Pour mieux comprendre la réponse des lésions des chondrocytes à une surcharge mécanique du cartilage, le protocole décrit le développement d’un modèle d’impact cartilagineux ex vivo qui a été sublétal pendant 24 heures.
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Article de méthode
In vitro Modèle d’impact pour générer des lésions sublétales des chondrocytes dans des explants de cartilage bovin
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’arthrose post-traumatique (PTOA) est une maladie articulaire progressive répandue, dégénérative et douloureuse qui survient généralement après un traumatisme articulaire important, affectant plus de 6 millions d’Américains. Le traumatisme cartilagineux induit par un impact entraîne une réponse à une lésion des chondrocytes qui culmine dans la PTOA. Il est nécessaire de comprendre les événements moléculaires associés aux lésions des chondrocytes pour développer des thérapies visant à prévenir l’APFO ou à ralentir sa progression. Pour faciliter cela, un modèle d’impact cartilagineux ex vivo qui a été sublétal pendant 24 heures a été développé. Des explants ostéochondrales ont été récoltés à partir d’articulations métacarpo-phalangiennes bovines, et une tour de chute a été utilisée pour fournir des charges d’impact aux explants. Pour s’assurer que la contrainte et l’impact étaient appliqués de manière relativement uniforme sur le cartilage articulaire, les explants ont été positionnés avec la surface de l’os vers le haut, et l’os a été impacté par le haut. Différentes charges ont été appliquées aux explants à partir de hauteurs de chariot de 4,0 cm, 4,5 cm et 5,0 cm, ce qui a entraîné des contraintes maximales moyennes de 10,87 ± 1,84 MPa, 11,69 ± 0,67 MPa et 12,98 ± 0,75 MPa, respectivement. L’étude a analysé le rôle de la présence de l’os sous-chondral dans le cartilage pendant la culture post-impact et l’effet de l’utilisation d’un support ajusté ou lâche pendant l’impact, en évaluant la viabilité cellulaire et l’apoptose. Le cartilage articulaire impacté à partir de 4,5 cm, combiné à un support ajusté et à un retrait immédiat de l’os, a fourni le modèle optimal pour induire des lésions cartilagineuses avec une mort cellulaire minimale 24 heures après l’impact.
Introduction
L’arthrose post-traumatique (PTOA) est une maladie débilitante qui touche plus de 5 millions d’adultes aux États-Unis1. Un seul impact traumatique sur le cartilage peut déclencher une réponse de lésion des chondrocytes, entraînant des symptômes précoces et une lutte à vie contre les douleurs et les dysfonctionnements articulaires2. Le cartilage a peu ou pas de capacité de réparation intrinsèque, et il existe donc un besoin non satisfait de développer des thérapies pour modifier la progression de la maladie3. Parce que la PTOA est corrélée à un seul événement traumatique clairement défini, il est possible d’intervenir avant que la maladie ne progresse. Cependant, le développement de ces traitements est entravé par le manque de connaissances sur la signalisation moléculaire qui régule la réponse aux lésions des chondrocytes et conduit à l’arthrose post-traumatique 2,3,4. Une meilleure compréhension des événements moléculaires à la suite d’une lésion des chondrocytes pourrait aider à concevoir de nouveaux traitements qui sauvent la réponse aux lésions des chondrocytes et préviennent ou retardent le développement de PTOA 2,5,6.
Pour mieux comprendre la signalisation moléculaire des lésions des chondrocytes, des recherches antérieures ont utilisé des tours de chute ou des dispositifs similaires qui impactent mécaniquement les explants de cartilage afin qu’une réponse à la blessure soit initiée. Ces études ont cherché à caractériser de nombreux aspects de cette réponse, y compris les changements dans les propriétés mécaniques et la structure 7,8, les dommages à la matrice et la synthèse 6,9,10,11, le dysfonctionnement mitochondrial 12,13,14,15, les voies de transport ionique 16,17,18,19, et l’expression des gènes 9,11,20,21,22,23. Cependant, dans bon nombre de ces études, la viabilité cellulaire n’a pas été signalée ou a été compromise, avec une viabilité cellulaire de 50 % ou moins dans certaines études 24,25,26. Les effets confondants de la faible viabilité cellulaire peuvent rendre difficile l’étude de la réponse aux blessures. La mort des chondrocytes qui suit immédiatement un traumatisme articulaire est irréversible, mais les thérapies qui traitent les lésions des chondrocytes atténuent le PTOA27 ultérieur. Afin d’identifier les changements moléculaires associés à des lésions des chondrocytes et non à une perte de cellules viables, un modèle d’impact du cartilage qui maintient la viabilité des chondrocytes pendant un certain temps est nécessaire. De plus, un impact sur le cartilage qui génère une réponse de lésion des chondrocytes relativement uniforme dans tout le tissu cartilagineux fournirait les résultats les plus cohérents dans l’analyse du comportement cellulaire.
