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Article de méthode

Perfusion de machines normères de reins de rats pour transplantation

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DOI :

10.3791/68251

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27 janvier 2026

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1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la perfusion normothermique ex vivo d’un rein de rat pour une transplantation ultérieure dans un rat receveur.

Résumé

La technique de perfusion par machine normotherme (NMP) est une technologie prometteuse de préservation des organes qui offre une plateforme d’évaluation et d’intervention ex-vivo des organes. En raison de la disponibilité limitée d’organes cliniquement abandonnés et du coût élevé des grands modèles animaux, le modèle NMP pour petits animaux a été considéré comme une alternative prometteuse à la recherche. Ici, nous avons établi un protocole standardisé de PNN et de transplantation pour les reins de rats, fournissant un guide étape par étape pour l’obtention rénale, la préservation du NMP et la transplantation. Les détails et paramètres du NMP ont été enregistrés. Tous les receveurs rats ont réussi à survivre à cette intervention chirurgicale et à la technique de la PNN, et la fonction rénale du greffon est restée normale après la transplantation. Le taux de survie et l’histologie des greffons de la NMP n’ont montré aucune différence significative avec celle du stockage statique à froid (SCS) au jour 7 postopératoire. Cette nouvelle stratégie de PNN dans des modèles animaux petits pourrait bénéficier à des études fondamentales liées à la préservation, à l’évaluation et à l’intervention des organes à l’avenir. De plus, ce modèle offre une plateforme rentable et évolutive pour les essais précliniques de traitements, de techniques d’imagerie et d’interventions liées à la perfusion.

Introduction

La maladie rénale terminale (ECK) représente un fardeau en rapide croissance pour la santé et les systèmes de santé à travers lemonde 1,2,3. Bien que la dialyse soit la thérapie prédominante pour la DARK dans la plupart des pays, la transplantation rénale reste le traitement de référence, offrant une meilleure qualité de vie et améliorant la survie et le pronostic par rapport à ladialyse 1,3,4,5. Cependant, la pénurie de reins de donneurs limite la diffusion supplémentaire des greffes rénales et conduit à une utilisation croissante des greffons donnés après la mort circulatoire (DCD) ou prélevés auprès de donneurs à critères étendus (ECD)6,7,8.

Le stockage statique à froid (SCS) est actuellement la méthode standard pour la préservation des organes, mais une ischémie froide prolongée augmente le risque de retard de fonction des greffons (DGF) et provoque un rejet aigu et chronique, notamment dans les greffes DCD ouECD 9,10,11,12. Il est donc crucial de rechercher une méthode de préservation des organes pour minimiser les dommages causés par l’ischémie froide et améliorer le pronostic des greffons. La perfusion de machines normères (PNM) est une technique émergente de préservation des organes qui peut imiter des conditions physiologiques en faisant circuler la perfusée chauffée et oxygénée à travers l’organe 12,13,14,15. Cela peut également maintenir un état métabolique proche de la physiologie, permettant d’évaluer la viabilité des organes, d’atténuer les lésions ischémiques par le froid, et même de réparer les lésionsorganiques 16,17,18,19,20. Comparé au SCS, la NMP entraîne un pourcentage réduit de DGF et un meilleur pronostic des greffons dans les greffons DCD etECD 17,21,22.

Les reins porcins et les reins humains cliniques rejetés sont actuellement utilisés dans la recherche fondamentale sur laNMP 20,23,24. Néanmoins, il convient de noter que les modèles porcins font face à des limitations importantes, notamment des coûts élevés d’élevage, des exigences élevées en dosage de médicaments et une rareté de réactifs spécifiques àchaque espèce 25. De plus, l’utilisation d’organes humains abandonnés implique une disponibilité limitée et des processus d’examen éthique complexes. Ces contraintes restreignent collectivement leur application généralisée en recherche fondamentale. En revanche, les petits modèles animaux de rongeurs (en particulier ceux de rats), bien que sous-représentés actuellement dans la littérature, offrent des coûts d’exploitation nettement inférieurs et une abondance de réactifs disponibles dans le commerce. Ces avantages les positionnent comme des plateformes prometteuses pour faire avancer les étudesfondamentales 26,27,28. Sur cette base, nous avons développé et validé un modèle de NMP et de transplantation basé sur le rat dans ce manuscrit.

