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Administration de Δ 9-tétrahydrocannabinol (THC) chez des souris adolescentes et adultes

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DOI :

10.3791/68358

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1 août 2025

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1Department of Anatomy and Neurobiology, University of California, Irvine, 2Department of Biological Chemistry, University of California, Irvine, 3Department of Pharmaceutical Sciences, University of California, Irvine

Dans cet article

Résumé

Le Δ 9-tétrahydrocannabinol (THC) est le constituant intoxicant du cannabis et une substance contrôlée aux États-Unis. Cet article décrit les procédures standard pour l’obtention, le stockage et l’administration de THC aux souris conformément aux réglementations légales en vigueur et présente brièvement une méthode pour évaluer les effets pharmacodynamiques de base du THC chez les rongeurs.

Résumé

Le Δ 9-tétrahydrocannabinol (THC) est responsable des effets intoxicants (psychotropes) du cannabis et des produits dérivés du cannabis actuellement disponibles sur les marchés légaux et illégaux. Les effets psychotropes du THC sont produits par l’activation des récepteurs cannabinoïdes CB1 dans le cerveau, qui sont normalement engagés par les substances cannabinoïdes endogènes (endocannabinoïdes). En dehors du cerveau, le THC contribue à la régulation d’un large éventail de processus physiologiques en activant les récepteurs CB1 et CB2. Les fonctions physiologiques remplies par les substances endocannabinoïdes et les récepteurs cannabinoïdes - collectivement connus sous le nom de système endocannabinoïde - changent considérablement tout au long de la vie, l’adolescence étant une période de sensibilité accrue aux contributions de ce complexe de signalisation. Cet article décrit un protocole de préparation du THC pour l’administration parentérale et l’évaluation de ses effets pharmacodynamiques aigus chez des souris des deux sexes à deux stades de développement : l’adolescence et le début de l’âge adulte. En se concentrant sur trois doses largement utilisées dans la littérature (1, 5 et 10 mg/kg) et la voie intrapéritonéale, les effets bien connus du THC - induction de la catalepsie, inhibition de l’activité locomotrice et suppression de la nociception - sont illustrés. De plus, étant donné le statut du THC en tant que substance contrôlée aux États-Unis, les procédures pour l’obtenir et le stocker conformément à la législation en vigueur sont brièvement décrites.

Introduction

La prévalence de la consommation de cannabis dans la population adulte des États-Unis n’a cessé d’augmenter au cours des dernières décennies et est restée élevée en 2023. Parmi les adultes âgés de 19 à 30 ans, environ 42 % ont déclaré avoir consommé du cannabis au cours de la dernière année, 29 % au cours du dernier mois et 10 % ont déclaré en avoir consommé quotidiennement ou presque quotidiennement (20 fois ou plus au cours des 30 derniers jours)1. Pour les adultes âgés de 35 à 50 ans, les chiffres sont respectivement de 29 %, 19 % et 8 %. Bien que ces estimations ne soient pas statistiquement différentes de celles obtenues en 2022, elles indiquent des augmentations au cours des 5 et 10 dernières années pour les deux groupes démographiques1. Il est important de noter que les données actuelles suggèrent qu’environ 9 % des personnes qui consomment du cannabis développent une tolérance et une dépendance à la drogue - une condition connue sous le nom de trouble lié à l’utilisation du cannabis (TCS)2 et un problème de santépotentiel3.

Comme pour les autres drogues psychoactives, la consommation de cannabis commence généralement au début de l’adolescence et augmente progressivement tout au long de l’adolescence. En 2023, 8 % des élèves de8e année aux États-Unis, 18 % des élèves de 10eannée et 29 % des élèves de 12eannée ont déclaré avoir consommé la drogue au moins une fois4. Bien qu’ils soient relativement stables au cours des dernières années, même face à une diminution de la perception du risque 5,6, ces chiffres restent trop élevés. En plus de son usage non médical répandu, le cannabis a montré un potentiel thérapeutique dans toute une série de conditions médicales 7,8. Une forme synthétique de son constituant enivrant (psychotrope), le Δ 9-tétrahydrocannabinol (THC) (figure 1), est utilisée depuis plus de 40 ans comme médicament d’ordonnance pour traiter les nausées et la perte d’appétit chez les patients atteints du VIH et du cancer subissant une chimiothérapie 9,10. Le THC et son analogue le cannabidiol (CBD) (Figure 1), qui n’est pas psychotrope, ont tous deux été impliqués dans la gestion de la douleur, de l’inflammation et de divers troubles neurologiques11,12. Par conséquent, la propagation rapide des produits dérivés du cannabis médical - par exemple, dans l’épilepsie et l’autisme infantiles - introduit également de nouveaux groupes de jeunes à la drogue. Ces évolutions sont particulièrement préoccupantes dans un contexte social où les modifications législatives et l’élargissement de l’acceptation alimentent des intérêts financiers qui peuvent l’emporter sur les préoccupations de santé et de sécurité publiques13.