L’objectif de l’étude était de développer et de caractériser un modèle rentable de lésions par impact ex vivo pour le cartilage articulaire qui conserve la capacité d’étudier les voies de signalisation inhérentes à la réponse aux lésions aiguës du cartilage. De plus, un tel modèle pourrait être utilisé pour évaluer les traitements potentiels pour sauver la réponse à la blessure. Pour ce faire, nous avons d’abord développé une technique stérile pour récolter des explants de cartilage à partir d’articulations métacarpo-phalangiennes bovines d’animaux squelettiques matures à l’aide d’un trépan à pointe de diamant monté sur une perceuse à colonne. Les articulations métacarpo-langiennes sont jetées par l’abattoir lorsque les animaux sont transformés pour la consommation alimentaire, ce qui fait de cette articulation une source de tissu facilement accessible et peu coûteuse. Ensuite, nous avons établi un modèle de blessure par impact où l’échantillon ostéochondral a été placé dans un support sous un dispositif de tour de chute. Dans ce modèle, les échantillons ostéochondrales ont été placés avec la surface articulaire tournée vers le bas sur une surface en acier inoxydable poli miroir #8, et l’os a été soumis à un impact par le haut, délivrant une charge relativement uniforme au tissu cartilagineux. Les paramètres d’impact qui maintiennent la viabilité des chondrocytes pendant 24 heures après l’impact tout en déclenchant une réponse de lésion moléculaire apoptotique ont été déterminés. Les supports qui permettaient différentes quantités de mouvement latéral de l’échantillon pendant l’impact ont été évalués pour leur effet sur la viabilité cellulaire et l’apoptose ; Enfin, l’effet de l’ablation du cartilage de l’os sous-chondral après l’impact a été évalué.
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Protocole
L’utilisation de membres de bovins provenant d’un abattoir local ne nécessitait pas d’approbation éthique, car les tissus ont été prélevés post-mortem sur des animaux transformés pour la consommation alimentaire.
1. Récolte d’explants ostéochondrales
- Stérilisez les matériaux suivants à l’aide d’un autoclave avant la récolte de l’explant : solution saline tamponnée au phosphate (PBS ; environ 1 L par joint), foret à carottier, adaptateur pivotant à eau, une bouteille de lavage autoclavable, un manche de scalpel, deux pinces et une lame de scie d’autopsie.
- Installez une hotte de culture tissulaire avec une perceuse à colonne et un étau à l’intérieur d’un bassin pour contenir le PBS. Assemblez le foret de carottage et l’adaptateur pivotant dans la perceuse à colonne et connectez la buse de l’adaptateur pivotant avec un tuyau à une tourie remplie de PBS stérilisé. Assemblez la scie d’autopsie et placez-la à l’intérieur du capot (Figure 1A-B).
- Étalez les sous-coussinets jetables en une pile dans le capot de culture tissulaire, un pour chaque articulation.
REMARQUE : Les sous-coussinets absorbent le PBS et le liquide synovial qui peuvent s’écouler lors de l’ouverture de l’articulation. L’empilement de plusieurs sous-coussinets permet de retirer facilement la couche supérieure lorsqu’elle devient trop humide, offrant ainsi un espace de travail propre et sec tout au long de la procédure. - Préparez un tube à essai de 50 ml contenant 70 % d’éthanol et un autre tube à essai de 50 ml contenant 0,13 % v/v de bétadine dans du PBS, et placez-les dans le capot. Placez la pince et le manche du scalpel dans le tube à essai d’éthanol pour maintenir la stérilité pendant la manipulation des tissus et placez une plaque de culture cellulaire stérile à 6 puits à l’arrière de la capuche.