Cet article présente un protocole détaillé pour établir la PNM et la transplantation dans les reins de rats. Elle comprend la préparation du système de perfusion et de perfusion, ainsi qu’une description complète de la procédure chirurgicale pour les reins du donneur et du receveur. Ce modèle démontre le potentiel d’être un modèle animal idéal pour étudier la transplantation rénale, en particulier comme plateforme pour traiter et surveiller l’efficacité des médicamentsconcernés 19,29,30,31.

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Protocole

Les protocoles animaliers ont été approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux du Centre des animaux de laboratoire de l’Université Sun Yat-sen (n° SYSU-IACUC-2023-000717). Tous les animaux de cette étude étaient des rats mâles de Sprague–Dawley âgés de 7 à 8 semaines (250–300 g), sans agents pathogènes spécifiques (FPS), et remplissant les exigences standard pour la sécurité des animaux de laboratoire (voir la liste d’exclusion des agents pathogènes dans le tableau supplémentaire S1). Ils étaient nourris avec un régime alimentaire standard et hébergés dans une salle sans agents pathogènes au Centre des animaux de laboratoire de l’université Sun Yat-sen.
Stérilisez tous les instruments chirurgicaux par autoclavage (121 °C, 30 min) avant les expériences. Utilisez exclusivement des consommables stériles à usage unique tout au long des procédures et respectez strictement les protocoles aseptiques lors de toutes les opérations.

1. Préparation du perfusé de base

  1. Combinez 2,5 g d’albumine sérique bovine (BSA), 50 mL de RPMI 1640, 2 % de pénicilline-streptomycine et 0,6 mg de créatinine pour préparer le perfusate de base (Tableau supplémentaire S2).
  2. Ajouter une solution de bicarbonate de sodium à 5 % (0,5-1,2 mL) pour ajuster le pH à ~7,3 et l’excès de base (BE, un indicateur important pour mesurer l’équilibre acide-base du système de perfusion) à ~0, pour obtenir un volume total de ~60 mL.
  3. Filtrez la solution à travers un filtre de 0,22 μm pour éliminer les particules et les bactéries.
    REMARQUE : Le perfusat complet nécessite 50 mL de perfusé de base et 10 mL de sang de donneur (voir étape 2.13).

2. Prélèvement rénal

REMARQUE : Utilisez 8-0 Des sutures chirurgicales pour toutes les ligatures.

