Article de méthode

Élastomères magnéto-rhéologiques microstructurés pour entraîner des changements dans l’alignement des cardiomyocytes

DOI :

10.3791/68271

⸱

10 juin 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Delaware, 2Cardiovascular Institute, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 3Department of Materials Science and Engineering, University of Delaware, 4Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons une plateforme de test de rigidité dynamique et réversible fabriquée à l’aide d’un élastomère de silicone ultra-doux (polydiméthylsiloxane, PDMS) avec des particules de fer intégrées. Ce nouveau test convient à l’étude des changements physiques émergents dépendants du temps dans les phénotypes cellulaires, y compris le guidage par contact. Ici, nous mesurons l’alignement des cardiomyocytes du rat néonatal sur le raidissement de la matrice à l’aide de magnétiques.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les indices associés au substrat, tels que mécaniques et topographiques, influencent profondément la réponse cellulaire. Cependant, une grande partie de la recherche fondamentale utilise des effets statiques ou isolés. La direction et l’échelle de temps de ces effets mécaniques sur les réponses cellulaires émergentes restent largement inexplorées. Des outils permettant d’examiner comment des stimuli associés à des substrats variant dans le temps stimulent des processus physiologiques et pathologiques peuvent débloquer le prochain niveau de compréhension mécanobiologique. Ici, nous utilisons des élastomères magnétorhéologiques (MRE) à micro-motifs qui peuvent rapidement se rigidifier et se ramollir en réponse à un champ magnétique externe, ce qui permet une étude plus rigoureuse des effets de la stimulation mécanique (rigidité) et guidée par contact (topographique) sur l’orientation et l’alignement des cardiomyocytes du rat nouveau-né. En intégrant un contrôle dynamique de la rigidité mécanique qui peut être réglé et inversé dans le temps, nous pouvons tester rigoureusement les effets de la charge en (1) préconditionnant dans des conditions identiques et (2) en modifiant de manière aiguë la biomécanique in vitro pour imiter correctement la phénoménologie cliniquement pertinente, telle que l’infarctus du myocarde. Cette approche nous permet d’étudier l’impact de la charge sur les réponses cellulaires de manière plus réaliste et contrôlée.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La capacité du cœur à pomper efficacement le sang dépend de l’architecture et des propriétés mécaniques (rigidité) de son myocarde, où l’organisation précise des cellules et des tissus est essentielle pour la contraction coordonnée et le fonctionnement global. Le myocarde est principalement composé de cardiomyocytes (MC), qui, chez l’adulte, présentent une morphologie allongée, presque en forme de bâtonnet, avec des sarcomères (l’unité contractile des CM) alignés sur toute la longueur de la cellule. En revanche, les MC fœtaux ou dérivés de cellules souches pluripotentes induites (iPSC) diffèrent significativement des MC adultes. Ils ont tendance à avoir une forme plus arrondie, un seul noyau, une structure sarcomérique désorganisée ou non alignée et une fréquence de battement irrégulière. La ressemblance structurelle de l’organisation in vivo du myocarde permet la synchronisation de la contraction et de la transmission de force ; Ceci est critique et essentiel pour récapituler le myocarde naturel à travers un modèle in vitro. Pour générer des MC avec des caractéristiques structurelles similaires à celles du myocarde mature, des études antérieures ont démontré des stratégies efficaces pour améliorer la maturation, y compris la manipulation de la rigidité du substrat 1,2, l’application d’une contrainte mécanique 3, l’utilisation du guidage de contact 4,5 ou l’utilisation de la stimulation électrique 6,7.