Le cannabis contenant du THC (« marijuana ») est consommé sous diverses formes, notamment en fumant, en vaporisant, en produits comestibles, en teintures et en huiles. Une fois ingéré, le THC se distribue dans tout le corps et pénètre dans le cerveau, où il produit l’euphorie, la relaxation, une perception sensorielle altérée et une augmentation de l’appétit, bien qu’il puisse également provoquer de l’anxiété et de la paranoïa chez certaines personnes14,15. Le THC interagit avec le système endocannabinoïde (ECB) en activant deux types de récepteurs cannabinoïdes (CB) situés à l’intérieur et à l’extérieur du cerveau15,16. Dans le cerveau, où les récepteurs CB1 sont les plus abondants, leur activation affecte l’humeur, la perception de la douleur, l’appétit et la cognition, entre autres fonctions. Le THC active également les récepteurs CB1 et CB2 dans les organes périphériques, influençant le métabolisme énergétique systémique - y compris l’apport, l’absorption et le stockage des nutriments - ainsi que l’initiation de la douleur, l’inflammation et l’immunité17,18.

Le THC exerce des effets à la fois aigus et persistants, et des recherches précliniques et cliniques supplémentaires sur les conséquences à long terme de la consommation de cannabis sont encore nécessaires. Un accent particulier doit être mis sur les effets indésirables potentiels des fortes doses de THC, étant donné que la concentration moyenne de THC dans le cannabis vendu aux États-Unis a augmenté au cours des dernières décennies, passant de 8,9 % en 2008 à 17,1 % en 201719 et même plus ces dernières années. Les « produits à base de cannabis à haute puissance » (produits contenant de fortes concentrations de THC) sont courants sur de nombreux marchés légaux à travers les États-Unis, où la teneur moyenne en THC de la fleur de cannabis est de 20 à 35 %, certains produits extractifs atteignant jusqu’à 90 % de THC. À ces doses élevées, le THC peut avoir des effets qualitativement différents de ceux produits par le « cannabis à faible puissance » traditionnel utilisé dans les années 1970 et 1980, qui contenait 6 % de THC ou moins20. Ainsi, il est essentiel de comprendre la pharmacologie des produits de cannabis à forte puissance pour éclairer les stratégies préventives et guider les politiques réglementaires et fiscales. De plus, comprendre comment des facteurs tels que l’âge, la génétique et les conditions préexistantes influencent les réponses individuelles au THC peut aider à adapter la prévention et le traitement à des populations spécifiques. En particulier, les conséquences de la consommation de cannabis par les adolescentes et les femmes enceintes ou allaitantes devraient être étudiées plus avant, car l’exposition aux cannabinoïdes pendant les périodes prénatales/périnatales et adolescentes, dans lesquelles le système de la BCE joue un rôle neurodéveloppemental clé, pourrait entraîner des conséquences négatives persistantes21. De plus, des recherches supplémentaires sont nécessaires pour comprendre comment le THC interagit avec d’autres médicaments ou substances. Des données complètes sur l’innocuité et l’efficacité du THC peuvent éclairer les décisions réglementaires et les politiques de santé publique, garantissant une utilisation sûre dans des contextes médicaux et non médicaux.

Ici, nous décrivons les procédures standard pour l’obtention, le stockage et l’administration du THC en laboratoire, conformément à la législation américaine en vigueur (le Controlled Substance Act de 1971). En se concentrant sur trois doses de THC largement utilisées dans la littérature scientifique (1, 5 et 10 mg/kg)22 et sur la voie d’administration intrapéritonéale (i.p.), trois effets classiques sur le THC ont été illustrés : l’induction de la catalepsie, l’inhibition de l’activité locomotrice et l’antinociception. Ce protocole peut également être utilisé après plusieurs injections de THC pour étudier les conséquences de la consommation chronique de THC, ce qui conduit à une tolérance et à une gamme de conséquences sur la santé mentale qui ne sont généralement pas observées avec une administration aiguë chez l’homme.

Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par l’IACUC de l’Université de Californie à Irvine et ont été effectuées en stricte conformité avec les directives des National Institutes of Health (NIH) pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Procédures d’obtention et de stockage du THC

REMARQUE : Aux États-Unis, l’utilisation du THC dans le cadre de la recherche universitaire nécessite de suivre plusieurs étapes exigées par le statut légal du cannabis. Le cannabis et le THC dérivé du cannabis sont tous deux classés comme substances contrôlées de l’annexe I. Pour cette raison, avant de pouvoir acheter du cannabis ou du THC, les chercheurs doivent obtenir une licence de la Drug Enforcement Administration (DEA). Vous trouverez ci-dessous un aperçu de ce processus, qui peut prendre jusqu’à 6 mois ou plus.

  1. Déterminer la portée de la recherche : Définissez le but et les objectifs du processus de recherche et précisez pourquoi le THC est nécessaire. Élaborez un protocole de recherche détaillant les quantités de THC nécessaires, sa source commerciale et la façon dont il sera manipulé et stocké. Incluez autant de détails pertinents que possible.
  2. Réception de l’approbation réglementaire de l’établissement : Soumettez la proposition de recherche au Comité de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) (pour les travaux précliniques) ou au Comité d’examen institutionnel (IRB) (pour les travaux cliniques) de l’établissement local. Cette étape d’examen protège les droits des sujets de recherche et permet de s’assurer que l’étude est conforme aux normes éthiques.
  3. Conformité aux réglementations nationales : Soyez conscient de toutes les réglementations spécifiques à l’État concernant la recherche sur le cannabis, car elles peuvent varier considérablement. Par exemple, en Californie, obtenir l’approbation du Research Advisory Panel of California (RAPC)23.
  4. Obtention de THC : Achetez du cannabis et du THC auprès de cultivateurs ou de fabricants autorisés à cet effet.
    REMARQUE : Une liste des cultivateurs approuvés est disponible sur le site Web de la DEA. Le National Institute on Drug Abuse (NIDA) fournit du THC par le biais du programme d’approvisionnement en droguesNIDA 24. Pour postuler à ce programme, il faut fournir des informations sur un établissement, un protocole de recherche détaillé et la documentation des règlements institutionnels tels que les lettres d’approbation de l’IACUC ou de l’IRB. Le formulaire 222 de la DEA, qui est le formulaire d’une page spécifiquement désigné pour chaque numéro d’enregistrement de la DEA, est requis pour l’achat ou le transfert de substances contrôlées de l’annexe 1.
  5. Réception et stockage du THC
    1. Stockez le THC dans un coffre-fort ou un coffre-fort verrouillé qui suit une conception approuvée par la DEA. L’accès à la zone de recherche doit être contrôlé (par exemple, les portes du bâtiment et/ou du laboratoire doivent être verrouillées). Seul le personnel autorisé doit avoir accès au THC.
    2. Préparez et établissez une liste des personnes autorisées à y accéder et maintenez la liste à jour. Étiquetez clairement les contenants de THC avec le nom, la concentration, la date de réception et les avertissements de danger.
    3. Suivre les procédures d’élimination établies, qui nécessitent une documentation spécifique et le respect des réglementations fédérales et étatiques. Maintenez le THC à -20 °C ou moins.
  6. Gestion des stocks :
    1. Mettez en place un système d’inventaire robuste pour suivre la quantité, l’utilisation et l’emplacement du THC. Préparez un cartable de substances contrôlées, qui comprend une licence de l’annexe 1, des informations sur le personnel autorisé, des registres de toutes les réceptions, de toutes les éliminations et de toute utilisation de substances (figure 2).
    2. Effectuer des vérifications régulières des pratiques d’inventaire et d’entreposage en remplissant le registre d’inventaire semestriel afin d’assurer la conformité aux exigences réglementaires. Vérifiez périodiquement les journaux d’accès et les registres d’inventaire.
  7. Formation et protocoles : Une formation doit être fournie à tout le personnel qui manipule du THC. Des protocoles clairs doivent être établis pour l’entreposage, la manipulation et l’élimination du médicament.
    REMARQUE : En mettant en œuvre ces pratiques, les laboratoires universitaires peuvent s’assurer qu’ils se conforment aux exigences légales et maintiennent un environnement de recherche sûr.

2. Procédures d’administration de THC à des souris par injection i.p.

REMARQUE : Lors de la manipulation du THC, il est essentiel de contrôler la température et de protéger le composé de la lumière pour préserver sa stabilité. Le THC est sensible à la chaleur et doit être stocké à -20 °C ou moins pour un stockage à long terme. Pour un stockage à court terme, le THC peut être conservé à température ambiante ou réfrigéré à 4 °C pendant plusieurs heures. Le THC est également sensible aux ultraviolets (UV) et à la lumière visible, qui peuvent provoquer une dégradation par oxydation. Pour éviter cela, le THC doit être stocké dans des récipients en verre ambré hermétiques ou des récipients transparents enveloppés dans du papier d’aluminium et stockés dans l’obscurité. Il est recommandé d’étiqueter tous les échantillons avec les dates et les conditions de stockage pour assurer un suivi et une stabilité appropriés.

