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Article de méthode

Un modèle préclinique de transplantation cardiaque orthotopique chez des porcs miniatures de Bama à l’aide de la technique biatrial

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DOI :

10.3791/68349

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13 juin 2025

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 4State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

Dans cet article

Résumé

Cette étude propose un modèle préclinique de transplantation cardiaque orthotopique chez des porcs miniatures Bama, en utilisant la technique biatriale. Le modèle est applicable à l’immunologie de la transplantation, à l’évaluation des médicaments et à l’optimisation des techniques chirurgicales, fournissant un soutien pour les applications cliniques de transplantation cardiaque.

Résumé

Bien que des progrès significatifs aient été réalisés dans le domaine de la transplantation cardiaque, des questions telles que la préservation du greffon, le dysfonctionnement primaire du greffon, la vasculopathie de l’allogreffe cardiaque et la tolérance immunitaire à long terme restent non résolues. En raison de la taille anatomique et des différences immunologiques, les modèles murins sont incapables de reproduire efficacement les chirurgies cliniques de transplantation cardiaque et les réponses immunitaires. En revanche, les modèles porcins, qui partagent plus de similitudes avec les humains en termes d’anatomie cardiaque et de réponse immunitaire, sont particulièrement adaptés à la recherche sur la transplantation cardiaque orthotopique. Dans cette étude, nous avons établi un modèle de transplantation cardiaque orthotopique biatrial chez des porcs miniatures de Bama. Les cœurs transplantés ont démontré une contractilité postopératoire rapide et robuste, sans signes de pression veineuse centrale élevée ou d’autres complications hémodynamiques. Après une courte période de surveillance en unité de soins intensifs, les porcs ont repris conscience et ont repris leur alimentation spontanée, indiquant une récupération postopératoire stable. En résumé, ce modèle offre une plate-forme expérimentale cliniquement pertinente pour évaluer de nouvelles technologies et approches thérapeutiques dans le domaine de la recherche sur la transplantation cardiaque.

Introduction

Depuis la première transplantation cardiaque en 1967, des progrès significatifs ont été réalisés dans le domaine de la transplantation cardiaque. Cependant, au cours des deux dernières décennies, il y a eu peu de percées majeures dans la pratique clinique. Les problèmes fondamentaux tels que le dysfonctionnement du greffon, la vasculopathie par allogreffe cardiaque (CAV) et la tolérance immunitaire à long terme restent non résolus 1,2,3,4. Malgré de nombreuses découvertes en recherche fondamentale, ces découvertes ont été difficiles à traduire en applications cliniques, ce qui a entraîné une stagnation des progrès des traitements de transplantation cardiaque. Par conséquent, l’évaluation efficace des nouvelles technologies et thérapies est devenue une question cruciale, ce qui souligne l’importance des modèles animaux, en particulier des modèles précliniques appropriés, pour relever ces défis.

Bien que les modèles murins aient été largement utilisés dans la recherche sur la transplantation cardiaque, ils présentent des limites importantes en raison des différences anatomiques et physiologiques avec les humains, ce qui rend difficile la reproduction complète de la procédure clinique de transplantation cardiaque et des réponses immunitaires postopératoires. De plus, le système immunitaire est relativement différent, ce qui ne reflète pas adéquatement les réponses immunitaires complexes observées dans les grands modèles animaux 5,6,7. De plus, en raison de leur petite taille, les transplantations cardiaques chez la souris sont limitées aux greffes hétérotopiques, ce qui diverge de la pratique clinique de la transplantation cardiaque orthotopique 8,9,10,11. Par conséquent, l’utilisation de modèles appropriés de grands animaux, en particulier de porcs, est cruciale.

Les modèles porcins offrent des avantages significatifs dans la recherche sur la transplantation cardiaque, en particulier dans la transplantation cardiaque orthotopique. Le cœur du porc est anatomiquement similaire au cœur humain, et les porcs présentent des réponses immunitaires et des fonctions physiologiques organiques beaucoup plus proches de celles des humains, ce qui en fait une plate-forme idéale pour les études de transplantation cardiaque. De plus, les modèles porcins fournissent des données expérimentales plus complexes et détaillées, ce qui permet aux chercheurs de mieux évaluer les nouvelles stratégies immunosuppressives, les méthodes de protection cardiaque et les résultats à long terme après la greffe 12,13,14,15. Bien que certaines études aient utilisé des modèles hétérotopiques abdominaux chez le porc, qui évitent l’utilisation du pontage cardiopulmonaire et réduisent la complexité chirurgicale, elles ne parviennent pas à reproduire pleinement le scénario clinique de la transplantation cardiaque orthotopique16. Par conséquent, dans cette étude, nous avons établi un modèle de transplantation cardiaque orthotopique à double oreillette chez des porcs miniatures Bama, fournissant une plate-forme expérimentale plus pertinente sur le plan clinique pour faire progresser les techniques de transplantation cardiaque.