- Préparer 3 mL de milieu de culture cellulaire par échantillon prévu. Le milieu de culture se compose d’un milieu d’aigle modifié (DMEM) avec 0,9 mM de pyruvate de sodium, d’insuline, de transferrine et de sélénium (ITS), de 50 mg/mL d’acide L-ascorbique, d’acides aminés non essentiels de milieu essentiel minimal (MEM), de pénicilline, de streptomycine et d’amphotéricine B. Ajouter de l’acide L-ascorbique et de l’ITS le jour de l’utilisation28.
- Obtenir des pattes antérieures de bovins d’animaux squelettiques matures d’un abattoir local dans les 6 heures suivant le sacrifice. Gardez les mouchoirs sur la glace pendant le transport.
- Isolez l’articulation métacarpo-phalangienne en retirant le sabot à l’aide d’une scie à ruban à viande sans ouvrir la capsule articulaire. Retirez la peau à l’aide des lames de scalpel #22 sans percer la capsule articulaire.
- Rincez soigneusement chaque patte à l’extérieur de l’enceinte de sécurité biologique avec de l’eau froide pour enlever la saleté et enduisez-la de bétadine pour désinfecter.
- À l’intérieur du capot de culture tissulaire, ouvrez la capsule articulaire à l’aide d’une nouvelle lame de scalpel #22. Isolez l’articulation distale et maintenez le cartilage articulaire hydraté avec du PBS à partir d’une bouteille de lavage (Figure 1C). Couvrez le cartilage articulaire avec de la gaze stérile imbibée de PBS pour maintenir l’hydratation.
- Isolez davantage l’articulation métacarpo-phalangienne distale en coupant le métatarse à l’aide de la scie d’autopsie (Figure 1D). Placez l’articulation distale dans l’étau avec le cartilage recouvert vers le haut et serrez jusqu’à ce qu’elle soit bien fixée. Pendant tout le processus, humidifiez régulièrement la gaze sur le cartilage avec du PBS.
- Pliez la gaze pour l’éloigner d’un condyle et ajustez la position de l’étau de sorte que le trépan se trouve au-dessus de la région la plus plate de la surface articulaire (figure 1E).
- Ouvrez la soupape de la tourie pour permettre au PBS de s’écouler à travers le trépan. À l’aide d’une bouteille de lavage, hydratez continuellement le tissu avec du PBS et refroidissez les échantillons pendant le forage.
REMARQUE : Le PBS de la tourie et de la bouteille de lavage a un effet rafraîchissant pendant le processus de carottage. - Carottez lentement dans le condyle, en enfonçant le foret dans la surface du condyle. Relâchez fréquemment la pression et laissez la chaleur se dissiper. Continuez jusqu’à ce que la profondeur du carottage soit d’environ 2 mm dans l’os sous-chondral. Répétez l’opération pour chaque côté (Figure 1E).
REMARQUE : Les signes de surchauffe comprennent une évaporation rapide du liquide ou une odeur de brûlé. - Utilisez la scie d’autopsie pour libérer les noyaux ostéochondrales en coupant l’os parallèlement à la surface du cartilage articulaire, en continuant à presser le PBS de la bouteille de lavage vers l’interface de la scie d’autopsie et de l’os ostéochondral pendant la coupe. Lors de cette étape, maintenez la gaze humidifiée à la surface du cartilage articulaire pour éviter la déshydratation.
- Conservez les carottes ostéochondrales (Figure 1F) dans une solution diluée de bétadine (voir étape 1.3) jusqu’à ce que toutes les articulations aient été traitées.
- Rincer les carottes ostéochondrales dans du PBS et transférer les échantillons dans des puits individuels d’une plaque stérile à 6 puits contenant 3 mL de milieux de culture préchauffés (DMEM avec 0,9 mM de pyruvate de sodium, insuline-transfertrine-sélénium (ITS), 50 mg/mL d’acide L-ascorbique, d’acides aminés non essentiels, de pénicilline, de streptomycine et d’amphotéricine B)28. Maintenir les échantillons dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5 % de CO2 jusqu’à la procédure d’impact du lendemain.
2. Impact d’explant ostéochondral
- Fabriquez un support d’impact en acier inoxydable avec une surface d’impact polie miroir (figure supplémentaire 1 et figure supplémentaire 2) et percez les trous correspondants dans la plaque de base de la tour de chute (figure supplémentaire 3).
