haut rendement et tolérantes au stress hydrique 12,13,14. La tolérance des plantes au stress hydrique est un trait multigénique influencé par l’intensité, le temps et la durée du stress. En raison de la situation géographique du Pakistan (30,3753° N, 69,3451° E), les pratiques de sélection conventionnelles ne sont pas réalisables en raison de la faible floraison et de la faible viabilité du pollen15. Par conséquent, l’amélioration variétale par la sélection traditionnelle dépend de la variation génétique et de la sélection ultérieure des caractères agronomiques souhaités16. Dans ce contexte, la transformation des gènes liés au stress par le génie génétique est l’une des approches alternatives les plus prometteuses pour améliorer la tolérance au stress des plantes 17,18,19.

Les réponses au stress abiotique chez les plantes sont régulées par plusieurs familles de facteurs de transcription (TF) et des éléments cis, notamment WRKY, MYB, bHLH, ERF et NAC. Ces TF régulent les réseaux d’ajustement osmotique, le piégeage des espèces réactives de l’oxygène (ROS), la régulation stomatique et les voies de signalisation du stress 20,21,22,23,24,25,26. Par exemple, les TF WRKY modulent la signalisation du stress via des voies dépendantes de l’ABA, tandis que les protéines MYB régulent la biosynthèse des flavonoïdes et la fonction stomatique en cas de stress hydrique27. De même, les facteurs bHLH et ERF interagissent avec la signalisation de l’éthylène, améliorant ainsi la résilience à la sécheresse28. Compte tenu de la complexité des réponses au stress, cibler des régulateurs clés tels que DREB1A est une stratégie prometteuse pour améliorer la tolérance à la sécheresse.

Dans cette étude, nous avons étudié le rôle d’ArabidopsisDREB1A dans la canne à sucre transgénique, en nous concentrant sur son impact sur la photosynthèse, les relations avec l’eau et les caractéristiques de rendement dans des conditions de stress hydrique. Le rôle des protéines de liaison DREB (DRE) dans la modulation de la tolérance au stress hydrique a déjà été signalé 27,29,30. Par exemple, Kasuga et al. ont observé que DREB régule positivement l’expression de la séquence DRE chez Arabidopsis thaliana31. De plus, de nombreux chercheurs ont suggéré que la surexpression de la canne à sucre transgénique DREB1A présente l’expression constitutive de gènes induits par le stress et des niveaux de sucre plus élevés que la canne à sucre de type sauvage 17,28,32,33.

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Protocole

Génération du vecteur d’expression rd29A : DREB1A (Figure 1)
Le cadre de lecture ouvert DREB1A sur toute la longueur (ORF, 651 pb) a été amplifié à partir de l’ADNc d’Arabidopsis thaliana L. à l’aide d’amorces spécifiques au gène incorporant les sites de restriction BamHI et EcoRI : forward 5/-GGCGGATCCATGAACTCATTTTCTGCT-3/ et reverse 5/-GGCGAATTCTTAATAACTCCATAACGA-3/. De même, le promoteur rd29A (499 pb) a été amplifié à partir de l’ADN génomique d’Arabidopsis à l’aide d’amorces contenant les sites KpnI et BamHI : forward 5/-GCGGGTACCCCTATTAGAACGATTAAGGAG-3/ et reverse 5/-GGCGGATCCGGTGGTTCCTCTGTTTGATCC-3/. Les réactions de PCR ont été réalisées dans un volume de 25 μL contenant 2,5 μL de tampon PCR 10x, 1,5 mM de MgCl2, 0,2 mM de chaque dNTP, 0,4 μM de chaque amorce, 1 U d’ADN polymérase Taq et 1 μL de matrice d’ADN (environ 100 ng pour l’ADN génomique ou 50 ng pour l’ADNc), avec de l’eau sans nucléase ajoutée au volume final. Les conditions d’amplification des fragments promoteurs DREB1A et rd29A étaient les suivantes : dénaturation initiale à 95 °C pendant 3 min ; 35 cycles de dénaturation à 95 °C pendant 30 s, de recuit à 58 °C pendant 30 s et d’extension à 72 °C pendant 1 min ; suivi d’une dernière extension à 72 °C pendant 7 min. Les produits amplifiés ont été résolus sur un gel d’agarose à 0,7 % et purifiés en gel à l’aide d’un kit d’extraction de gel conformément au protocole du fabricant.