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Protocole

Le protocole expérimental sur les animaux de cette étude a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’hôpital Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales, avec le numéro d’approbation éthique 0108-1-70-ZX(X)-41. Toutes les expériences ont été menées dans le strict respect des directives en matière de bien-être animal et d’éthique, garantissant le respect des normes éthiques pertinentes.

1. Préparation préopératoire

  1. Sélectionnez des porcs miniatures Bama mâles pesant 35 à 40 kg (âgés de 10 à 12 mois) pour l’expérience de transplantation cardiaque orthotopique et laissez-les s’acclimater à l’environnement du logement pendant 1 semaine avant la chirurgie.
  2. Effectuer des analyses sanguines de routine, des évaluations des fonctions hépatiques et rénales et une échocardiographie pour évaluer l’état de santé général des animaux.
  3. Faites correspondre le donneur et le receveur en fonction du groupe sanguin ABO et de la taille du cœur. Déterminez le groupe sanguin selon la méthode rapportée par Choi et al.17, et évaluez la taille du cœur par échocardiographie pour assurer une bonne correspondance.
    REMARQUE : Étant donné que le poids corporel n’a pas de relation linéaire avec la taille du cœur, la taille du cœur mesurée par échocardiographie a été utilisée comme base de l’appariement. Plus précisément, la différence de diamètre de l’aorte ascendante était limitée à moins de 2 mm, la différence de diamètre distolique final du ventricule gauche à moins de 3 mm et la différence de diamètre systolique final à moins de 2 mm.

2. Procédure du donneur

  1. Anesthésie et préparation des animaux
    1. Soumettez les porcs donneurs à un jeûne de 12 h et retenez l’eau pendant 4 h avant la chirurgie pour vous assurer que l’estomac est vide, réduisant ainsi le risque de vomissements et d’aspiration pendant l’anesthésie.
    2. Induire l’anesthésie avec une combinaison de kétamine (10 mg/kg) et de midazolam (1 mg/kg) par injection intramusculaire. Après l’induction, maintenez l’anesthésie à l’aide d’isoflurane par inhalation (2-3 %) avec une perfusion de Dexmédétomidine (1 U/kg) et de Propofol (1-2 mg/kg/h) pour maintenir la profondeur de l’anesthésie.
    3. Confirmez si l’anesthésie est adéquate en vous assurant d’un tonus de la mâchoire détendu et de l’absence de réponse à la douleur lors d’un pincement de l’orteil. Effectuez une intubation orotrachéale à l’aide d’une sonde endotrachéale de 6,5 à 8 mm, assurant une circulation d’air non obstruée et fournissant 100 % d’oxygène.
    4. Établir un accès veineux périphérique via la veine de l’oreille pour faciliter l’administration de liquide par voie intraveineuse et les injections de médicaments. Établissez l’accès à l’artère fémorale pour la surveillance de la pression artérielle, assurant une surveillance en temps réel des paramètres hémodynamiques.
    5. Tout au long de la procédure, surveillez en permanence un électrocardiogramme (ECG) à 12 dérivations pour suivre l’état cardiaque de l’animal. Maintenez la profondeur de l’anesthésie de manière constante, en ajustant la posologie du médicament au besoin pour assurer un niveau d’anesthésie approprié.
  2. Prélèvement du cœur du donneur
    1. Thoracotomie : Après avoir rasé le porc, désinfectez la zone chirurgicale avec de la povidone iodée et drapez le champ, puis utilisez l’électrocautérisation à haute fréquence pour faire une incision médiane de la région mi-cervicale jusqu’en dessous du processus xiphoïde, suivie d’une incision sternale. Cautériser le sternum et appliquer de la cire osseuse pour obtenir l’hémostase (Figure 1A).
    2. Héparinisation : Après avoir ouvert le thorax, administrer 300 U/kg d’héparine pour l’anticoagulation systémique afin de prévenir la thrombose pendant l’intervention.
    3. Thymectomie : Soulevez et séparez soigneusement le thymus du péricarde à l’aide de l’électrocautérisation pour exciser le thymus, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de saignement.
    4. Ouvrez le péricarde et dégagez le tissu conjonctif de la face antérieure de l’artère pulmonaire principale (Figure 1B). Utilisez l’électrocautérisation pour disséquer l’espace entre l’aorte ascendante et l’artère pulmonaire afin d’exposer les gros vaisseaux. Ensuite, ligaturez la veine hémi-azygote gauche (Figure 1C).
      REMARQUE : La veine hémi-azygote gauche chez les porcs se draine directement dans le sinus coronaire et doit être ligaturée lors de la récupération cardiaque.
    5. Utilisez une suture Prolene 5-0 pour placer une suture à cordon de bourse sur l’adventice de l’aorte ascendante proximale et fixez-la avec un garrot. Insérez la canule de cardioplégie dans l’aorte ascendante et fixez-la avec la suture du cordon de bourse.
    6. Perfusion de cardioplégie : Appliquer des pinces aortiques croisées et administrer 500 mL de solution de St. Thomas modifiée (à base de 500 mL de solution de Ringer d’acétate de sodium additionnée de 4 mL de sulfate de magnésium à 25 %, de 1 g de chlorure de potassium, de 40 mL de bicarbonate de sodium à 5 % et de 10 mL de lidocaïne à 2 %) et de 500 mL de solution UW à 4 °C et à un débit de 300 à 600 mL/min, assurant une pression racinaire aortique de 80-100 mmHg. À ce stade, inciser l’appendice auriculaire droit pour l’évacuation (figure 1D).
      REMARQUE : Pour éviter une perte de sang excessive, utilisez des pinces supplémentaires sur la veine cave supérieure et inférieure pour recueillir le sang en vue d’une utilisation ultérieure lors d’une transfusion postopératoire.
    7. Placez de la glace fondante (0,9 % de NaCl) dans la cavité thoracique et sur l’organe pour le refroidissement, en commençant en même temps que la perfusion de cardioplégie (figure 1E).
    8. Coupez l’artère pulmonaire principale et les veines caves supérieure et inférieure aussi distalement que possible, en veillant à ce que chaque vaisseau conserve une longueur d’au moins 2 cm pour faciliter une anastomose sans tension lors de l’implantation (Figure 1F). Après l’enlèvement, placez le cœur dans un sac d’organe contenant au moins 500 ml de solution saline. Conservez-le sur de la glace et conservez-le à 4 °C jusqu’à la transplantation (figure 1G).
      REMARQUE : Assurez-vous que tous les vaisseaux sanguins sont maintenus suffisamment longtemps. Les vaisseaux excessivement longs peuvent être coupés lors de l’implantation, mais une longueur insuffisante ne peut pas être corrigée.
    9. Prélèvement sanguin du donneur : Prélever du sang sur les extrémités coupées de la veine cave supérieure et inférieure pour l’utiliser pour la transfusion postopératoire chez le receveur.