- Stérilisez les matériaux suivants à l’aide d’un autoclave avant la procédure d’impact : tête d’impact sphérique en acier inoxydable de 15 mm de diamètre, support en acier inoxydable avec surface d’impact polie miroir, 4 vis 6/32, 4 rondelles, pince.
- Placez une tour de chute qui avait déjà été conçue et fabriquée29 dans une enceinte de biosécurité. Pour cette étude, utilisez une tour de chute avec une tête d’impacteur sphérique de 15 mm de diamètre montée sur un chariot équipé d’une cellule de charge et d’un accéléromètre (figure 2A), avec une masse totale du chariot de 358,4 g.
- Fixez le support à la plaque de base de la tour de chute à l’aide de quatre vis autoclavées (Figure 2B). Dans cette étude, des supports avec des ouvertures circulaires de 8,7 mm et 9,1 mm de diamètre ont été testés.
- Placez un noyau ostéochondral dans le support (Figure supplémentaire 1, Figure supplémentaire 2, Figure supplémentaire 3) sous la tête de l’élément de frappe de la tour de chute, l’os vers le haut.
REMARQUE : Le placement du noyau ostéochondral avec l’os vers le haut et la surface articulaire vers le bas30 a été choisi pour une charge plus homogène. - Ajustez le chariot de la tour de chute à la hauteur souhaitée par rapport au haut de l’os. Déterminer la hauteur approximative de la tour de chute à partir d’études pilotes. Des hauteurs de 4,0, 4,5 et 5,0 cm ont été évaluées dans cette étude.
- Cliquez sur le bouton Démarrer du logiciel d’acquisition de données (Fichier de codage supplémentaire 1) juste avant de libérer le chariot de la tour de chute en libérant la butée de la broche (Figure 2A) et en laissant la tête de l’impacteur tomber sous le poids de la gravité sur l’échantillon. Soulevez immédiatement le chariot et posez-le sur la butée de broche.
REMARQUE : Pendant l’impact, les données seront recueillies à 100 kHz à l’aide d’un logiciel d’acquisition de données connecté à un module d’acquisition de données, qui enregistre les signaux d’un capteur de charge placé entre la tête de l’élément de frappe et le chariot, ainsi que d’un accéléromètre. Bien que nous soulevions le chariot dès que possible après l’impact, il n’a pas de fonction anti-rebond ou d’autre mécanisme pour éviter un deuxième impact. - Placez le fichier .txt généré par le logiciel d’acquisition de données dans le même dossier que le code d’analyse de données Matlab (Supplementary Coding File 2, également disponible à l’https://github.com/sogol-younesi/cartilage-impact-analysis) et exécutez le code d’analyse des données pour filtrer les données brutes et calculer les paramètres d’impact.
REMARQUE : Le code d’analyse des données utilise une épaisseur de cartilage de 0,563 mm pour calculer l’énergie d’impact. Cela a été déterminé comme l’épaisseur moyenne du cartilage prélevée à > 50 endroits sur chacun des cinq échantillons dans une étude distincte utilisant la méthode de l’aiguille31 et un testeur mécanique Biomomentum Mach-1. Les paramètres d’impact sont calculés comme décrit précédemment32. - Retirez le cartilage de l’os avec une lame de scalpel #11, le cas échéant. Remettre l’échantillon dans le milieu et l’incubateur humidifié à 37 °C avec 5 % de CO2 jusqu’à l’imagerie du lendemain.
REMARQUE : L’effet de l’ablation du cartilage de l’os immédiatement après l’impact ou 24 h après l’impact a été évalué dans cette étude.
3. Caractérisation de la viabilité cellulaire dans des échantillons de cartilage
- Retirez le cartilage de l’os si nécessaire. Coupez l’échantillon de cartilage en deux à l’aide d’un scalpel bien aiguisé. Évitez de faire plusieurs coupes ; Visez une seule incision pour assurer un bord lisse.
- Immerger chaque demi-échantillon d’intérêt dans une solution composée d’un homodimère d’éthidium de 5 μM et de 2,5 μM de calcien AM dans du PBS. Protéger de la lumière et incuber à température ambiante pendant 30 minutes pour terminer la coloration des animaux morts.