  1. Matériaux
    1. Préparez toutes les solutions à l’aide d’eau ultrapure et de réactifs de qualité analytique. Obtenir du THC auprès de Cayman Chemical (Ann Arbor, MI) ou de RTI International (Research Triangle Park, NC) ou par le biais du NIDA Drug Supply Program24.
  2. Matériel et fournitures
    1. Assurez-vous que les éléments énumérés dans la table des matériaux sont prêts avant de commencer la procédure.
      REMARQUE : Il est essentiel d’utiliser des flacons en verre (8 ml ou similaire) et des récipients lorsque vous travaillez avec du THC. Les plastiques peuvent réagir avec ou absorber des molécules hydrophobes telles que le THC, ce qui peut entraîner une perte d’échantillon ou des concentrations incohérentes. Le verre est chimiquement stable et non réactif, ce qui permet d’éviter les interactions indésirables avec les molécules hydrophobes.
  3. Procédures d’administration de THC chez la souris
    1. Retirez le récipient de THC du casier de sécurité dans le congélateur.
    2. En gardant le récipient sur de la glace, prélevez un volume approprié de THC à l’aide d’une pipette et ajoutez-le soigneusement au fond d’un flacon en verre de 8 ml. Calculez le volume en fonction de la dose (mg/kg) et du poids corporel des souris (g).
    3. Placez le flacon dans une hotte chimique et évaporez doucement le solvant jusqu’à ce qu’il devienne sec avec un léger jet d’azote gazeux. Veillez à ne pas éclabousser la solution contenant du THC sur les côtés du flacon, car cela entraînerait une perte importante. Ce processus prend environ 5 à 10 minutes.
    4. Consignez dans le registre d’utilisation de la substance contrôlée dans le classeur de substances contrôlées la quantité de THC prélevée dans le flacon actuellement utilisé.
    5. Lorsque le solvant est complètement sec, ajoutez un volume approprié de Tween-80. Il s’agit du volume de Tween-80 nécessaire pour obtenir une concentration finale de 5 % de Tween-80 dans une solution saline, comme indiqué à l’étape 2.3.8.
    6. Réchauffez le flacon dans un bécher contenant de l’eau chaude à 60 °C ou moins. Vortex le flacon pour dissoudre complètement le THC et répétez l’opération au besoin.
    7. Ajoutez graduellement de la solution saline stérile par petits incréments : par exemple, 200 μL, 300 μL, 500 μL et 1 mL. Vortex et réchauffez-vous.
    8. Répétez les étapes 2.3.6 et 2.3.7 jusqu’à ce que le volume total de solution saline nécessaire ait été ajouté pour obtenir une solution finale de THC dans une solution saline à 5 % de Tween-80 et à 95 % et que la solution soit complètement dissoute.
    9. (FACULTATIF) Soniquez le flacon dans un bain-marie à ultrasons réglé à environ 100 % de puissance à 40 kHz et 37 °C pendant 5 min. Vérifiez que la solution est claire et exempte de toute substance non dissoute. La couleur du liquide peut varier en fonction du véhicule utilisé.
    10. Pesez la souris et déterminez la quantité appropriée à injecter. Le volume d’injection doit être de 10 mL/kg par souris.
    11. Procéder aux injections intrapéritonéales (i.p.). Assurez-vous que les solutions de THC sont fraîchement préparées le jour de l’utilisation.