3. Procédure de destinataire

  1. Préparation du destinataire
    1. Suivez les étapes 2.1.1 à 2.1.4 pour l’anesthésie et les procédures d’intubation trachéale. Placez le receveur en position couchée, les quatre membres étant fixés à l’aide de cordes souples pour assurer la stabilité et faciliter les opérations chirurgicales.
    2. Faites une incision sur le cou pour exposer la veine jugulaire et l’artère carotide. Insérez un cathéter veineux central dans la veine jugulaire pour la surveillance de la pression veineuse centrale (PVC) et l’administration du médicament, et un cathéter artériel dans l’artère carotide pour la surveillance de la pression artérielle en temps réel.
      REMARQUE : Les médicaments vasoactifs couramment utilisés au cours de l’intervention comprennent la dopamine (200 mg de dopamine diluée dans 50 ml de glucose à 5 % ou de solution saline, donnant une concentration de 4 mg/mL), la dobutamine (250 mg dilués dans 50 mL de glucose à 5 % jusqu’à une concentration de 5 mg/mL), l’épinéphrine (1 mg dilué dans 49 mL de solution saline à 0,02 mg/mL), isoprotérénol (1 mg dilué dans 50 mL de glucose à 5 % à 0,02 mg/mL) et noradrénaline (4 mg dilués dans 50 mL de solution saline à 0,08 mg/mL). La posologie doit être ajustée en fonction de l’état hémodynamique du receveur.
    3. Fistule de la vessie : Faites une petite incision dans le bas-ventre pour exposer la paroi de la vessie. Fixez la vessie aux bords de l’incision avec de fines sutures. Après avoir incisé la paroi de la vessie, insérez une sonde urinaire et fixez-la à la vessie avec des sutures. Connectez le cathéter à un sac de collecte pour le drainage et la surveillance de l’urine.
      REMARQUE : En raison de l’urètre incurvé et allongé chez les porcs mâles, le cathétérisme urinaire de routine n’est pas possible. Une fistule de la vessie est nécessaire pour assurer un drainage efficace de l’urine.
    4. Faites une incision dans la région fémorale pour exposer l’artère fémorale. Insérez un cathéter artériel pour surveiller la pression artérielle des membres inférieurs et la saturation en oxygène. Assurez-vous que le cathéter est solidement fixé pour éviter de se déloger ou de causer des lésions vasculaires.
  2. Etablissement de pontage cardiorespiratoire (CPB)
    1. Thoracotomie et exposition des gros vaisseaux : Effectuez la thoracotomie comme décrit aux étapes 2.2.1 à 2.2.4 pour exposer complètement l’aorte ascendante, la veine cave supérieure (SVC) et la veine cave inférieure (IVC). Inspectez les grands récipients pour vous assurer qu’ils sont aptes à la canulation. Administrer 300 U/kg d’héparine pour obtenir une anticoagulation systémique, confirmant un temps de coagulation activé (ACT) supérieur à 300 s avant de procéder.
    2. Assemblez l’appareil CPB et amorcez-le avec 2 L de solution de Ringer lactate et 500 mg de méthylprednisolone.
      REMARQUE : En raison du volume sanguin relativement faible des porcs miniatures Bama, assurez-vous d’un volume d’amorçage suffisant dans la machine CPB. En cas de dilution sanguine excessive, une transfusion sanguine peut être envisagée si nécessaire.
    3. Piège caval : Séparez l’espace entre l’aorte ascendante et l’artère pulmonaire et placez un collet autour de l’aorte ascendante pour une traction vers la gauche. Exposez la face médiale du SVC et utilisez une pince à angle droit pour encercler le SVC vers l’arrière pour le coller. Appliquez la même procédure pour la VCI, en préparant les deux pour la canulation ultérieure.
    4. Canulation artérielle : Sur l’aorte ascendante distale, placez deux sutures concentriques à l’aide de sutures 5-0 (en évitant la pénétration sur toute l’épaisseur, en cousant uniquement l’adventice). Positionnez les ouvertures de suture sur les côtés gauche et droit et fixez-les avec une pince hémostatique pour la canulation et la fixation. Utilisez une petite lame circulaire pour créer une incision légèrement plus petite que le diamètre de la canule artérielle 18 Fr au centre du cordon de bourse. Insérez immédiatement la canule artérielle dans l’incision, serrez les cordons de la bourse avec une pince hémostatique et fixez la canule à la pince hémostatique avec une suture lourde. Connectez la canule artérielle au circuit artériel CPB, en vous assurant qu’il n’y a pas de bulles d’air.