Les produits de PCR amplificateurs DREB1A et rd29A ont été clonés dans le vecteur de clonage, pTZ57R/T, à l’aide d’un clonage TA, et les produits ont été soumis au séquençage de Sanger pour confirmation. La séquence DREB1A (n° d’accession AM992886) a été soumis à GenBank (le promoteur rd29A a été inséré dans les sites KpnI et BamHI, et la séquence codante DREB1A a été insérée en aval dans les sites BamHI et EcoRI, remplaçant ainsi le promoteur 2x35S d’origine et positionnant DREB1A sous le contrôle de rd29A. La cassette finale (rd29A ::DREB1A ::CamV) a été excisée à l’aide de KpnIet d’EcoRV et clonée dans la région de l’ADN-T du vecteur binaire pGA482 pour générer la construction utilisée pour la transformation de la plante (Figure 1). Après le séquençage initial de Sanger pour valider les produits clonés, aucune autre vérification de séquençage n’a été effectuée.

Analyse de séquences génétiques
À l’aide de l’outil bioinformatique référencé, une analyse phylogénétique des séquences protéiques d’AtDREB1A et DREB1 de 13 espèces différentes de dicotylédones et de monocotylédones a été réalisée et comparée via la méthode de jonction par voisinage. Les séquences d’acides aminés ont été extraites de Phytozome (http://phytozome.jgi.doe.gov/pz/portal.html) et de GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/). L’analyse d’alignement de séquences multiples a été effectuée à l’aide du programme en ligne Clustal Omega. Une fois que les séquences essentielles ont été acquises à partir de Phytozome et de GenBank, il n’est plus nécessaire de récupérer des séquences.

Préparation des explants et pistolet à induction des callosités20,34
Le cultivar de canne à sucre a été cultivé dans le champ expérimental de NIBGE, à Faisalabad. Après 6 mois, la partie supérieure de la tige saine a été excisée pour récupérer la région apicale, qui a été taillée jusqu’au bourgeon terminal. Dans des conditions stériles, les rouleaux de feuilles ont été pelés en segments cylindriques de ~5 mm et stérilisés en surface avec de l’éthanol à 70 %. Dans la région située immédiatement au-dessus du méristème apical, environ 10 à 15 disques apicaux (d’une taille de ~3 mm) ont été préparés par tige. Les disques ont été cultivés sur le milieu d’induction des callosités (CIM) comme décrit précédemment 1,20,34. Après 4 à 6 semaines, les Calli embryogènes résultants ont été sous-cultivés sur des CIM frais pour une prolifération supplémentaire. REMARQUE : L’utilisation d’éthanol à 70 % pour la désinfection des surfaces a été jugée suffisante, et aucune étape de stérilisation supplémentaire n’a été requise.

Transformation génétique de rd29A : DREB1A dans la canne à sucre par le gèneGun 20,34
Le cal embryogénique proliféré a été disposé au centre de la plaque de Pétri contenant la CIM. Après 3 jours, les cals ont été bombardés avec un vecteur binaire exprimable végétal recouvert d’or, pGA482, contenant rd29A : DREB1A, à l’aide d’un canon biolistique PDS-1000/He comme décrit en détail34. Après le bombardement, de petites portions de cals ont été cultivées sur CIM pendant 3 jours et placées dans l’obscurité à 26 ± 2 °C. Ensuite, les cals ont été cultivés sur un milieu de sélection de callosités (CSM) contenant 60 mg/L de génétique, sous-cultivés sur CSM tous les 10 jours et placés dans l’obscurité à 26 ± 2 oC.