- Rincer les échantillons avec du PBS 2x et conserver les échantillons dans le PBS jusqu’à l’imagerie. Imagez dès que possible après la fin de la coloration.
- Placez l’échantillon de cartilage à la verticale sur quelques gouttes de PBS dans une boîte de microscopie de sorte que le demi-cercle complet soit visible de l’avant du microscope. Capturez des images avec un microscope confocal inversé. Pliez légèrement le cartilage avec une pince s’il ne se tient pas debout tout seul.
- À l’aide de FIJI, une distribution d’ImageJ avec les plugins33 inclus, convertissez d’abord l’image en 8 bits en cliquant sur Image > Type > 8 bits. Ensuite, définissez le seuil sous Image > Ajuster > seuil, puis cliquez sur Appliquer. Ensuite, exécutez la fonction Watershed sous Traiter > binaire, puis exécutez Analyser les particules... sous Analyser pour les canaux vert et rouge. Analysez les images capturées à une hauteur z cohérente pour chaque échantillon afin d’établir des comparaisons précises entre les groupes.
- Calculez la viabilité des cellules en divisant le nombre de cellules vivantes par le nombre total de cellules dans l’échantillon.
4. Caractérisation de l’apoptose dans des échantillons de cartilage
- Immerger chaque demi-échantillon d’intérêt dans le réactif de détection 8 μM Caspase-3/7 Green dans PBS. Protéger de la lumière et incuber à 37 °C pendant 30 min.
- Laver les échantillons avec PBS 3x. Fixer les échantillons colorés en les incubant dans du paraformaldéhyde (PFA) à 4 % pendant 15 min. Laver à nouveau avec du PBS et stocker dans du PBS jusqu’à l’imagerie. Image dans les 24 h suivant la coloration.
- Image avec microscope confocal (voir étape 3.4 ci-dessus). Pour des comparaisons valides de l’intensité de fluorescence entre les groupes, maintenez des paramètres d’imagerie cohérents pour tous les échantillons, y compris la lentille de l’objectif, la puissance du laser d’excitation, le gain du détecteur de tube photomultiplicateur, la taille du sténopé, l’épaisseur de la coupe optique, la vitesse de balayage, la moyenne des lignes et la résolution de l’image.
- À l’aide de l’extension FIJI d’ImageJ, sélectionnez Valeur de gris moyenne dans le menu Analyser > Définir les mesures... .
- Utilisez l’outil Section polygonale pour délimiter toute la zone de l’échantillon illustré dans une image. Exécutez la fonction Mesure dans le menu Analyser et enregistrez la valeur de gris moyenne en utilisant les mêmes paramètres de traitement pour tous les groupes.
- Utilisez l’outil Section polygonale pour sélectionner une zone de l’image qui ne contient pas l’échantillon et exécutez à nouveau la fonction Mesurer. Enregistrez-le comme valeur de gris moyenne d’arrière-plan.
- Calculez l’intensité de fluorescence en soustrayant la valeur moyenne de gris d’arrière-plan de la valeur moyenne de gris de l’échantillon.
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Résultats
La charge d’impact mécanique sur les explants ostéochondrales a été appliquée à l’aide d’une tour de chute avec des hauteurs de chariot de 4,0 cm, 4,5 cm et 5,0 cm au-dessus du tissu (n = 3 ou 4). L’augmentation de la hauteur du chariot avant qu’il ne soit lâché a entraîné une augmentation des forces d’impact, des contraintes maximales moyennes, des taux de charge et des énergies d’impact (tableau 1).
Nous avons cherché à développer un modèle de lésion cartilagineuse ex vi...