    5. Canulation veineuse : Placez des sutures de cordon de bourse sur le SVC et le VCI et connectez les pinces hémostatiques. Faites des incisions dans les cordons de la bourse, insérez une canule de 28 Fr dans le SVC et une canule de 32 Fr dans le VCI, et fixez-les en serrant la pince hémostatique. Fixez les canules aux parois des vaisseaux avec des sutures lourdes. Connectez les canules à la ligne veineuse du circuit CPB.
    6. Canulation cardioplégique : Placez une suture sur l’adventice de l’aorte ascendante proximale à l’aide de 5-0 Prolene et fixez-la avec une pince hémostatique. Insérez la canule de cardioplégie dans l’aorte ascendante à travers le cordon de la bourse et fixez-la en place. Connectez la canule au système d’administration de la cardioplégie.
    7. Déclenchement du CPB : Vérifiez que toutes les canules et connexions sont correctement positionnées et dégagées. Lancez la CPB et exécutez-la pendant quelques minutes avant de fixer progressivement la SVC et la IVC pour établir une CPB complète, en redirigeant tout le sang veineux vers l’appareil CPB (Figure 1H).
      REMARQUE : Maintenir une pression artérielle moyenne (MAP) de 60-90 mmHg et une CVP de 6-12 cmH2O pendant l’intervention.
    8. Serrage croisé de l’aorte : Lorsque la température corporelle centrale descend à environ 30 °C, soulevez le collet de l’aorte ascendante et appliquez un collier de serrage aortique pédiatrique. Administrer une solution de St. Thomas modifiée à froid à 4 °C (10-15 mL/kg) à travers la canule de cardioplégie jusqu’à la racine aortique et appliquer de la glace fondante sur la surface cardiaque pour un refroidissement rapide et une cardioplégie (figure 1I).
      REMARQUE : Assurez-vous que la pince transversale est correctement positionnée pour éviter de comprimer le tronc brachiocéphale ou l’artère carotide commune, ce qui pourrait compromettre le flux sanguin cérébral.
  3. Excision du cœur du receveur
    1. Excision de l’oreillette droite : Après avoir ouvert le péricarde, commencez par exciser l’oreillette droite du receveur. Faites une incision le long du milieu de l’oreillette droite, en prolongeant l’incision vers le bas jusqu’à l’ouverture inférieure de la veine cave et vers le haut jusqu’à l’ouverture supérieure de la veine cave, laissant suffisamment de paroi auriculaire droite pour une anastomose ultérieure.
      REMARQUE : Étant donné que la veine hémiazygos gauche se draine directement dans le sinus coronaire, le sinus coronaire doit être préservé et le drainage de la veine hémiazygos gauche doit se poursuivre. Pour éviter d’interférer avec le champ opératoire, utilisez une pince bulldog pour clamper la veine hémiazygos gauche et retirez-la après l’implantation du cœur du donneur.
    2. Transecter l’aorte et l’artère pulmonaire à leurs racines, en s’assurant qu’elles sont d’une longueur suffisante pour une anastomose ultérieure.
    3. Inciser l’oreillette gauche, en commençant par l’appendice auriculaire gauche et en faisant une incision circulaire autour des ouvertures de la veine pulmonaire, en laissant suffisamment de brassard auriculaire gauche. Enfin, excisez tout le cœur du receveur, en vous assurant que tous les vaisseaux sanguins sont d’une longueur adéquate pour l’implantation du cœur du donneur (Figure 1J).
  4. Élagage du cœur du donneur
    1. Rognage de l’artère pulmonaire : Coupez le cœur du donneur au besoin en enlevant l’excès de tissu. Tout d’abord, disséquez le tissu conjonctif entre l’aorte et l’artère pulmonaire, et coupez l’aorte et l’artère pulmonaire pour assurer une longueur appropriée, en évitant une longueur excessive, qui peut entraîner une torsion après l’anastomose, ou une longueur insuffisante, qui peut provoquer une tension excessive.
    2. Rognage de l’oreillette gauche : Pour l’oreillette gauche, fusionnez les veines pulmonaires en un seul brassard auriculaire gauche et coupez les bords pour qu’ils correspondent à la taille du brassard auriculaire gauche du receveur.
    3. Rognage de l’oreillette droite : Pour l’oreillette droite, ligaturer la veine cave supérieure ; ensuite, coupez l’oreillette droite de l’appendice auriculaire droit à la veine cave inférieure, en formant un brassard auriculaire droit et en coupant les bords pour correspondre au brassard auriculaire droit du receveur (Figure 1K, L).