Après 30 jours, des cals sains ont été cultivés sur un milieu de sélection de régénération (RSM) contenant 60 mg/L d’antibiotique pour obtenir des pousses. Les plaques ont été placées dans une salle de culture pendant 4 semaines à une température contrôlée (26 ± 2 °C), une photopériode lumière/obscurité de 16 h/8 h, une intensité lumineuse de 500 μmol m-2 s-1 et une humidité contrôlée35. Les pousses régénérées ont été cultivées sur un milieu de sélection d’enracinement (RtSM) contenant 60 mg/L d’antibiotique dans des bocaux en verre et placées dans la salle de croissance dans les conditions mentionnées ci-dessus. Après 4 à 6 semaines, les transformants présumés ont été transférés dans de petits pots en plastique contenant de la terre sablonneuse stérilisée et placés dans la salle de culture dans les conditions mentionnées ci-dessus. Il n’est plus nécessaire de procéder à une sous-culture sur milieu de sélection des callosités (CSM) au-delà de 10 jours.

Confirmation moléculaire des plants de canne à sucre transgéniques
Comme décrit précédemment, l’ADN génomique a été isolé à partir des jeunes feuilles de plantules de canne à sucre transgéniques présumées à l’aide de la méthode d’extraction CTAB36. La qualité et la concentration de l’ADN ont été évaluées à l’aide d’un spectrophotomètre NanoDrop et d’une électrophorèse sur gel d’agarose. L’amplification par PCR du gène marqueur sélectionnable nptII (750 pb) et du transgène DREB1A (651 pb) a été réalisée à l’aide d’amorces spécifiques au gène énumérées dans le tableau 1. Chaque réaction de PCR de 25 μL contenait 1 tampon PCR, 2,5 mM de MgCl₂, 0,2 mM de dNTP chacune, 0,4 μM de chaque amorce, 1 U d’ADN polymérase Taq, ~100 ng d’ADN génomique et de l’eau désionisée au volume. Les réactions ont été exécutées dans un thermocycleur dans les conditions suivantes : dénaturation initiale à 95 °C pendant 3 min ; 35 cycles de 94 °C pendant 30 s, 58 °C pendant 30 s, 72 °C pendant 45 s ; suivi d’une extension finale à 72 °C pendant 5 min. Les produits de PCR ont été résolus sur un gel d’agarose à 1 % et visualisés sous lumière UV pour confirmer l’amplification. Les plantules transgéniques positives à la PCR (T0) ont ensuite été transférées dans de grands pots en terre et durcies dans un environnement de serre contrôlé jusqu’à maturité. À maturité, des segments de canne provenant de cinq lignées T₁ sélectionnées au hasard et confirmées par PCR ont été plantés et multipliés dans des microparcelles pendant 12 mois afin de générer suffisamment de séries clonales pour l’expérience de stress hydrique. REMARQUE : Une fois que les gènes nptII et DREB1A ont été confirmés, aucune amplification PCR supplémentaire n’a été effectuée.

Étude d’expression DREB1A
L’expression relative de DREB1A dans les feuilles stressées de plantes de canne à sucre transgéniques et non transgéniques a été quantifiée par PCR en temps réel (qPCR). L’ARN total a été isolé à partir de ~100 mg de tissu foliaire à l’aide du réactif d’extraction selon le protocole du fabricant. La qualité de l’ARN a été vérifiée par électrophorèse sur gel d’agarose et quantifiée à l’aide d’un spectrophotomètre. Pour chaque échantillon, 2 μg d’ARN ont été retranscrits à l’aide du kit de synthèse d’ADNc en suivant les instructions du fournisseur, avec des amorces oligo(dT).