  1. Induire une anesthésie avec 3 % d’isoflurane dans une chambre d’anesthésie et maintenir l’anesthésie générale en utilisant 1,5 % d’isoflurane tout au long de l’opération.
  2. Préparation avant l’opération.
    1. Ajoutez 20 mL de solution saline prérefroidie dans une boîte de Petri pour préserver le rein prélevé à l’étape 2.12.
    2. Remplissez une seringue avec 10 mL de solution d’adénine à citrate hypertonique froid (HCA) et 1 250 U d’héparine. Reliez la seringue à un tube d’extension de perfusion et une aiguille à 24 G.
  3. Sélectionnez et anesthésiez le rat donneur avec de l’isoflurane. Confirmez une profondeur d’anesthésie suffisante en vérifiant l’absence de réflexes arrière-pieds.2.3. Après l’induction de l’anesthésie, utilisez une tondeuse électrique pour raser les poils abdominaux (plage : du processus xiphoïde à la symphyse pubienne, des deux côtés jusqu’à la ligne médio-axillaire).
  4. Utilisez le ruban médical pour fixer le rat allongé sur une planche chirurgicale avec une bouillotte dessus. Désinfectez la peau abdominale avec un coton imbibé d’iode, suivi d’un coton imbibé d’alcool pour un antisepsis supplémentaire. Étalez la gaze stérile sur la peau abdominale désinfectée.
  5. Utilisez un scalpel et des pinces pour réaliser une incision médiane du processus xiphoïde à la vessie (environ 8 cm de long). Ouvrez séquentiellement la peau abdominale et les couches musculaires.
    REMARQUE : Pincez les vaisseaux de la paroi abdominale pour éviter les saignements si nécessaire.
  6. Rétractez la paroi abdominale avec un crochet de traction pour exposer le champ chirurgical.
  7. Utilisez les pinces du microscope pour disséquer le tissu conjonctif afin d’isoler le rein et l’uretère gauches.
  8. Placez une ligature (Ligature I) autour de l’uretère gauche. Disséquez l’uretère rénal gauche de 0,5 à 1,0 cm distalement par rapport au hilum rénal et cathétérisez-le avec un tube de 26 G de ~0,5 cm de long, puis resserrez la ligature I (Figure 1A,B).
  9. Séparez les vaisseaux rénaux gauches. Placez des ligatures sur l’artère rénale (Ligature II) et la veine rénale (Ligature III) (Figure 1A,B).
  10. Resserrez séquentiellement les ligatures II et III. Disséquez les vaisseaux sanguins et l’uretère distal du site de ligatura. Disséquez le tissu conjonctif périrénal et transférez le rein dans la boîte de Pétri préparée.
  11. Cannulez l’artère rénale gauche avec l’aiguille préassemblée de 24 G. Fixez la canule avec une ligature (Ligature IV) et perfonez à un débit de 100 mL/h jusqu’à ce que le rein devienne pâle (Figure 1A).
    REMARQUE : Pré-remplir le tube de perfusion et l’aiguille d’insertion avec une solution pour éviter les bulles d’air.
  12. Placez le rein perfusé dans la boîte de Petri sur la glace jusqu’à l’initiation de la NMP (voir étape 2.1.1).
    REMARQUE : En ce qui concerne le groupe SCS, les reins perfusés ont été conservés dans un tube centrifugeuse de 15 mL avec une solution HCA à 4 °C pendant 3 heures, tandis que les reins du groupe NMP ont subi une perfusion de 3 h.
  13. Injectez 1 250 U d’héparine depuis l’aorte abdominale à l’aide d’une aiguille permanente de 24 G reliée à une seringue de 20 mL. Ensuite, prélever 10 mL de sang hépariné à l’aide de l’aiguille résidente décrite ci-dessus pour la préparation complète de la perfusation ultérieure. Euthanasiez les rats donneurs par exsanguination sous anesthésie gazeuse maintenue.
    REMARQUE : Le perfusat complet maintient des niveaux d’hématocrite (HCT) à 6-8 %.

3. Préparation du système NMP et de la perfusion

  1. Assemblez le système de perfusion (Figure 2).
  2. Réglez le bain-marie pour maintenir la chambre de l’orgue à 37 °C. Activez l’apport gazeux à 90 %O2 pour oxygéner l’oxygénateur à membrane animale.
  3. Mélangez 10 mL de sang du donneur (Étape 2.13) avec le perfusat de base (Étape 1) dans la chambre de l’organe après filtration à travers un tamis cellulaire pour obtenir le perfusat complet. Laissez ~2 mL de l’échantillon mélangé comme échantillon de référence.
  4. Allumez la pompe péristaltique et commencez la perfusion (3 mL/min) et remplissez le tube de perfusion avec le mélange. Fixez un fil rond stérile au-dessus de la chambre avec des pinces.
  5. Après que le mélange a rempli le tube et s’est écoulé, reliez le rein (Étape 2.12) au système de perfusion et commencez la perfusion. Utilisez une pince pour fixer la canalisation (Figure 1A,C).
  6. Reliez la canule de l’uretère avec un tube d’extension. Prélever l’urine dans un tube de microcentrifuge pendant la perfusion.
  7. Pendant la perfusion, maintenez la pression de perfusion à ~80 mmHg et la température du rein à ~37 °C. Surveillez et enregistrez le flux de perfusion, la pression et la résistance vasculaire (définie comme la pression de perfusion divisée par le débit de perfusion).
  8. Ajoutez 1,0 mL d’eau stérile et oxygénez pendant 20 s (3 L/min, 90 %O 2) toutes les 30 minutes, et collectez 1 mL de perfusate et d’urine produites chaque heure pour la conservation des échantillons, ainsi que mesurez les gaz sanguins et la biochimie sanguine du perfusé.
  9. À la fin de la perfusion, mesurez la biochimie sanguine du perfusate afin de calculer l’excrétion fractionnaire (FE) de sodium et de potassium. Les formules de calcul pour les indices mentionnés ci-dessus sont les suivantes :
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Où P Na représente la concentration de sodium dans le perfusat. L’U Cr représente la concentration de créatinine dans l’urine. UNa représente la concentration de sodium dans l’urine. LeP Cr représente la concentration de créatinine dans le perfusat. représente la concentration de potassium dans le perfusat. UK représente la concentration de potassium dans l’urine.
    1. Surveillez le pH pendant la perfusion en fonction des résultats des gaz sanguins. Réduire la ventilation en cas d’alcalose respiratoire (hyperventilation).
    2. En cas d’acidose métabolique, ajoutez une quantité appropriée de solution de bicarbonate de sodium au perfusat.
  10. Après 3 heures de NMP, retirez le tube d’extension de l’ureter et prélevez l’échantillon d’urine.
  11. Retirez le rein du système de perfusion. Connectez l’intérieur à une micropompe. Perfusez le rein avec une solution HCA prérefroidie (conservée au réfrigérateur à 4 °C et ne prélève que le volume approprié avant utilisation) jusqu’à ce que le rein devienne pâle.
  12. Retirez le rein de l’aiguille résidente. Conservez-le dans une solution HCA à 4 °C avant la transplantation.