      REMARQUE : Le nœud sino-auriculaire est situé à la jonction de la veine cave supérieure et de l’oreillette droite. Il faut faire très attention à ne pas endommager le ganglion sino-auriculaire du cœur du donneur, car cela entraînerait une dépendance postopératoire à l’égard d’un stimulateur cardiaque.
  5. Anastomose cardiaque du donneur chez le receveur
    1. Séquence d’anastomose : oreillette gauche-oreillette droite-aorte-artère pulmonaire
    2. Anastomose de l’oreillette gauche : Utilisez la technique de suture coulissante à double aiguille pour anastomoser le brassard auriculaire gauche du receveur au niveau de la veine pulmonaire supérieure gauche avec le brassard auriculaire gauche du donneur près de la base de l’appendice auriculaire gauche. Commencer l’implantation du cœur du donneur (Figure 1M).
      1. Placez le cœur du donneur dans le médiastin du receveur, en veillant à ce que le cœur soit refroidi avec de la glace fondue pour éviter le transfert de chaleur vers les tissus thoraciques adjacents. Continuez à suturer jusqu’à la partie médiane inférieure du septum auriculaire. De l’autre côté, continuez à suturer le long du haut de l’oreillette gauche jusqu’au septum. Évaluez constamment la différence de taille entre l’oreillette gauche du donneur et celle du receveur et pliez tout excès de tissu de manière appropriée pour compléter l’anastomose. Après avoir désaéré l’oreillette gauche, attachez fermement les extrémités de la suture.
        REMARQUE : Une suture soigneuse de la paroi postérieure de l’oreillette gauche est essentielle pour prévenir les saignements postopératoires. Après le redémarrage du cœur, les saignements dans cette zone peuvent être difficiles à détecter et à contrôler.
    3. Anastomose de l’oreillette droite : Ajustez le cœur du donneur à une position anatomique presque normale, en commençant par l’extrémité inférieure du septum auriculaire droit. Passez une ligne de suture vers le haut le long du septum dans le sens inverse des aiguilles d’une montre, puis passez-la à la paroi latérale auriculaire droite. Assurez-vous que l’autre ligne de suture descend avec des sutures le long de la paroi auriculaire droite à partir de l’ouverture inférieure de la veine cave. Attachez les deux lignes de suture à l’endroit où elles se rejoignent au milieu de la paroi latérale de l’oreillette droite (Figure 1N).
    4. Anastomose de l’aorte : Effectuez une anastomose de bout en bout à l’aide de la technique de glissement, en commençant par la paroi postérieure du vaisseau et en complétant l’anastomose des artères pulmonaires du donneur aux artères pulmonaires receveuses. Enfin, attachez fermement la suture à la paroi avant.
    5. Anastomose de l’artère pulmonaire : Utilisez la même technique pour l’anastomose de l’artère pulmonaire que celle décrite pour l’aorte, en commençant généralement par un réchauffement avant d’effectuer l’anastomose de l’artère pulmonaire (Figure 1O).
  6. Réanimation cardiaque et procédures ultérieures
    1. Réanimation cardiaque : Après avoir terminé l’anastomose de l’artère pulmonaire, insérez une aiguille de ventilation d’air dans la racine de l’aorte ascendante pour éliminer tout air résiduel du cœur du donneur et retirer la pince transversale aortique. Demandez à l’anesthésiste de vous aider à gonfler les poumons.
    2. Circulation auxiliaire : Après le redémarrage du cœur, comptez sur la circulation extracorporelle pour obtenir de l’aide pendant un certain temps (Figure 1P).
      REMARQUE : La durée de l’assistance est déterminée par le temps d’ischémie et la récupération de la fonction cardiaque.
    3. Hémostase et fermeture : Vérifiez soigneusement toutes les anastomoses pour détecter les saignements et assurez-vous de l’hémostase. Placez un stimulateur cardiaque temporaire, retirez la circulation extracorporelle et retirez les canules. Placez un fil de stimulateur cardiaque épicardique temporaire sur l’oreillette droite et la surface du ventricule droit, et placez des tubes de drainage dans le médiastin et la cavité thoracique. Enfin, fermez l’incision médiane à l’aide de techniques standard.
      REMARQUE : Le tissu vasculaire porcin est fragile, en particulier dans l’oreillette droite et l’artère pulmonaire, et est sujet à la déchirure. Des précautions supplémentaires doivent être prises pendant la procédure.