L’ADNc résultant a été utilisé comme matrice pour amplifier un DREB1A de 188 pb à l’aide d’amorces spécifiques au gène : 5'-ACAGAGGAGTTCGTCGGAGA-3' avant et 5'-GAGTCTCCAAGCCGAGTCAG-3'. Chaque réaction qPCR de 25 μL contenait 12,5 μL de 2x SYBR Green qPCR Master Mix, 0,4 μM de chaque amorce, 2 μL d’ADNc dilué (~100 ng de matrice) et de l’eau sans nucléase pour porter le volume à 25 μL. Les réactions ont été effectuées en triple exemplaire sur un thermocycleur en utilisant le programme suivant : dénaturation initiale à 95 °C pendant 5 min, suivi de 40 cycles de 95 °C pendant 30 s, 56 °C pendant 30 s et 72 °C pendant 30 s, avec une extension finale à 72 °C pendant 10 min.

Pour confirmer l’efficacité et la linéarité des réactions de qPCR, une courbe standard a d’abord été générée à l’aide de dilutions en série de 10 fois de l’ADN plasmidique contenant le fragment cloné DREB1A . Cependant, pour l’analyse de l’expression, la quantification relative a été effectuée à l’aide de la méthode 2−ΔΔCt 37. Le gène Actin a servi de référence endogène, et le niveau d’expression de DREB1A dans chaque lignée transgénique a été normalisé à celui du témoin de type sauvage. Toutes les valeurs Ct ont été collectées à l’aide des paramètres automatiques de base et de seuil recommandés par le logiciel de l’instrument. Seules les courbes de fusion avec des pics simples et aigus ont été acceptées, confirmant la spécificité. Un ARN de haute qualité et non dégradé était essentiel pour une quantification précise. Les échantillons d’ARN impurs ou dégradés ont été exclus afin de ne pas compromettre la fiabilité de la synthèse de l’ADNc et de l’analyse de l’expression génique en aval.

Etude des modifications de la canne à sucre induites par DREB1A : expérience de stress hydrique20,34
Après 1 an, trois répétitions de cinq segments de canne (deux nœuds/segment) de plantes transgéniques et non transgéniques (de type sauvage) ont été semées à 5 cm de profondeur dans des pots en terre contenant 18 kg de terre (ECe 1,34 ; SAR 2,72 ; pH 7,8). Trois régimes de stress hydrique : 100, 80 et 60 % FC ont été appliqués (tableau 2). L’activité photosynthétique de la canne à sucre (PN, E et gs) et les relations entre les plantes et l’eau (Ψw, Ψ s et RWC) ont été étudiées après 12 mois. Ne modifiez pas les régimes d’eau établis, car cela affecterait la cohérence des traitements.

Détermination de l’activité photosynthétique
Après 180 jours de stress hydrique, les paramètres d’échange gazeux - taux de photosynthèse (PN), taux de transpiration (E) et conductance stomatique (gs) - ont été mesurés chez des plants de canne à sucre transgéniques et sauvages à l’aide d’un système de photosynthèse portable portable. Les mesures ont été prises entre 09h00 et 11h00 en utilisant la troisième feuille complètement déployée du haut de chaque plante. Le vantail sélectionné a été inséré en douceur dans la chambre de vantail transparente intégrée (3 cm2 de surface de serrage), assurant un contact complet sans plis ni obstruction. Les conditions ambiantes ont été enregistrées en temps réel par le système, tandis que l’intensité lumineuse a été maintenue à environ 1 000 μmol m-2 s-1 sous la lumière naturelle du soleil. L’appareil a été laissé s’équilibrer pendant 30 à 60 s jusqu’à ce que des lectures à l’état d’équilibre soient obtenues pour l’assimilation du CO2 et l’échange de vapeur d’eau. Les capteurs internes de l’instrument ont automatiquement enregistré la température des feuilles, l’humidité relative et la concentration ambiante de CO2 . Pour chaque génotype et traitement, les mesures ont été répliquées sur au moins trois plantes biologiquement indépendantes, et les données ont été stockées à l’interne et exportées ultérieurement pour analyse. On a pris soin de maintenir des conditions environnementales uniformes d’un bout à l’autre des répétitions afin d’assurer la fiabilité des données.