On sait depuis longtemps que la rigidité de l’environnement extracellulaire a un impact sur les cellules. Une grande diversité de rigidité existe dans tout le corps humain, allant de centaines de pascals (Pa) dans le cerveau et jusqu’à des dizaines de gigapascals (GPa) dans les os 8,9,10. Il a été constaté qu’au cours du développement, les tissus changent de rigidité, et cette altération régule la différenciation et la maturation au niveau cellulaire dans les phénotypes adultes nécessaires au fonctionnement normal 11,12,13,14. Les modifications de la raideur ont également été liées à des états pathologiques et à la progression de pathologies spécifiques 15,16,17,18. Plus précisément, la rigidité du myocarde change avec le développement et la progression des maladies ; par exemple, un myocarde sain a un module d’élasticité de ~10 kPa par rapport à un cœur défaillant, qui a un module d’élasticité de 35-70 kPa ou plus19. De plus, de nombreuses études in vitro ont rapporté que les cardiomyocytes cultivés sur un substrat similaire à la rigidité myocardique native avaient une meilleure organisation du sarcomère20, généraient une contraction optimale 1,19 et avaient la durée potentielle d’action la plus longue21.

De plus, il est devenu de plus en plus reconnu que les cellules in vivo sont exposées à une variété complexe de signaux topographiques au sein de leur microenvironnement qui déterminent la forme et la fonction. Ces repères topographiques se présentent sous différentes tailles et géométries, de l’arrangement aléatoire des intégrines au niveau moléculaire à l’alignement au niveau du micron des cellules dans les tissus musculaires22,23. À l’instar d’autres régulateurs mécaniques, la topographie est importante pour la morphologie cellulaire, comme l’étalement, l’élongation, l’alignement, la motilité, la différenciation et l’apoptose 24,25,26. Avec l’introduction de substrats de culture synthétiques, des méthodes ont été développées pour créer une topographie de surface contrôlée pour la culture cellulaire et tissulaire 27,28,29. Par exemple, des nano- et micro-sillons micropatterned ont été utilisés pour fournir un guidage de contact aux cellules de mammifères afin que les cellules orientent et remodèlent leur cytosquelette pour suivre les structures topographiques du substrat de culture.

Ici, nous introduisons une méthode de culture in vitro qui intègre à la fois un guidage structurel (signal de contact) et mécanique (rigidité) à l’aide d’un substrat en élastomère magnétorhéologique (MRE) à motifs, un matériau accordable qui peut être rigidifié ou adouci en ajustant l’intensité du champ magnétique 17,30,31,32. En positionnant les aimants à proximité du substrat de culture, la rigidité peut être augmentée, le degré de rigidification pouvant être modifié en faisant varier la distance entre l’échantillon et l’aimant. À l’inverse, la rigidité peut être réduite en retirant complètement l’aimant. Cette approche fournit une méthode robuste, dynamique et contrôlable pour reproduire les conditions mécaniques de type in vivo, tandis que le micropatterning de surface introduit une anisotropie, permettant la création de substrats de culture cellulaire 2D plus biomimétiques.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Préparation du tampon PDMS à motifs

REMARQUE : Un tampon PDMS est essentiel pour sa flexibilité, permettant une manipulation facile et un contact précis lors de la préparation de la surface MRE à motifs. La nature flexible du tampon permet également de retirer sans effort de la couche MRE PDMS sans endommager le motif, assurant à la fois un transfert précis du motif et la préservation de la surface MRE.