4. Greffe de rein de rat

REMARQUE : Utilisez 8-0 les points de suture pour toutes les ligatures et les points 11-0 pour l’anastomose du vaisseau rénal et de l’uretère. Utilisez les points de suture 3-0 pour réaliser l’anastomose de la peau et des muscles abdominaux.

  1. Un jour avant l’opération, injectez du méloxicam (2 mg/kg) par voie intrapéritonéale à tous les rats receveurs pour une analgésie. Induire une anesthésie avec 3 % d’isoflurane dans une chambre d’anesthésie et maintenir l’anesthésie générale à l’aide d’isoflurane à 1,5 % tout au long de la chirurgie. Appliquer un spray de lidocaïne à 2 % sur le site de l’incision abdominale après l’opération pour détecter une analgésie locale.
  2. Sélectionner et anesthésier le rat receveur dans la chambre d’anesthésie. Confirmez une profondeur d’anesthésie suffisante en vérifiant l’absence de réflexes arrière-pieds.
  3. Après l’induction de l’anesthésie, utilisez une tondeuse électrique pour raser les poils abdominaux (Plage : du processus xiphoïde à la symphyse pubienne, des deux côtés jusqu’à la ligne médio-axillaire).
  4. Utilisez le ruban médical pour fixer le rat allongé sur une planche chirurgicale avec une bouillotte dessus. Désinfectez la peau abdominale avec un coton imbibé d’iode, suivi d’un coton imbibé d’alcool pour un antisepsis supplémentaire. Répétez la procédure de désinfection ci-dessus un total de trois fois. Étalez la gaze stérile sur la peau abdominale désinfectée.
  5. Utilisez un scalpel et des pinces pour réaliser une incision médiane du processus xiphoïde à la vessie (environ 8 cm de long). Ouvrez séquentiellement la peau abdominale et les couches musculaires. Clampez les vaisseaux de la paroi abdominale pour éviter les saignements.
  6. Rétractez la paroi abdominale avec un crochet de traction pour exposer le champ chirurgical. Isoler et exposer le rein droit du tissu conjonctif. Dissociez et ligavez les vaisseaux rénaux droits (Ligature V) et l’uretère (Ligature VI). Exciser le rein droit à l’extrémité distale de la ligature V et l’extrémité proximale de la ligature VI (Figure 1A,D).
  7. Isolez et exposez les vaisseaux rénaux gauches. Ensuite, pincez séquentiellement l’artère et la veine rénale gauche avec une pince vasculaire. Exciser le rein gauche en coupant les vaisseaux rénaux et l’uretère (Figure 1A,E).
  8. Exposez complètement la lumine vasculaire des artères et des veines. Rincer l’artère et la veine rénales gauches du receveur avec du sérum physiologique hépariné (Tableau Supplémentaire S2) jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de liquide luminaire résiduel.
  9. Transférez le rein gauche du donneur à l’étape 3.12 vers la cavité abdominale gauche du receveur. Après le transfert, appliquez une irrigation saline glacée sur le rein toutes les 3 à 5 minutes pour maintenir les conditions hypométaboliques et atténuer les lésions ischémiques.
  10. Effectuer une anastomose complète de l’artère rénale (anastomose I) et de la veine (Anastomose II) à l’aide de points de suture 11-0. Irriguez la surface du greffon avec du sérum physiologique froid pendant le processus de suture.
    1. Effectuez une fermeture interrompue du pôle supérieur et inférieur de l’artère rénale.
    2. Fermer en continu la partie ventrale de l’artère rénale. Exposez la partie dorsale de l’artère rénale. Effectuer une fermeture continue de la partie dorsale de l’artère rénale.
      REMARQUE : Serrez les points de suture pour éviter les espaces dans la paroi du vaisseau. Assurez-vous d’une position complète de la paroi vasculaire à chaque pose de suture tout en évitant une pénétration transmurale vers le côté controlatéral.
    3. Effectuez une fermeture interrompue à la fois du pôle supérieur et inférieur de la veine rénale.
    4. Fermer en continu la partie dorsale de la veine rénale. Sécurisez la suture anastomotique continue avant de procéder à la prochaine fermeture. Effectuez une fermeture continue de la face ventrale de la veine rénale.
  11. Relâchez les pinces vasculaires et ouvrez l’artère et la veine rénales.
    REMARQUE : S’il y a un léger saignement, utilisez un coton propre pour presser et arrêter le saignement.
  12. Insérez la canule urétérale de 26 G de l’uretère du donneur dans l’uretère du receveur. Fixez le moignon urétéral des deux côtés droit et gauche (anastomose III).
  13. Fixez la greffe en suturant le tissu conjonctif au tissu adipeux périrénal (Figure 1A,F).
  14. Observez l’apparence du greffon avant la fermeture abdominale (Figure 1A,G). Après l’intervention, suturez successivement la couche musculaire abdominale et la couche cutanée, puis refermez la cavité abdominale. Appliquez un spray de lidocaïne sur l’anastomose. Utilisez une bouillotte pour maintenir la température corporelle du rat pendant la récupération et placez le rat dans une cage métabolique pour surveillance une fois qu’il est en marche.
    REMARQUE : Effectuer une fermeture en couches de la paroi abdominale avec une apposition tissulaire précise et sécuriser la tension à chaque pose de suture. Lors de la fermeture de la peau, incorporez une partie de la couche musculaire sous-jacente pour éviter la formation d’espaces morts.