Détermination du potentiel hydrique foliaire et du potentiel osmotique
Le potentiel hydrique (Ψw) de la troisième feuille complètement expansée à partir du sommet des plantes a été déterminé à l’aide de la chambre de pression de type Scholander. Les feuilles ont ensuite été congelées à -20 °C dans des tubes de 1,5 mL, et la sève cellulaire obtenue à partir des feuilles congelées a été utilisée pour analyser le potentiel osmotique (Ψs) à l’aide de l’osmomètre.

Détermination de la teneur en eau relative des feuilles
La teneur en eau des feuilles des plantes transgéniques et de type sauvage a été examinée en détail. Le poids frais des feuilles a été mesuré et les feuilles ont été immergées dans de l’eau distillée pendant la nuit. Par la suite, le poids turgescent des feuilles a été enregistré, tandis que le poids sec a été déterminé en incubant les feuilles à 70 °C pendant 72 h. La RWC de la feuille a été calculée à l’aide de la formule suivante :

figure-protocol-1
REMARQUE : Pour analyser avec précision le potentiel osmotique à l’aide d’un osmomètre, les feuilles doivent être congelées à -20 °C une fois que le potentiel hydrique a été déterminé.

Attributs de rendement
Les caractéristiques de rendement de la canne à sucre ont été mesurées au stade de la récolte, telles que la hauteur de la canne (cm), le diamètre, le nombre de tiges broyables, le brix ( %) et la biomasse des pousses et des racines.

Analyses statistiques
Les expériences sur le terrain (contrôlées à l’aide d’une clôture) ont été réalisées à l’aide d’un plan de conception en blocs complets randomisés avec trois répétitions par traitement (cinq plantes par répétition ; n = 15). Une analyse bidirectionnelle de la variance a été effectuée pour analyser les changements dans différents caractères agronomiques et physiologiques à un niveau de signification de P ≤ 0,05.

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Résultats

Caractérisation moléculaire de lignées transgéniques de canne à sucre
La cassette d’expression rd29A : DREB1A a été construite et clonée dans le vecteur binaire exprimable par les plantes pGA482 (Figure 1), qui a ensuite été transformé en génome de la canne à sucre à l’aide de la technique de transformation à médiation biologique et a réussi à développer des plantules de canne à sucre transgéniques comme décrit (Figure 2). La présenc...

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Discussion

Le développement de la tolérance au stress hydrique chez les plantes est crucial en raison de l’expansion continue des régions sujettes à la sécheresse dans le monde entier. Dans le cadre d’une approche biotechnologique potentiellement réalisable, nous avons étudié le rôle de DREB1A dans la tolérance au stress hydrique dans les lignées de canne à sucre transgénique. Des études antérieures ont rapporté le rôle du facteur de transcription DREB1A dans l’induction de l’expr...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Numéro de projet de soutien aux chercheurs de l’Université Princess Nourah bint Abdulrahman (PNURSP2025R39), Université Princess Nourah bint Abdulrahman, Riyad, Arabie saoudite.

DISPONIBILITÉ DES DONNÉES :
Toutes les données sont fournies dans le présent document.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Vecteur de clonage, pTZ57R/TFermentas, Vilnius, Lituanie
Analyseur d’échange de gaz infrarougeBio-Rad, Californie, États-Unis
OsmomètreBio-Rad, Californie, États-Unis
Machine PCRBio-Rad, Californie, États-Unis
Pistolet biolistique PDS-1000/HeThermoFisher Sceintific Inc, États-Unis
PCR en temps réelThermoFisher Sceintific Inc, États-Unis
Kit de synthèse d’ADNc RevertAidCI-340, CID Bio-Science, Inc., États-Unis
Chambre de pression de type ScholanderSkye instruments, Llandrindod Wells, Birmingham, Royaume-Uni
Réactif TRIzolWescor-5500, Logan, Utah, États-Unis