  1. Préparez 10 g de 10:1 (base : agent de durcissement) 184 PDMS.
  2. Versez 5 g du 184 PDMS dans une boîte de Pétri de 35 mm et dégazez dans un dessiccateur pendant ~5-10 min, jusqu’à ce que toutes les bulles se soient dissipées.
  3. Laisser 184 PDMS durcir partiellement dans un four à 60 °C pendant 30 min.
  4. Lorsqu’il reste 5 min pour que le 184 PDMS durcisse partiellement, ajoutez une fine couche du 184 PDMS supplémentaire au réseau de diffraction et dégazez dans le dessiccateur pendant ~5 min.
  5. Sortez du four le plat de 35 mm contenant le 184 PDMS partiellement durci.
  6. Retournez le réseau de diffraction avec PDMS sur les 184 PDMS partiellement durcis dans une boîte de 35 mm.
    REMARQUE : Assurez-vous que la grille de diffraction est orientée vers le bas dans le 184 PDMS partiellement durci dans la boîte de 35 mm.
  7. Appuyez légèrement sur le réseau de diffraction jusqu’à ce qu’une petite quantité de 184 PDMS entoure le réseau.
  8. Utilisez le 184 PDMS non durci restant pour remplir le plat entourant la grille afin de s’assurer qu’il reste en place pendant le durcissement.
  9. Placez le plat contenant la grille de diffraction dans le four réglé à 60 °C pendant 1,5 h.
  10. Une fois que le 184 PDMS est complètement durci, retirez du four le plat de 35 mm avec la grille de diffraction.
  11. Entaillez autour du réseau de diffraction avec un scalpel.
  12. Appliquez une petite quantité d’alcool isopropylique (IPA) pour pénétrer sous le réseau de diffraction.
  13. Retirez le réseau du 184 PDMS dans le sens parallèle aux motifs.
  14. Retirez l’excédent de 184 PDMS, en ne laissant que la section à motifs.
  15. Coupez le tampon 184 PDMS à la taille nécessaire.
    REMARQUE : Cette étude utilise un tampon de 1 cm × 1 cm pour les appareils.

2. Revêtement de surface du tampon PDMS

REMARQUE : Un traitement au silane crée un revêtement de surface qui empêche l’adhérence indésirable entre les couches PDMS pendant l’estampage, assurant une séparation en douceur et préservant la qualité du transfert de motif.

  1. Traitement au silane (méthode préférée)
    1. Placez le tampon 184 PDMS fabriqué dans un nettoyeur plasma O2 avec la surface à motifs vers le haut. Traitez la surface du PDMS avec 45 W de plasma O2 pendant 30 s.
      REMARQUE : Une fois retiré du nettoyeur plasma, placez immédiatement un couvercle (ou un couvercle) sur les tampons pour vous assurer qu’aucun débris ne se dépose sur les tampons nettoyés.
    2. Placez 184 tampons PDMS dans un dessiccateur dans une hotte.
    3. Déchirez le couvercle d’un tube de microcentrifugation.
    4. Placez le couvercle du tube de microcentrifugation à côté des 184 tampons PDMS dans le dessiccateur.
    5. Ajouter 20 μL de silane trichlor(1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyle) dans le couvercle du tube de microcentrifugation.
      ATTENTION : Ce produit chimique est dangereux pour la santé et ne doit donc être utilisé que dans une hotte chimique.
    6. Fermez le dessiccateur et faites vibrer le son.
    7. Laissez le silane enrober les tampons de 1 h à toute la nuit.

3. Préparation des élastomères magnétorhéologiques

REMARQUE : Pour créer des MRE accordables et réversibles, un rapport précis de particules de fer carbonyle et d’élastomère, combiné à l’application d’un champ magnétique, permet d’ajuster la rigidité sur une plage de valeurs. En faisant varier la fraction de particules, le module de base de l’élastomère et l’intensité du champ magnétique, la rigidité du matériau peut être ajustée avec précision pour répondre à des exigences spécifiques.