5. Administration périopératoire et détection postopératoire

  1. Prise en charge des médicaments périopératoires : Les médicaments suivants ont été administrés quotidiennement par injection intrapéritonéale : Méloxicam à une dose de 2 mg/kg pour l’analgésie périopératoire, de 1 jour avant l’opération à 3 jours après l’opération. Méthylprednisolone succinate de sodium à une dose de 4 mg/kg pour prévenir le rejet de l’allogreffe, du jour de l’opération jusqu’au jour 7 postopératoire. Surveillez et enregistrez la survie et la production urinaire quotidienne des rats receveurs après l’opération.
  2. Le septième jour postopératoire, anesthésiez le rat et prélevez du sang de l’aorte abdominale pour des mesures biochimiques. Prélève le greffon rénal. Euthanasiez les rats par exsanguination sous anesthésie gazeuse prolongée après prélèvement de tissus.
  3. Fixez les échantillons de reins dans une solution de paraformoldéhyde (PFA) à 4 %, puis traitez-les par déshydratation standard, nettoyage et incorporation de paraffine (Tableau des compléments S3). Sectionner les blocs incrustés de paraffine à une épaisseur de 4 μm. Ensuite, colorez avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E, tableau des suppléments S4) et un schiff acide périodique (PAS, tableau des suppléments S5) pour une évaluation histologique.
    REMARQUE : Les procédures détaillées de coloration sont présentées dans les Panneaux Supplémentaires S3, Suppléments S4 et Suppléments S5.

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Résultats

Avec la méthode décrite, les reins isolés de rats peuvent rester viables pour la perfusion normotherme de machines ex vivo pendant au moins 3 heures. Pendant la PNM, la résistance à la perfusion des reins (Figure 3A, l’ensemble complet sous-jacent des figures 3 et 4 est disponible dans le Tableau Supplémentaire S6.) est maintenue de manière stable à 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/m...