Références

  1. Ali, S., et al. Climate change and its impact on the yield of major food crops: evidence from Pakistan. Foods. 6 (6), 39(2017).
  2. Farooq, N., Gheewala, S. H. Water use and deprivation potential for sugarcane cultivation in Pakistan. Journal of Sustainable Energy & Environment. 10, 33-93 (2019).
  3. Grass Phylogeny Working Group. Phylogeny and subfamilial classification of the grasses (Poaceae). Ann Mo Bot Gard. 88 (3), 373-457 (2001).
  4. Gibson, D. Grasses and grassland ecology. , Oxford University Press. New York. (2009).
  5. CarmoSilva, A. E., Powers, S. J., Keys, A. J., Arrabaça, M. C., Parry, M. A. Photorespiration in C grasses remains slow under drought conditions. Plant Cell Environ. 31 (7), 925-940 (2008).
  6. Pinto, H., Powell, J. R., Sharwood, R. E., Tissue, D. T., Ghannoum, O. Variations in nitrogen use efficiency reflect the biochemical subtype while variations in water use efficiency reflect the evolutionary lineage of C4 grasses at interglacial CO2. Plant Cell Environ. 39 (3), 514-526 (2016).
  7. Jobe, T. O., Zenzen, I., Rahimzadeh Karvansara, P., Kopriva, S. Integration of sulfate assimilation with carbon and nitrogen metabolism in transition from C3 to C4 photosynthesis. J Exp Bot. 70 (16), 4211-4221 (2019).
  8. Ye, Z. P., et al. Quantifying light response of leafscale wateruse efficiency and its interrelationships with photosynthesis and stomatal conductance in C3 and C4 species. Front Plant Sci. 11, 374(2020).
  9. Dingre, S., Gorantiwar, S. Determination of the water requirement and crop coefficient values of sugarcane by field waterbalance method in a semiarid region. Agric Water Manag. 232, 106042(2020).
  10. Hess, T. M., et al. A sweet deal? Sugarcane, water and agricultural transformation in subSaharan Africa. Global Environmental Change. 39, 181-194 (2016).
  11. Tammisola, J. Towards much more efficient biofuel crops-can sugarcane pave the way. GM Crops. 1 (4), 181-198 (2010).
  12. Pissolato, M. D., et al. Enhanced nitric oxide synthesis through nitrate supply improves drought tolerance of sugarcane plants. Front Plant Sci. 11, 970(2020).
  13. Diniz, C. A., et al. RB0442drought tolerant sugarcane cultivar. Crop Breed Appl Biotechnol. 19 (4), 466-470 (2019).
  14. Deng, Q., Dou, Z., Chen, J., Wang, K., Shen, W. Drought tolerance evaluation of intergeneric hybrids of BC3F1 lines of Saccharum officinarum × Erianthus arundinaceus. Euphytica. 215 (12), 1-13 (2019).
  15. Shahid, M., Khan, F., Saeed, A., Fareed, I. Variability of red rotresistant somaclones of sugarcane genotype S97US297 assessed by RAPD and SSR. Genet Mol Res. 10 (3), 1831-1849 (2011).
  16. Khan, M. A., et al. Evaluation of new sugarcane genotypes developed through fuzz: correlation of cane yield and yield components. Pakistan J Applied Sci. 3 (4), 270-273 (2003).
  17. De Paiva Rolla, A. A., et al. Phenotyping soybean plants transformed with RD29A:AtDREB1A for drought tolerance in the greenhouse and field. Transgenic Res. 23 (1), 75-87 (2014).
  18. Bihmidine, S., et al. Activity of the Arabidopsis RD29A and RD29B promoter elements in soybean under water stress. Planta. 237 (1), 55-64 (2013).
  19. Chaves, M., Davies, B. Drought effects and water use efficiency: improving crop production in dry environments. Funct Plant Biol. 37 (2), iii-vi (2010).
  20. Raza, G., et al. Overexpression of an H+PPase gene from Arabidopsis in sugarcane improves drought tolerance, plant growth and photosynthetic responses. Turkish J Biol. 40 (1), 109-119 (2016).