  1. Préparation de l’ERM à plage dynamique plus douce (voir le tableau 1 pour par exemple les poids)
    1. Mesurez la quantité souhaitée de diluant silicone et d’élastomère Eco partie B et mélangez à 2500 tr/min dans un mélangeur rapide pendant 1 min.
    2. Ajouter l’élastomère Eco partie A et les particules de fer carbonyle à la solution et mélanger à 2500 tr/min dans un mélangeur rapide pendant 1 min.
      REMARQUE : L’ordre de mélange est essentiel pour assurer le moment de polymérisation souhaité.
    3. À l’aide d’une pipette de transfert avec la pointe coupée, ajoutez 5 g de MRE dans une nouvelle boîte de Pétri de 35 mm et dégazez dans un dessiccateur pendant ~5 min, puis laissez durcir partiellement au four à 60 °C pendant ~10 min.
      REMARQUE : Il est essentiel de s’assurer que le four et le dessiccateur sont correctement nivelés pour obtenir un échantillon plat, ce qui est essentiel pour faciliter l’imagerie.
    4. Une fois qu’il reste 5 minutes, utilisez une pipette de transfert pour ajouter du MRE non durci supplémentaire afin de recouvrir uniquement la surface du tampon 184 PDMS. Placez le tampon enduit dans le dessiccateur pour qu’il dégaze pendant 5 min.
      REMARQUE : Attention à ne pas utiliser trop de MRE car s’il couvre les bords du tampon, il sera plus difficile de retirer le tampon une fois que le MRE sera complètement durci. Assurez-vous également d’indiquer la direction du motif à chaque étape afin que lors du retrait du tampon du MRE, il puisse être tiré dans la direction parallèle aux motifs.
    5. Sortez le MRE du four et utilisez une paire de pinces pour déplacer avec précaution le tampon enduit. Retournez-le face vers le bas sur l’ERM partiellement durci et appuyez légèrement. Remettez le MRE et le tampon enduit dans le four à 60 °C pendant encore 25 min.
    6. Une fois complètement durci, utilisez un scalpel pour marquer le MRE au bas du tampon, perpendiculairement aux motifs.
    7. Appliquez une petite quantité d’alcool isopropylique sur la zone découpée autour du tampon.
      REMARQUE : L’IPA doit s’infiltrer dans la coupe et commencer à se déplacer sous le tampon.
    8. À l’aide d’une pince, retirez le tampon du MRE dans la direction parallèle aux motifs.
  2. Préparation de l’ERM à plage dynamique plus rigide (voir tableau par exemple poids)
    1. Préparez 30:1 184 PDMS.
      REMARQUE : Faites-en plus car certains resteront collés au récipient de mélange.
    2. Ajoutez la quantité souhaitée de 527 PDMS partie A et partie B, puis des particules de fer carbonyle et 30:1 184 PDMS dans des rapports basés sur l’exemple du tableau.
    3. Mélangez-le à 2500 tr/min dans un mélangeur à vitesse pendant 1 min.
    4. À l’aide d’une pipette de transfert avec l’embout coupé, ajouter 5 g de MRE dans une nouvelle boîte de Pétri de 35 mm et dégazer dans un dessiccateur pendant ~5 min, puis laisser durcir partiellement au four à 60 °C pendant ~40 min.
    5. Une fois qu’il reste 5 minutes, utilisez une pipette de transfert pour ajouter de l’ERM non durci supplémentaire afin de recouvrir simplement la surface du tampon PDMS. Placez le tampon enduit dans le dessiccateur pour qu’il dégaze pendant 5 min.
      REMARQUE : Attention à ne pas utiliser trop de MRE car s’il couvre les bords du tampon, il sera plus difficile de retirer le tampon une fois que le MRE sera complètement durci. Assurez-vous également d’indiquer la direction du motif à chaque étape afin que lors du retrait du tampon du MRE, il puisse être tiré dans la direction parallèle aux motifs.
    6. Sortez le MRE du four.
    7. À l’aide d’une paire de pinces, déplacez avec précaution le tampon enduit, retournez-le face vers le bas sur le MRE partiellement durci et appuyez légèrement.
    8. Mettez le MRE avec le tampon enduit sur la grille supérieure dans le four à 60 °C pendant la nuit.
    9. Une fois complètement durci, à l’aide d’un scalpel, découpez le MRE au bas du tampon, perpendiculairement aux motifs.
    10. Appliquez de l’alcool isopropylique sur la zone découpée autour du tampon.
      REMARQUE : L’IPA doit s’infiltrer dans la coupe et commencer à se déplacer sous le tampon.
    11. À l’aide d’une pince, retirez le tampon du MRE dans la direction parallèle aux motifs.
Plage de rigiditéMatériauxExemple de poids
Doux10 à 80 kPaÉco (A+B)11,25 g (A)11,25 g (B)
Diluant à silicone22,5 grammes
Particules de fer45 grammes
Plus rigide60 à 120 kPa527 PDMS (A+B)18,75 g (A)18,75 g (B)
Particules de fer37,5 grammes
184 PDMS (Base+Cure)14,5 g (base)0,5 g (Durcir)