4. Soins postopératoires

  1. Après l’opération, transférez immédiatement l’animal dans l’unité de soins intensifs dédiée pour une surveillance étroite. Surveillez en permanence les paramètres hémodynamiques, y compris le CVP, la pression artérielle, la fréquence cardiaque et la saturation en oxygène. Sur la base des résultats de la surveillance en temps réel, ajustez rapidement les médicaments vasoactifs et les traitements de soutien pour maintenir une pression artérielle et un débit cardiaque stables.
  2. Surveillance de la fonction cardiaque : Surveillez l’électrocardiogramme en continu après l’opération pour observer toute arythmie ou signe d’ischémie myocardique. En cas d’arythmie, administrer une cardioversion électrique ou un traitement pharmacologique.
    REMARQUE : Les arythmies postopératoires précoces sont souvent causées par la reprise cardiaque et doivent être surveillées de près. Des médicaments antiarythmiques doivent être administrés au besoin en fonction des changements dans l’ECG. La tachycardie sinusale postopératoire est fréquente parce que le cœur transplanté n’a pas de suppression du nerf vagal. L’ivabradine est recommandée pour contrôler le rythme des sinus, et les bêta-bloquants doivent être évités car les cœurs de porc y sont très sensibles, ce qui peut provoquer une hypotension.
  3. Prise en charge respiratoire : Fournir une assistance respiratoire postopératoire précoce à l’aide de la ventilation mécanique pour assurer une respiration stable. Au fur et à mesure que la fonction cardiaque et pulmonaire se rétablit progressivement, réduisez les sédatifs et, une fois que l’animal reprend sa respiration spontanée, retirez la sonde endotrachéale.
    REMARQUE : Le retrait précoce de la sonde endotrachéale et la restauration de la respiration spontanée sont cruciaux. Une intubation prolongée peut entraîner une insuffisance respiratoire et affecter la récupération postopératoire.
  4. Prise en charge de la douleur postopératoire : Soulager la douleur en fonction des signes de douleur de l’animal (analgésiques courants, y compris les anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) et les opioïdes).
  5. Surveillance de la fonction rénale : Surveillez régulièrement le débit urinaire et les indicateurs de la fonction rénale (tels que la créatinine et l’azote uréique) après la chirurgie. Administrer des diurétiques en cas de diminution de la production d’urine ou d’augmentation de la créatinine.
    REMARQUE : La récupération de la fonction rénale est cruciale pour maintenir l’équilibre électrolytique et l’équilibre acido-basique.
  6. Prévention des complications postopératoires : Observez de près l’animal pour détecter les complications postopératoires, telles que les infections et les saignements. Administrer des antibiotiques, des médicaments hémostatiques et des transfusions sanguines appropriés pour prévenir et traiter les complications.