  21. Augustine, S. M., et al. Overexpression of EaDREB2 and pyramiding of EaDREB2 with the pea DNA helicase gene (PDH45) enhance drought and salinity tolerance in sugarcane (Saccharum spp. hybrid). Plant Cell Rep. 34 (2), 247-263 (2015).
  22. Reis, R. R., et al. Induced overexpression of AtDREB2ACA improves drought tolerance in sugarcane. Plant Sci. 221 - 222, 59-68 (2014).
  23. Molinari, H. B. C., et al. Evaluation of the stressinducible production of proline in transgenic sugarcane (Saccharum spp.): osmotic adjustment, chlorophyll fluorescence and oxidative stress. Physiologia Plantarum. 130 (2), 218-229 (2007).
  24. Zhang, S. Z., et al. Expression of the Grifola frondosa trehalose synthase gene and improvement of droughttolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). J Integr Plant Biol. 48 (4), 453-459 (2006).
  25. Iwasaki, T. The dehydrationinducible RD17 (COR47) gene and its promoter region in Arabidopsis thaliana (accession no. AB004872). Plant Physiol. 115, 1287(1997).
  26. YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. A novel cisacting element in an Arabidopsis gene is involved in responsiveness to drought, lowtemperature or highsalt stress. Plant Cell. 6 (2), 251-264 (1994).
  27. Li, X., et al. Heterologous expression of the Arabidopsis DREB1A/CBF3 gene enhances drought and freezing tolerance in transgenic Lolium perenne plants. Plant Biotechnol Rep. 5, 61-69 (2011).
  28. Saint Pierre, C., Crossa, J. L., Bonnett, D., YamaguchiShinozaki, K., Reynolds, M. P. Phenotyping transgenic wheat for drought resistance. J Exp Botany. 63 (5), 1799-1808 (2012).
  29. Qin, F., et al. Regulation and functional analysis of ZmDREB2A in response to drought and heat stresses in Zea mays L. Plant J. 50 (1), 54-69 (2007).
  30. Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. Molecular responses to drought and cold stress. Curr Opin Biotechnol. 7 (2), 161-167 (1996).
  31. Kasuga, M., Liu, Q., Miura, S., YamaguchiShinozaki, K., Shinozaki, K. Improving plant drought, salt and freezing tolerance by gene transfer of a single stressinducible transcription factor. Nat Biotechnol. 17 (3), 287-291 (1999).
  32. Morran, S., et al. Improvement of stress tolerance of wheat and barley by modulation of expression of DREB/CBF factors. Plant Biotechnol J. 9 (2), 230-249 (2011).
  33. Liu, Q., et al. Two transcription factors, DREB1 and DREB2, with an EREBP/AP2 DNAbinding domain separate two cellular signal transduction pathways in drought and lowtemperatureresponsive gene expression, respectively, in Arabidopsis. Plant Cell. 10 (8), 1391-1406 (1998).
  34. Raza, G. Engineering drought tolerance in sugarcane (Saccharum officinarum L.). , QuaidiAzam University. Islamabad, Pakistan. (2013).
  35. Basso, M. F., et al. Improved genetic transformation of sugarcane (Saccharum spp.) embryogenic callus mediated by Agrobacterium tumefaciens. Curr Protoc Plant Biol. 2 (3), 221-239 (2017).
  36. Richards, E., Reichardt, M., Rogers, S. Preparation of genomic DNA from plant tissue. Curr Protoc Mol Biol. 27 (1), 2.3.1-2.3.7 (1994).
  37. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using realtime quantitative PCR and the 2^-ΔΔCT method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  38. Blum, A. Drought resistance, wateruse efficiency and yield potential-are they compatible, dissonant or mutually exclusive. Australian J Agricultural Res. 56 (11), 1159-1168 (2005).
  39. Pinto, R. S., et al. Heat and drought adaptive QTL in a wheat population designed to minimize confounding agronomic effects. Theor Appl Genet. 121 (6), 1001-1021 (2010).