3. Procédures d’évaluation des effets pharmacologiques du THC

  1. Animaux
    1. Utilisez des souris des deux sexes pour cette étude.
      REMARQUE : Dans cette étude, des souris C57BL/6J adolescentes (jour postnatal, JPN, 30-35) et adultes (JPN 70-75) des deux sexes des Jackson Laboratories (Farmington, CT) ont été utilisées.
      La procédure est applicable à d’autres souches de souris.
    2. Hébergez les souris dans des cages ventilées (4 à 5 par cage) avec de la nourriture et de l’eau disponibles à volonté. Attribuez au hasard des animaux d’âge et de poids appariés aux groupes de traitement et laissez-les s’acclimater pendant au moins 1 semaine avant les expériences.
    3. Maintenez les pièces du logement sur un cycle de lumière de 12 heures et d’obscurité de 12 h (lumières allumées à 6 h 30) avec une température constante (20 ± 2 °C) et une humidité relative (55 % à 60 %).
  2. Groupes expérimentaux
    1. Divisez chaque groupe d’âge et de sexe en quatre groupes de traitement : un groupe témoin et trois groupes de traitement au THC pour des doses de 1, 5 et 10 mg/kg.
  3. Administration du médicament
    1. Préparez fraîchement le THC comme décrit ci-dessus dans un véhicule de solution saline à 95 % avec 5 % de Tween-80 et administré par injection i.p.
  4. Tests comportementaux
    REMARQUE : Dans cet exemple, chaque animal a subi les tests décrits ci-dessous pour suivre les effets du THC22. Les trois tests comportementaux ont été menés successivement sur la même cohorte d’animaux. L’ordre des procédures était le suivant : locomotion (30 min après le THC), catalepsie (45 min après le THC) et immersion de la queue (60, 180 et 300 min après le THC) (Graphique 3). Pour les expériences sur des adolescentes, nous avons réutilisé le même groupe traité par Vehicle, puis administré 1 mg/kg ou 10 mg/kg de THC à la même cohorte afin de réaliser les tests de catalepsie et d’immersion dans la queue. Cette approche nous a permis d’atteindre une puissance statistique suffisante tout en minimisant le nombre d’animaux utilisés, dans le respect des règles éthiques. Le comportement a été enregistré à l’aide d’un caméscope, et les fichiers vidéo ont été analysés à l’aide d’un logiciel de suivi comportemental.
    1. Test de catalepsie
      REMARQUE : La catalepsie chez la souris est un état (patho)physiologique caractérisé par un manque de mouvement volontaire, une rigidité de la posture et une résistance aux changements de position du corps induits de l’extérieur. Il est considéré comme l’un des quatre effets standard du THC, avec l’inhibition locomotrice, l’antinociception et la diminution de la température corporelle. Dans cet exemple, le comportement cataleptique a été évalué sur la base des procédures établies22, comme détaillé ci-dessous :
      1. Configuration : Préparez une barre horizontale (7 cm de longueur) surélevée de 4 cm au-dessus de la surface d’une paillasse de laboratoire propre avec un éclairage ambiant normal (160 lux). Placez à proximité une minuterie électronique prête à l’emploi.
      2. Transférez la souris du logement au laboratoire d’essai et acclimatez-la dans la cage pendant 60 minutes avant de la tester. Portez une blouse de laboratoire propre et sans parfum.
      3. À l’aide de gants en latex propres, retirez délicatement la souris de sa cage, administrez en toute sécurité une quantité appropriée de THC ou de véhicule et remettez-la dans la cage.
      4. Au moment approprié après l’injection de THC (45 min dans ce cas), retirez la souris de la cage et placez doucement ses pattes avant sur la barre horizontale.
      5. Enregistrez le temps d’immobilité à l’aide de la minuterie électronique.
        REMARQUE : Le temps d’immobilité est défini comme le temps écoulé entre le moment où la souris est placée sur la barre et le moment où elle retire une ou les deux pattes.
      6. Arrêtez le chronomètre lorsque la souris retire une ou les deux pattes de la barre ou lorsque le temps limite de 10 s est atteint.
      7. Répétez le test deux fois pour chaque souris, avec un intervalle de repos de 2 minutes entre les essais.
      8. Utilisez la moyenne des deux temps d’immobilité pour l’analyse finale des données.
      9. Mesure des résultats : Utiliser le temps d’immobilité (en secondes) comme indicateur de catalepsie.
    2. Essai en plein champ (activité locomotrice dans un nouvel environnement)
      REMARQUE : L’hypolocomotion induite par le THC est évaluée à l’aide du test en plein champ et selon un protocole établi25.
      1. Configuration : Utilisez une arène en plein champ équipée d’un équipement de suivi vidéo pour ce test. Assurez-vous que l’arène en plein champ est propre et exempte d’indices d’odeur provenant d’expériences précédentes.
        REMARQUE : Un nettoyage efficace peut être effectué à l’aide de produits disponibles dans le commerce décrits dans le Tableau des matériaux.
      2. Transférez la souris des installations d’hébergement au laboratoire d’essai et acclimatez-la dans sa cage pendant 60 minutes avant de la tester. Veiller à ce que la salle d’essai soit éclairée à faible intensité (10 lux)25. Portez une blouse de laboratoire propre et n’utilisez pas de parfum.
      3. À l’aide de gants propres, retirez délicatement la souris de sa cage, administrez en toute sécurité une quantité appropriée de THC ou de véhicule, et remettez la souris dans la cage.
      4. À un moment approprié après l’injection de THC (30 min dans ce cas), placez doucement la souris au centre de l’arène en prenant soin de minimiser le stress de manipulation.
      5. Enregistrez des sessions de 10 minutes à l’aide d’un caméscope et d’un logiciel de suivi comportemental.
      6. Après le test, remettez la souris dans sa cage d’origine et nettoyez soigneusement l’arène avec la solution de nettoyage décrite ci-dessus.
      7. Mesure des résultats : Calculer la distance totale parcourue, mesurée en mètres, comme paramètre principal pour quantifier l’activité locomotrice.
    3. Essai d’immersion de la queue (seuils nociceptifs, également appelé test de retrait de la queue à l’eau chaude)
      REMARQUE : La nociception est évaluée à l’aide de l’essai d’immersion de la queue, tel que décrit précédemment26. Ce test est utilisé pour évaluer l’efficacité des analgésiques potentiels et pour évaluer la tolérance à leurs effets. Au cours du test, de la chaleur est appliquée à la queue d’une souris comme un stimulus douloureux, et le temps nécessaire pour retirer la queue de la source de chaleur est mesuré.
      1. Configuration : Préparez un bain-marie maintenu à 54 °C sous un éclairage ambiant normal (160 lux). Placez à proximité une minuterie électronique prête à l’emploi.
      2. Retenez doucement la souris à l’aide d’une poche en tissu mou fabriquée à l’aide de coussinets d’entraînement pour animaux de compagnie (Glad), en veillant à ce que la queue reste accessible.
      3. Plongez le tiers distal de la queue dans le bain-marie et démarrez la minuterie en même temps.
      4. Enregistrez la latence jusqu’au retrait de la queue (en secondes), définie comme le battement réflexe de la queue.
      5. Réglez un temps de coupure maximal de 10 s pour éviter les lésions tissulaires et l’inconfort.
      6. Répétez la mesure deux fois pour chaque souris à chaque point de temps (dans ce cas, 60, 180 et 300 minutes après l’injection de THC), avec un intervalle de 5 minutes entre les essais.
      7. Faites la moyenne des deux mesures de latence pour l’analyse des données.
      8. Mesure des résultats : Calculez la latence jusqu’au retrait de la queue, mesurée en secondes, comme principale variable de résultat pour évaluer les effets antinociceptifs.
  5. Analyses statistiques
    1. ±Déterminez la signification à l’aide de l’analyse de variance à deux facteurs (ANOVA) suivie du test de comparaisons multiples de Šídák ou de l’ANOVA à trois facteurs suivie du test de comparaisons multiples de Tukey. Considérez les différences significatives si P < 0,05.
      REMARQUE : La version 10.4 de GraphPad Prism a été utilisée pour effectuer l’analyse.