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Résultats

La figure 1 illustre les principales étapes de la procédure de transplantation cardiaque orthotopique chez le porc, y compris la sternotomie médiane, l’ouverture du péricarde pour exposer les principaux vaisseaux sanguins, la perfusion aortique d’une solution cardioplégique, le refroidissement du cœur avec de la glace fondue et la préservation du cœur du donneur. Un aspect critique mis en évidence est la prise en charge de la veine azygos gauche, qui est une étape pivot dans la procédure de ...

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Discussion

Le modèle de transplantation orthotopique du cœur porcin est une plateforme expérimentale efficace qui simule la transplantation cardiaque clinique15. Le cœur porcin partage de nombreuses similitudes anatomiques et physiologiques avec le cœur humain12. Par conséquent, ce modèle a une valeur d’application significative dans l’étude de divers aspects de la transplantation cardiaque, en particulier dans la protection cardiaque, les procédures ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été parrainé par le Fonds national des sciences naturelles pour les jeunes chercheurs distingués de Chine (82125004 ; à Jiangping Song), Projet clé de biotechnologie de pointe du programme national de R & D clé du ministère des Sciences et de la Technologie de Chine (2023YFC3404300 ; à Jiangping Song), Projet spécial du ministère de la Science et de la Technologie de Chine soutenu par le Laboratoire clé d’État des maladies cardiovasculaires, Hôpital Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales (2024GZZD-03 ; à Jiangping Song) et Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82300464 ; à Yuan Chang)