Tableau 1 : Exemples de poids de tous les matériaux pour la fabrication d’ERM plus souples et plus rigides. Les poids indiqués dans le tableau permettent de fabriquer un total de 90 g de matériau EMR. Il est possible d’en préparer moins en mélangeant tous les constituants dans les mêmes proportions que les poids de l’exemple dans le tableau.

4. Préparation de la culture cellulaire

REMARQUE : La préparation d’une culture cellulaire implique la sélection de la lignée cellulaire appropriée, la préparation d’un milieu de culture avec les nutriments et les facteurs de croissance nécessaires, et la garantie de conditions stériles pour éviter la contamination. Les cellules sont plaquées dans des récipients de culture et incubées dans des conditions optimales (généralement 37 °C avec un CO2 contrôlé). Une surveillance régulière, des changements de milieu et des passages sont effectués pour maintenir une croissance cellulaire saine.

  1. Stérilisez la surface de l’EMR en la lavant 3 fois avec de l’éthanol à 70 % et laissez reposer le troisième lavage pendant 20 min.
  2. Lavez la surface MRE 3 fois avec une solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS) en ajoutant suffisamment de volume pour couvrir complètement le plat, puis en aspirant tout liquide.
  3. Enduire la surface de l’ERM de fibronectine (10 μg/mL) de PBS pendant 1 h à 37 °C pour favoriser l’adhésion cellulaire au dispositif.
  4. Lavez la surface MRE 3 fois avec du PBS, comme à l’étape 4.1.2.
  5. Ensemencez les cardiomyocytes néonatals du rat à une densité de 20 000 cellules/cm2.
  6. Ajoutez des aimants aux appareils temporairement pour rigidifier la matrice pendant la culture cellulaire.
    REMARQUE : Soyez prudent lorsque vous placez des appareils avec des aimants dans l’incubateur. Les appareils doivent être éloignés les uns des autres pour garantir que les aimants n’interagissent pas. Cette étude recommande l’utilisation d’incubateurs doublés d’acier inoxydable plutôt que d’incubateurs doublés de cuivre, car il y a moins d’interaction.