Résultats

Pour illustrer le protocole décrit ci-dessus, nous présentons les résultats sur les effets pharmacologiques aigus du THC. Quatre groupes de souris (8 par groupe), un adolescent mâle, un homme adulte, une adolescente femelle et une femelle adulte, ont reçu trois doses de THC - 1, 5 et 10 mg / kg - avec un véhicule comme témoin. Ensuite, la catalepsie, l’activité locomotrice et la nociception ont été évaluées, en se concentrant sur la dose-dépendance des effets et les différences entre les sexes et les âges.

Tout d’abord, pour les effets cataleptiques aigus, le THC a produit une catalepsie dose-dépendante chez les souris mâles adolescentes et adultes (figure 4A et tableau 1). La durée de la réponse était dose-dépendante (P<0,0001, ANOVA à deux facteurs), 5 et 10 mg/kg produisant des effets statistiquement significatifs dans les deux groupes d’âge, par rapport aux témoins du véhicule dans chaque groupe (P < 0,0001 selon le test de comparaison multiple de Šídák). À la dose de 10 mg/kg, le THC a produit une catalepsie chez les souris femelles adolescentes et adultes (figure 4B et tableau 2), les femelles adultes montrant une réponse moins marquée que les femelles adolescentes (P < 0,0001 selon le test de comparaison multiple de Šídák). Les ensembles de données ont été analysés plus en détail pour déterminer si le sexe affectait la catalepsie induite par le THC. Une réponse sexuellement dimorphe modeste, mais significative, a été observée chez les adolescentes par rapport aux adolescents (P = 0,0204) (figure 4C et tableau 3). Un effet sexuel considérablement plus fort a été observé chez les femmes adultes, qui étaient significativement moins sensibles aux effets cataleptiques du THC que les souris adultes mâles (P < 0,0001) (figure 4D et tableau 4).