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Discussion

La NMP peut réduire la durée de l’ischémie du greffon et permettre l’évaluation et le traitement de la qualité du greffon ex vivo16,17,18,19,20,32,33. Cependant, il n’existe pas de norme uniforme pour la NMP du modèle de rats. Dans cet article, nous...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été financé par la National Natural Science Foundation of China (Programme général, subvention n° 82470778) ; la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (projet de la Fondation des sciences de la jeunesse, subvention n° 82201961) ; la Fondation des sciences naturelles de la province du Guangdong (Programme général, subvention n° 2024A1515011447) ; et le Laboratoire clé provincial du Guangdong en immunologie du don d’organes et de la transplantation (Grant n° 2023B1212060020) ; le laboratoire conjoint de regéniation et reconstruction des reins de l’Université Sun Yat-sen - ARM (Subvention n° SYSU-50000-20240428-0001).

Les auteurs tiennent à remercier le Laboratory Animal Center de l’Université Sun Yat-sen pour avoir fourni des animaux de laboratoire, des locaux et des instruments. Les figures 1 et 2 ont été préparées à l’aide de FigDraw ; Graphpad Prism proposait des services de graphisme de données, et Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited réalisait le coupage par paraffine et la coloration pathologique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Alcool (75 %)MUSIYANJJ-75-1
Appareil de transfusion sanguineFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Albumine sérique bovine (BSA)Aladdin Scientific Corp.B265991-100g
Filtre cellulaire (70 et mu ; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Tube centrifugeuse (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Tube centrifugeuse (15 mL)ExCell BioCS015-0001
Boule de cotonHenan PiaoAn Group Co., LtdPetite taille
Coton-tigeFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
CréatinineShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Suture nylon à double aiguille circulaire (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Gamme électroniqueSENSSUNEHA17
Distributeur de liquidesZhiyu MedicalYZ-00-0231
GazeZITTARC11001-001
BouillotteGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Injection d’héparine sodique (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
Thermomètre infrarougeÉpicerieDL333380
Seringue d’injection (1 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Seringue d’injection (10 mL) & nbsp ;Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Seringue à injection (20 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20 ml
IsofluraneRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  ; Analyseur sanguinAbbott04P75-03 (États-Unis)
Cartouche i-STAT CG4+Abbott03P85-25
Cartouche i-STAT CHEM8+Abbott09P31-25
Tube d’extension liquideJiangxi Hongda Medical Equipment Group LTDZJ983
Micro-1 Oxygénateur à ratsDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MicropompeEDCAPTAINSYS-3011
Filtre à aiguille (0,22 & mu ; m)Merck milliporeSLGPR33RB
Solution de préservation des organesGroupe pharmaceutique du fleuve YangtséHCA II
OxygénateurOwgelsOZ-3-02HWO
Pénicilline-Streptomycine (10 000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Pompe péristaltiqueKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Tube de pompe péristaltiqueFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Boîte de PetriBKMAMBKM001
Capteur de pressionEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
Récepteur de capteur de pressionSingularité médicaleCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Solution salinePHARMACIE YXHA1001346
Rats SDCentre des animaux de laboratoire de l’Université Sun Yat-SenNA
RasoirBeyotimeFS600
Suture nylon à aiguille à angle simple (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Aiguille circulaire simple Suture en nylon (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Machine d’anesthésie pour petits animauxRWD Life Science Co., LTDR500
Machine de perfusion multi-organes pour petits animauxVie   ; Perfusor  ; MédicalPU-100Incluent une antenne métallique, un bain-marie, une pompe chauffante et un capteur de température
Kit de chirurgie pour petits animauxBeyotimeFS500
Solution de bicarbonate de sodium (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Fiche chirurgicale stérileTechnologie HengAoSKR-BY-DD0001
Eau stérileBiographie de HaiwangH35021140
Cathéter intraveineux à poignée droite (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Microscope d’intervention chirurgicaleMurziderMSD203
BandeMinnesota Mining and Manufacturing Co. Ltd1527C-0
Connecteur en TFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Aiguille intraveineuse permanente de type Y (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Aiguille de cathéter intraveineuse permanente de type Y (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Références

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