5. Coloration et imagerie

  1. Imagerie à cellules fixes
    REMARQUE : L’imagerie à cellules fixes implique plusieurs étapes clés pour visualiser des composants cellulaires spécifiques. Tout d’abord, les cellules sont fixées pour préserver leur structure. Ensuite, la membrane cellulaire est perméabilisée pour permettre la pénétration de la tache, suivie d’une étape de blocage pour empêcher la liaison non spécifique d’anticorps ou de colorants à des sites non intentionnels, tels que d’autres protéines ou débris cellulaires. Les cellules sont ensuite colorées avec des colorants ou des anticorps ciblant des molécules spécifiques, et tout excès de coloration est éliminé par lavage. Enfin, les cellules colorées sont imagées à l’aide de la microscopie à fluorescence pour l’analyse des structures cellulaires.
    1. Lavez une fois avec 1x PBS en ajoutant suffisamment de volume pour couvrir complètement le plat, puis aspirez tout le liquide.
    2. Fixer les cellules à l’aide de 4 % (v/v) de paraformaldéhyde pendant 10 min.
    3. Lavez trois fois avec 1x PBS (similaire à l’étape 5.1.1).
    4. Ajouter 0,1 % de Triton X (dans 1x PBS) et incuber pendant 5 min pour perméabiliser.
    5. Lavez trois fois avec 1x PBS (similaire à l’étape 5.1.1).
    6. AjouterNH 4Cl (50 mM dans 1x PBS) et incuber pendant 15 min pour tremper.
    7. Lavez trois fois avec 1x PBS (similaire à l’étape 5.1.1).
    8. Ajouter un tampon de blocage (5 % BSA dans 1x PBS) et incuber pendant 1 h à température ambiante (RT).
    9. Combinez l’anticorps primaire anti-α-actinine à 1:200 en BSA à 5 % (dans 1x PBS).
      REMARQUE : Mélangez soigneusement l’anticorps.
    10. Ajouter la solution d’anticorps primaires à l’échantillon.
      REMARQUE : Ajoutez-en suffisamment pour couvrir tout l’échantillon.
    11. Incuber toute la nuit à 4 °C.
      REMARQUE : Envisagez de placer l’échantillon sur la bascule à une vitesse lente pour aider les solutions à se mélanger.
    12. Lavez trois fois avec 1x PBS (similaire à l’étape 5.1.1).
    13. Diluer l’anticorps secondaire (555 Alexa Fluor chèvre anti-souris) dans 1x PBS (1:2000).
      REMARQUE : Les anticorps secondaires sont sensibles à la lumière (fluorophores). Lorsqu’ils ne sont pas utilisés directement, assurez-vous qu’ils sont couverts et à l’abri de la lumière.
    14. Ajouter la solution d’anticorps secondaire à l’échantillon.
    15. Incuber à RT pendant 2 h.
    16. Lavez trois fois avec 1x PBS (similaire à l’étape 5.1.1).
    17. Ajouter le DAPI (1 μg/mL dans de l’eau désionisée stérilisée) et incuber pendant 5 à 10 minutes dans l’obscurité.
    18. Imagez les cellules à l’aide d’un microscope droit doté d’une lentille plongeante 20x.
    19. Prenez 50 images par appareil.
    20. Traitez les images à l’aide d’un plugin ImageJ appelé Directionality.
      REMARQUE : Options de directionnalité : Cette étude a utilisé n = 45 bacs, allant de 0° à 176° pour éviter un effet d’emballage. La méthode employée était l’orientation du gradient local, et la table d’affichage a été sélectionnée. La sortie de direction correspond à l’angle moyen du vecteur (indiquant l’angle d’alignement), tandis que la sortie de qualité représente la longueur moyenne du vecteur (indiquant le degré d’alignement).
  2. Imagerie de cellules vivantes
    REMARQUE : L’imagerie des cellules vivantes permet de suivre les processus cellulaires dynamiques en temps réel tout en maintenant les cellules dans leur état naturel et vivant. Cette technique consiste à utiliser un microscope à fluorescence équipé d’une chambre d’incubation pour capturer des images ou des vidéos haute résolution des cellules pendant leur croissance, leur division ou leur réponse à des stimuli. Permettre l’étude du comportement et des interactions cellulaires au fil du temps et fournir des informations précieuses sur la fonction et la dynamique cellulaires.
    1. Incuber les cellules avec un rapport SiR-actine 1:1000 avec un milieu de culture pendant 1 h à 37 °C.
    2. Aspirez le support et remplacez-le par 1:2000 (SiR-actin : Media).
      REMARQUE : Cette dilution vise à réduire la toxicité cellulaire pour l’imagerie en direct prolongée.
    3. Collectez des images d’immunofluorescence toutes les 15 minutes pendant 5 h sur un microscope droit doté d’une chambre d’incubation, d’une platine automatisée et d’une lentille d’immersion 20x.
      REMARQUE : Pour l’expérience d’imagerie de cellules vivantes, l’aimant a été ajouté dès que l’ERM a été placé dans le système d’imagerie en direct.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les élastomères magnétorhéologiques (MRE) ultra-souples à base de silicone ont des modules élastiques qui peuvent être réglés avec précision en appliquant un champ magnétique. Cela permet des ajustements rapides et bidirectionnels dans une plage physiologique, avec un contrôle précis du taux et de l’ampleur des changements (Figure 1). La mécanique du gel a été évaluée en mesurant le module d’élasticité comme décrit précédemment, et le module d’élasticité moy...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette technique a été rigoureusement testée, mais une attention particulière à plusieurs étapes est essentielle pour une expérience réussie.