Deuxièmement, pour les effets locomoteurs aigus, le THC a réduit l’activité locomotrice chez les souris mâles (Figure 5A et Tableau 5). Cet effet dépendait à la fois de la dose de THC et de l’âge de l’animal (P < 0,0001 et P = 0,0042, respectivement), les souris adolescentes étant plus sensibles à l’effet du THC que les souris adultes. Des tests comparatifs multiples a posteriori ont indiqué qu’à une dose de 5 mg/kg de THC, les souris adolescentes se déplaçaient significativement moins que les souris adultes (P < 0,0001). Le THC a également réduit l’activité locomotrice chez les souris femelles (Figure 5B et Tableau 6). L’ANOVA à deux facteurs a montré des effets significatifs à la fois de la dose et de l’âge également chez les souris femelles (P < 0,0001 et P = 0,0103, respectivement) (figure 5B et tableau 6). Cependant, les tests de comparaison multiple a posteriori n’ont pas révélé de différences statistiquement significatives entre les souris femelles adolescentes et adultes à des doses de 0 ou 10 mg/kg de THC (figure 5B). Ces ensembles de données ont été analysés plus en détail pour déterminer si le sexe affectait l’hypo-locomotion induite par le THC. Aucun dimorphisme sexuel n’a été observé chez les souris adolescentes (figure 5C et tableau 7) ; cependant, les souris adultes présentaient un dimorphisme sexuel statistiquement significatif (P = 0,0046), les femelles adultes montrant des mouvements significativement plus élevés que les mâles adultes. Néanmoins, les tests de comparaison multiple a posteriori n’ont pas révélé de différences statistiquement significatives entre les sexes à des doses de 0 ou de 10 mg/kg de THC (figure 5D et tableau 8).

Troisièmement, pour les effets antinociceptifs aigus, le THC a réduit la nociception par immersion de la queue chez les souris mâles (adolescents, figure 6A et tableau 9 ; adultes, figure 6C et tableau 11). Chez les adolescents, le THC a produit des effets antinociceptifs significatifs à 5 et 10 mg/kg, testés à 60, 180 et 360 minutes après l’administration (P < 0,0001 par le test de comparaisons multiples de Šídák, par rapport à la latence de la queue des souris témoins du véhicule) (Figure 6A et Tableau 9). L’ANOVA à deux facteurs a confirmé les effets importants de la dose de THC sur la latence du coup de queue (P < 0,0001) et a montré une diminution des effets antinociceptifs en fonction du temps, en particulier à la dose la plus élevée (P = 0,0133) (figure 6A et tableau 9). Un effet dose-dépendant similaire du THC, mais pas l’effet du temps, a été observé chez des souris adolescentes femelles (P < 0,0001 et P = 0,9923, respectivement) (figure 6B et tableau 10). Chez les hommes adultes, le THC n’a produit des effets antinociceptifs significatifs qu’à la dose la plus élevée (10 mg/kg) et au point le plus précoce (60 minutes après l’administration) (P < 0,0001 selon le test de comparaison multiple de Šídák, par rapport aux témoins du véhicule) (figure 6C et tableau 11). L’ANOVA à deux facteurs a montré un effet significatif à la fois de la dose et du temps (dose, P < 0,0001 ; temps, P = 0,0007) (tableau 11). Chez les femelles adultes, un effet antinociceptif significatif n’a été observé qu’à la dose la plus élevée (10 mg/kg) et au point le plus précoce (60 minutes après l’administration) (P < 0,0012 selon l’essai de comparaison multiple de Šídák, par rapport aux témoins de véhicule) (figure 6D et tableau 12). En ce qui concerne les effets du sexe et de l’âge sur l’antinociception induite par le THC, l’ANOVA à deux facteurs a révélé que les effets du THC sur la latence du coup de queue étaient affectés à la fois par l’âge et le sexe (figures 6E, F, tableau 13 et tableau14). L’effet le plus fort a été observé chez les adolescents mâles 60 minutes après l’administration de THC, bien que les quatre groupes de souris aient montré une antinociception significative induite par le THC par rapport aux témoins de véhicule appropriés à ce moment-là (figure 6E). Il est intéressant de noter qu’un effet significatif du sexe a été observé chez les souris adolescentes, mais pas chez les souris adultes, 60 minutes après l’apparition du THC (adolescents, P = 0,0083 ; adultes, P = 0,9919 selon le test de comparaisons multiples de Šídák) (figure 6E et tableau 13). Au point temporel de 300 minutes suivant l’apparition du THC, des effets antinociceptifs significatifs n’ont été observés que chez les souris adolescentes, mâles et femelles, mais pas chez les souris adultes (figure 6F et tableau 14). L’ANOVA à trois facteurs a testé simultanément les trois variables, la dose, l’âge et le sexe, et a révélé des effets significatifs à la fois du temps et de la dose (P = 0,0007 et P < 0,0001, respectivement) et de l’interaction significative entre le temps et la dose (P = 0,0022) (tableau 15).