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Discussion
L’objectif de cette étude était de caractériser et d’optimiser un modèle d’impact cartilagineux qui ne compromet pas la viabilité cellulaire pour l’étude des événements moléculaires après une lésion des chondrocytes, dans le but éventuel de développer un traitement qui sauve les cellules lésées pour prévenir la progression de la PTOA. Dans la poursuite de cet objectif, une charge mécanique a été délivrée à la partie osseuse des noyaux ostéochondraux, transférant la charge au tissu cartil...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Cette étude a été financée par la subvention NIH NIAMS R21 AR080255. Les auteurs tiennent à remercier Kevin Carr d’avoir apporté son expertise en usinage et en fabrication à ce projet. Les auteurs remercient la boucherie de Mooresville (Mooresville, IN) d’avoir fourni des tissus pour cette étude. Les auteurs remercient le personnel de la plateforme du Centre de microscopie biologique de l’Indiana pour leur aide en matière de microscopie confocale.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| #11 lame de scalpel stérile | Thermo Fisher Scientific | 10-001-823 | Retirer le cartilage de l’os |
| #22 lame de scalpel stérile | Thermo Fisher Scientific | 10-001-833 | Retirer la peau des tissus bovins et ouvrir l’articulation en coupant les ligaments |
| 10-1000 ul pointes de pipette | Thermo Fisher Scientific | 02-707-411 | Mesurer et transférer ; PBS, milieux de culture et autres solutions ; |
| Éthanol 200 proof | Thermo Fisher Scientific | 03-007-647 | Utilisé pour préparer 70 % d’éthanol comme agent stérilisant pour désinfecter les outils chirurgicaux et maintenir un environnement stérile pendant la préparation et le traitement des tissus. |
| Tube à centrifuger de 50 mL (stérile) | Thermo Fisher Scientific | 339652 | Utilisé pour stocker des milieux et des échantillons |
| Tourie de 5 gallons | Thermo Fisher Scientific | 04-355-233 | Récipient stérile en PBS qui est relié à l’adaptateur pivotant par un tuyau. |
| Plaque à 6 puits (stérile) | Thermo Fisher Scientific | 140685 | Utilisé pour stocker temporairement les carottes ostéochondrales dans un environnement stérile avec des milieux préchauffés pendant la collecte, l’incubation avant les études d’impact et l’imagerie |
| Accéléromètre | Kistler | 8743A5 | Utilisé pour mesurer l’accélération produite lors d’un impact |
| Kit de coloration par apoptose (CellEvent) | Thermo Fisher Scientific | C10423 | Utilisé pour détecter et visualiser les cellules apoptotiques |
| Flacons de lavage autoclavables | Nalgene | 2405-0500 | Remplir de PBS stérile pour hydrater le cartilage lors du prélèvement tissulaire. |
| Scie d’autopsie | Mopec | BD 810 | Retirez tout excès d’os soit après l’ouverture de l’articulation, soit après l’extraction du noyau ostéochondral |
| Mopec | BD 101 | Utilisé pour couper l’os afin d’isoler et de libérer les explants ostéochondrals. | |
| Bétadine | Avrio Santé S.E.C. | n/a | Utilisé pour la désinfection de l’extérieur des échantillons de bovins avant leur passage dans le capot et dilué pour la désinfection des échantillons ostéochondrales finaux. |
| Tuyau transparent de 4 pieds | n/a | n/a | Utilisé pour connecter la tourie de 5 litres contenant du PBS à l’adaptateur pivotant de la perceuse à colonne pour transporter le PBS. |
| Mèche de carottage ; | Outils industriels super-durs UKAM | 3EDCD7160 | Utilisé pour extraire les explants ostéochondrales de l’os en perçant dans le cartilage articulaire et l’os sous-chondral.- ; diamètre du foret : 7/16" (forets à carottes diamantées galvanisées) |
| Clé à molette | McMaster Carr | 5362A1 | Utilisé pour serrer la pince (qui maintient le joint en place) et serrer le foret de carottage ; ; |
| Pipettes sérologiques jetables | Thermo Fisher Scientific | 13-678-11 | Mesure et transfert PBS et milieux de culture |
| Sous-tampon jetable | Thermo Fisher Scientific | 23-666-062 | Utilisé pour couvrir l’espace de comptoir afin d’absorber l’eau et les liquides pendant la récolte pour plus de commodité et d’hygiène |