Dans ce protocole, nous utilisons un réseau de diffraction commercial comme moule maître pour la structuration. Cependant, des moules à motifs alternatifs, tels que le silicium ou les moules micro-manufacturés SU8, peuvent également être utilisés pour créer une grande variété de motifs de différentes tailles

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été en partie soutenue par le Delaware Center for Musculoskeletal Research COBRE (P20 GM139760), avec des subventions du National Institute of General Medical Science des National Institutes of Health et de l’État du Delaware. Nous tenons à exprimer notre sincère gratitude à Sagar Doshi du Center for Composite Materials (CCM) et à Ashika Singh du laboratoire Dhong de l’Université du Delaware pour leur soutien inestimable qui nous a permis d’utiliser leurs microscopes confocaux laser et pour avoir fourni l’expertise nécessaire à la caractérisation de surface de nos matériaux. Leur contribution a considérablement amélioré la qualité de notre travail.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
555 Alexa Fluor anti-anti-souris anti-anticorps secondaire de chèvre   ;ThermoFisher ScientificA-21422https://www.thermofisher.com/antibody/product/Goat-anti-Mouse-IgG-H-L-Cross-Adsorbed-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-21422
Objectif plongeant 20xZeiss421452-9800-000https://www.micro-shop.zeiss.com/zh/us/shop/objectives/421452-9800-000/Objective-W-Plan-Apochromat-20x-1.0-DIC-M27-75mm
Antennes 35 mmThermoFisher Scientific130180https://www.thermofisher.com/search/results?query=130180&focusarea=Search%20All
Anticorps primaire anti-alpha actinineAbcamEP2528Yhttps://www.abcam.com/en-us/products/primary-antibodies/alpha-actinin-actn1-antibody-ep2528y-ab81265?srsltid=AfmBOoq4HwHixqCheQwwq
VVbjJ3ogKUmZxa4GtG
3SyllFzWvb5XPnwgB
Microsphères en poudre de fer carbonylechemicalstore.comCIPMShttps://ironpowders.com/types-of-iron-powder/cipms-carbonyl-iron-powder/
Coloration DAPIThermoFisher ScientificD1306https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/D1306
DessiccateurFisher Scientific08-642-7https://www.fishersci.com/shop/products/nalgene-transparent-polycarbonate-classic-design-desiccator/086427#?keyword=
Grille de diffractionThor LabsGR2550-45031https://www.thorlabs.com/thorproduct.cfm?partnumber=GR2550-45031
Gélatine Ecoflex partie A & BSmooth OnEcoflex  ; GELhttps://www.smooth-on.com/products/ecoflex-gel/
Nettoyant plasma de table expansifSigma AldrichZ561657-1EAhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/z561657
Fibronectine à partir du plasma bovinSigma AldrichF1141https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f1141
Flacktek DAC150 SpeedMixer  ;FlacktekDAC150https://flacktek.com/products/small-flacktek/
Logiciel ImageJNIHhttps://imagej.net/ij/download.html
Alcool isopropyliqueAmazonhttps://www.amazon.com/Isopropyl-Alcohol-Grade-Anhydrous-gallon/dp/B01M6YK5I4/ref=sr_1_1_sspa?dib=eyJ2IjoiMSJ9.xiBzaAiE5lSJqXz
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Références

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