  40. Li, T., et al. a DREBbinding transcription factor from Daucus carota, enhances drought tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana and modulates lignin levels by regulating ligninbiosynthesisrelated genes. Environ Exp Bot. 169, 103896(2020).
  41. Nie, J., et al. The AP2/ERF transcription factor CmERF053 of Chrysanthemum positively regulates shoot branching, lateral root and drought tolerance. Plant Cell Rep. 37, 1049-1060 (2018).
  42. Kasuga, M., Miura, S., Shinozaki, K., YamaguchiShinozaki, K. A combination of the Arabidopsis DREB1A gene and stressinducible RD29A promoter improved drought and lowtemperature stress tolerance in tobacco by gene transfer. Plant Cell Physiol. 45 (3), 346-350 (2004).
  43. Datta, K., et al. Overexpression of Arabidopsis and rice stressgeneinducible transcription factors confers drought and salinity tolerance to rice. Plant Biotechnol J. 10 (5), 579-586 (2012).
  44. Ravikumar, G., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A transcription factor greatly improves drought stress tolerance in transgenic indica rice. Transgenic Res. 23 (3), 421-439 (2014).
  45. BhatnagarMathur, P., et al. Stressinducible expression of AtDREB1A in transgenic peanut (Arachis hypogaea L.) increases transpiration efficiency under waterlimiting conditions. Plant Cell Rep. 26, 2071-2082 (2007).
  46. Qin, F., et al. Cloning and functional analysis of a novel DREB1/CBF transcription factor involved in coldresponsive gene expression in Zea mays L. Plant Cell Physiol. 45 (8), 1042-1052 (2004).
  47. Pellegrineschi, A., et al. Stressinduced expression in wheat of the Arabidopsis thaliana DREB1A gene delays water stress symptoms under greenhouse conditions. Genome. 47 (3), 493-500 (2004).
  48. Li, X. P., et al. Soybean DREbinding transcription factors that are responsive to abiotic stresses. Theor Appl Genetics. 110, 1355-1362 (2005).
  49. Gao, S. Q., et al. A cotton (Gossypium hirsutum) DREbinding transcription factor gene, GhDREB, confers enhanced tolerance to drought, high salt and freezing stresses in transgenic wheat. Plant Cell Rep. 28, 301-311 (2009).
  50. Dubouzet, J. G., et al. OsDREB genes in rice (Oryza sativa L.) encode transcription activators that function in drought, highsalt and coldresponsive gene expression. Plant J. 33 (4), 751-763 (2003).
  51. Morgan, J. M. Osmoregulation and water stress in higher plants. Annu Rev Plant Physiol. 35, 299-319 (1984).
  52. Gupta, A. S., Berkowitz, G. A. Osmotic adjustment, symplast volume and nonstomatal water stress inhibition of photosynthesis in wheat. Plant Physiol. 85 (4), 1040-1047 (1987).
  53. Gunasekera, D., Berkowitz, G. A. Evaluation of contrasting cellularlevel acclimation responses to leaf water deficits in three wheat genotypes. Plant Sci. 86 (1), 1-12 (1992).
  54. Brini, F., Hanin, M., Mezghani, I., Berkowitz, G. A., Masmoudi, K. Overexpression of wheat Na⁺/H⁺ antiporter TNHX1 and H⁺pyrophosphatase TVP1 improve salt and droughtstress tolerance in Arabidopsis thaliana plants. J Exp Bot. 58 (2), 301-308 (2007).
  55. Vadez, V., Rao, S., Sharma, K., BhatnagarMathur, P., Devi, M. J. DREB1A allows for more water uptake in groundnut by a large modification in the root/shoot ratio under water deficit. Journal of SAT Agricultural Research. 5 (1), 1-5 (2007).
  56. Vadez, V., Rao, J. S., BhatnagarMathur, P., Sharma, K. DREB1A promotes root development in deep soil layers and increases water extraction under water stress in groundnut. Plant Biol. 15 (1), 45-52 (2013).

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