| Unités de filtration sous vide jetables | Thermo Fisher Scientific | SCGP00525 | Filter PBS et autres solutions |
| Perceuse à colonne ; ; | WEN | 433TV 3,25 pouces | Appliquez une force pour forer des échantillons ostéochondrales - WEN 433TV 3,25 pouces |
| Étau d’angle d’inclinaison de la perceuse à colonne | WEN | TV434 | Sécurise les échantillons ostéochondrales dans une position fixe à l’angle souhaité pendant le processus de carottage. |
| Tour de chute | sur mesure | n/a | Utilisée pour l’impact sur les échantillons |
| FIJI (ImageJ Extension) | n/a | n/a | Logiciel utilisé pour le traitement et l’analyse d’images de microscopie, y compris la quantification de la viabilité cellulaire et de l’apoptose |
| Pince | Fisherbrand | 12-000-163 | Utilisée pour couper les tissus dans la capuche, ouvrir l’articulation et transférer les échantillons |
| Gaze (stérile) | Dukal | 6412 | Utilisé pour hydrater le cartilage articulaire après l’ouverture de la capsule articulaire |
| Flacon de milieu en verre de 1 litre | Sigma Aldrich | CLS13951LHTC | Utilisé pour stocker le PBS stérile |
| Gants | Thermo Fisher Scientific | 19-130-1597D | Utilisé pour protéger l’équipe de collecte |
| Insuline-Transferrine-Sélénium (ITS) | Gibco | 41400-045 | Complément de support |
| Logiciel d’acquisition de données LabVIEW | National Instruments | n/a | Capture les données du capteur de charge et de l’accéléromètre pendant les essais d’impact pour une analyse ultérieure. |
| Acide L-ascorbique | Merck | A4403 | Supplément de média |
| Microscope confocal à balayage laser | Olympus | FV1000D | Utilisé pour capturer des images tridimensionnelles haute résolution d’échantillons de tissus colorés. |
| Kit de coloration pour dosage vivant et mort | Thermo Fisher Scientific | L3224 | Utilisé pour différencier les cellules vivantes et mortes dans les échantillons de tissus afin d’évaluer la viabilité cellulaire |
| Capteur de charge | Kistler | 9712B5000 | Utilisé pour mesurer la force appliquée lors d’un impact. |
| MATLAB ; | Le MathWorks Inc. | n/a | |
| Scie à ruban à viande | Skymsen | MSKLE | Retirer le sabot du carpe d’échantillons de bovins |
| Micropipette 10-100 uL | Thermo Fisher Scientific | FBE00100 | Mesure et transfert ; PBS et milieux de culture |
| Milieu essentiel minimal (MEM) solution d’acides aminés non essentiels | Gibco | 11140-050 | Supplément de milieu |
| Aigle modifié' s Medium (DMEM) | Gibco | 10566-016 | Culture d’explants ostéochondral. |
| Pénicilline-Streptomycine | Thermo Fisher Scientific | 15-140-148 | Supplément de média |
| Solution saline tamponnée au phosphate | Thermo Fischer Scientific | BP399-20 | Utilisé pour rincer, hydrater et refroidir les tissus afin de maintenir les conditions physiologiques, de prévenir la déshydratation et de préparer des solutions de coloration |
| Porte-échantillon sur tour de chute | fabriqué sur mesure | n/a | Sécurise le noyau ostéochondral lors de l’impact. |
| Manche de scalpel ; | Thermo Fisher Scientific | 16-100-107 | Utilisé pour la coupe précise, la dissection des tissus et l’ouverture de l’articulation. |
| Vis (ajouter au cad) | Filetage 6-32 Taille-18-8 Acier inoxydable Vis à tête creuse | ||
| Pyruvate de sodium | Gibco | 11360-070 | Supplément de média |
| Tête d’impacteur sphérique | McMaster Carr | 9292K52 | Autoclave avant procédure d’impact |
| Masques chirurgicaux Masque | filtrant | 375101 | Utilisé pour protéger l’équipe de collecte |
| Adaptateur de pivot d’eau ; | UKAM Industrial Superhard | Tools 7035812 | Se connecte au trépan de carottage pour fournir un flux continu de PBS pour le refroidissement pendant le processus de forage. |
Références
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- Dilley, J. E., Bello, M. A., Natoli, R. M., McKinley, T. O., Sankar, u Post-traumatic Osteoarthritis: A Review of Pathogenic Mechanisms and Novel Targets for Mitigation. Bone Rep. 18, 101658(2023).
- Grande, D. A., Schwartz, J. A., Brandel, E., Chahine, N. O., Sgaglione, N. Articular Cartilage Repair: Where We Have Been, Where We Are Now, and Where We Are Headed. Cartilage. 4 (4), 281(2013).
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