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pince transversale aortique à 10 degrésSinoviewCP40431-19Chirurgie du donneur
Pince transversale aortique à 10 degrésSinoviewCP40431-19Chirurgie du receveur
Pince vasculaire à branche d’arcade à 30 degrésSinoviewCP40432-19Chirurgie du donneur
Pince transversale aortique à 45 degrésSinoviewCP40044-18Chirurgie du donneur
Pince transversale aortique à 45 degrésSinoviewCP40044-18Chirurgie du receveur
Système d’oxygénation Affinity FusionMedtronicRéf. BB841Dérivation cardiorespiratoire
Appareil d’anesthésieMindrayA9Anesthésie et autres
Canule artérielleMedtronic18FrDérivation cardiorespiratoire
AtracuriumHengrui Pharmaceutique-Anesthésie et autres
Pince plate atraumatiqueSureMedGF04021-25Chirurgie du donneur
Pince plate atraumatiqueSureMedGF04021-25Chirurgie du receveur
Pince plate atraumatiqueSureMedGF04016-25Chirurgie du receveur
Pince microchirurgicale de type stylo à poignée équilibréeSinoviewFC12010-21Chirurgie du donneur
Pince microchirurgicale de style stylo à poignée équilibréeSinoviewFC12010-21Chirurgie du receveur
Cochons miniatures BamaInstitut de zoologie, Académie chinoise des sciences, Centre de recherche sur les grands animaux du Nord-Animaux d’expérimentation
Belzer UW  ; Solution d’entreposage frigorifiqueBridge to Life Ltd.1000 ml/sacChirurgie du donneur
Ciseaux extrêmement tranchants à manche noirSinoviewSC35101-23UCChirurgie du donneur
Ciseaux extrêmement tranchants à manche noirSinoviewSC35101-23UCChirurgie du receveur
Analyseur de gaz du sangEdiagnosticPT1000Anesthésie et autres
Circuit de dérivation cardiorespiratoireMedtronicB-HL-159Dérivation cardiorespiratoire
Cathéter veineux centralBaihe Medical-Anesthésie et autres
Pince incurvéeSureMedGC01002-16Chirurgie du donneur
Pince incurvéeSureMedGC01002-12Chirurgie du receveur
Pince incurvéeSureMedGC01002-16Chirurgie du receveur
Filtre anti-microembolie sanguin jetableSansinFAF-2Dérivation cardiorespiratoire
Filtre de réservoir de sang jetableSansinFCR300KDérivation cardiorespiratoire
Système d’administration jetable de cardioplégieMedtronicXP41Dérivation cardiorespiratoire
DopamineJiuan Pharmaceutique-Anesthésie et autres
Sonde endotrachéaleMédecine YaxinYS-0000Anesthésie et autres
AdrénalineJinyao Pharmaceutique-Anesthésie et autres
Pince à dissection fineSureMedGC01090-20Chirurgie du donneur
Pince à dissection fineSureMedGC01090-20Chirurgie du receveur
Ciseaux ultra-tranchants à manche doréSinoviewSC35001-23SCChirurgie du donneur
Ciseaux ultra-tranchants à manche en orSinoviewSC35001-23SCChirurgie du receveur
Machine cœur-poumonLivaNovaS5Dérivation cardiorespiratoire
HéparinePharmaceutique du nord de la Chine-Anesthésie et autres
Seau à glaceSureMedGQ13018-00DChirurgie du donneur
Seau à glaceSureMedGQ13018-00DChirurgie du receveur
Pompe à perfusionSino MDTSN-C8Anesthésie et autres
Cathéter intraveineuxKDL16G-26GAnesthésie et autres
L’isofluraneLunan Pharmaceutique-Anesthésie et autres
IsoprotérénolHarvest Pharmaceutical-Anesthésie et autres
La solution de Ringer lactateKelun Pharmaceutique-Anesthésie et autres
Grand bassinSureMedGQ13033-00DChirurgie du donneur
Grand bassinSureMedGQ13033-00DChirurgie du receveur
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthésie et autres
Chlorhydrate de lidocaïne injectableKelun Pharmaceutical co., LtdH20057816Chirurgie du donneur
Sulfate de magnésium pour injectionZdjt Pharmaceutical co., LtdH20051792Chirurgie du donneur
Scie sternum électrique médicaleJingdong xijiHF-X01Chirurgie du donneur
Scie sternum médicale, scie sternum électriqueJingdong xijiHF-X01Chirurgie du receveur
Bassin moyenSureMed-Chirurgie du donneur
Écarteur de sternum de taille moyenneSureMedGR04130-00Chirurgie du receveur
Solution modifiée de St. ThomasFait maison-Anesthésie et autres
Moniteur multiparamètreMindrayBenoversion N17Anesthésie et autres
Passe-aiguille pour sutures à cordon de bourseSureMedGR04074-00Chirurgie du receveur
Écarteur de nerfs et de cordes épinièresSureMed-Chirurgie du donneur
Écarteur nerveuxSureMed-Chirurgie du donneur
NoradrénalineHarvest Pharmaceutical-Anesthésie et autres
Écarteur de sternum pédiatriqueSureMedGR04114-00Chirurgie du receveur
Porte-aiguille microchirurgicale de style styloSinoviewNH11300-21Chirurgie du donneur
Porte-aiguille microchirurgicale de style styloSinoviewNH11300-21Chirurgie du receveur
Injection de chlorure de potassiumKelun Pharmaceutical co., LtdH42021164Chirurgie du donneur
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutique-Anesthésie et autres
Introducteur de suture de cordon de bourseSureMedGR04074-00Chirurgie du donneur
Pince magique atraumatique ResanoSinoviewFC25501-23SChirurgie du donneur
Pince à angle droitSureMedGC01110-14Chirurgie du donneur
Pince à angle droitSureMedGC01089-18Chirurgie du donneur
Pince à angle droitSureMedGC01110-14Chirurgie du receveur
Pince à angle droitSureMedGC01089-18Chirurgie du receveur
Petit bassinSureMed-Chirurgie du donneur
Injection d’acétate de sodium RingerDuo Rui Pharmaceutical co., LtdH20163331Chirurgie du donneur
Injection de bicarbonate de sodiumKelun Pharmaceutical co., LtdH20043739Chirurgie du donneur
Écarteur sternal (taille moyenne)SureMedGR04130-00Chirurgie du donneur
Pinces droitesSureMedGC01001-12Chirurgie du donneur
Pinces droitesSureMedGC01001-16Chirurgie du donneur
Pinces droitesSureMedGC01001-12Chirurgie du receveur
Pinces droitesSureMedGC01001-16Chirurgie du receveur
Suture 5-0 Prolene BBÉthicon-Chirurgie du receveur
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Éthicon-Chirurgie du receveur
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHÉthicon-Chirurgie du receveur
Sutures BB 4-0 ProleneÉthicon-Chirurgie du receveur
Sonde de température3M-Anesthésie et autres
Pince à amygdalesSureMedGC09009-20DChirurgie du donneur
Porte-aiguille à poignée annulaire en carbure de tungstèneSureMedGN01013-22KChirurgie du donneur
Porte-aiguille à poignée annulaire en carbure de tungstèneSureMedGN01013-22KChirurgie du receveur
Porte-aiguille à poignée annulaire en carbure de tungstèneSureMedGN01010-22KChirurgie du receveur
Solution UW  ;Belzer-Anesthésie et autres
Canule veineuseMedtronic28Fr, 32FrDérivation cardiorespiratoire
VentilateurMindraySV300Anesthésie et autres
Porte-aiguille lestée de style styloSinoviewNH10400-23Chirurgie du receveur

Références

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