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Figure 1 : Structures chimiques des phytocannabinoïdes, du THC et du CBD, et des endocannabinoïdes, de l’anandamide et du 2-AG. Le delta-9-tétrahydrocannabinol (THC) est produit dans l’inflorescence de la plante de cannabis femelle et est responsable de ses effets psychotropes ; Le THC agit en se liant aux récepteurs CB1 et CB2 couplés aux protéines G dans le cerveau et d’autres tissus du corps. Le cannabidiol (CBD) est un cannabinoïde non psychotrope aux propriétés antiépileptiques et éventuellement antipsychotiques et anti-inflammatoires. Deux principaux activateurs endogènes des récepteurs CB, l’anandamide et le 2-arachidonoyl-sn-glycérol (2-AG), sont des messagers dérivés de lipides dans le cerveau et les tissus périphériques, produits à la demande, et sont impliqués dans divers processus de signalisation à courte portée tels que le réglage fin de la plasticité synaptique dans le SNC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Exemple d’un registre d’utilisation de substances contrôlées I. Toute consommation de THC doit être consignée dans un registre ad hoc de consommation de substances contrôlées I, qui est conservé dans le cartable de substances contrôlées stocké dans une armoire verrouillée ou un espace de bureau sécurisé. Ce formulaire doit inclure le nom et l’affiliation du chercheur principal qui doit être inscrit pour une licence de l’annexe 1, des informations sur le médicament inscrit à l’annexe et le lot exact, le numéro de protocole, la personne autorisée qui utilise le médicament avec la quantité et le solde pour chaque utilisation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Schéma montrant l’ordre des expériences de tests comportementaux. L’ordre des procédures était le suivant : locomotion (30 min après le THC), catalepsie (45 min après le THC) et immersion de la queue (60, 180 et 300 min après le THC). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Catalepsie aiguë induite par le THC chez la souris. Le THC produit une catalepsie chez les souris adolescentes et adultes (A) mâles et (B) femelles. La réponse a été évaluée à l’aide du test de la barre après l’injection de THC à la dose indiquée. Le même ensemble de données a été analysé pour les effets du sexe sur la catalepsie induite par le THC chez (C) des souris adolescentes et (D) des souris adultes mâles et femelles. La signification a été déterminée ±à l’aide d’une ANOVA à deux facteurs suivie du test de comparaisons multiples de Šídák. Les différences étaient considérées comme significatives si P < 0,05. P < 0,0001 par rapport au témoin du véhicule, ##P < 0,01 et ####P < 0,0001 par rapport au groupe adolescent 10 mg/kg dans le panneau B ou au groupe masculin 10 mg/kg dans les panneaux C et D. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Hypo-locomotion aiguë induite par le THC chez la souris. Le THC réduit l’activité locomotrice spontanée chez les souris adolescentes et adultes (A) mâles et (B) femelles. La réponse a été évaluée à l’aide d’un test en plein champ après l’injection intraveineuse de THC à la dose indiquée. Le même ensemble de données a été analysé pour les effets du sexe sur l’hypolocomotion induite par le THC chez (C) des souris adolescentes et (D) des souris mâles et femelles adultes. La signification a été déterminée ±à l’aide d’une ANOVA à deux facteurs suivie du test de comparaisons multiples de Šídák. Les différences étaient considérées comme significatives si P < 0,05. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001 et ****P < 0,0001 par rapport au contrôle du véhicule, et ####P < 0,0001 par rapport au groupe adolescent 5 mg/kg dans le panneau A. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Analgésie aiguë induite par le THC chez la souris. Les effets antinociceptifs aigus du THC ont été mesurés à l’aide du test d’immersion de la queue chez (A) un adolescent mâle, (B) une adolescente femelle, (C) un mâle adulte et (D) une souris femelle adulte 60, 180 ou 300 minutes après l’injection intraveineuse de THC à la dose indiquée. Le même ensemble de données a été analysé pour les effets de l’âge et du sexe sur l’antinociception induite par le THC après (E) 60 min ou (F) 300 min de l’administration de THC. La signification a été déterminée ±à l’aide d’une ANOVA à deux facteurs suivie du test de comparaisons multiples de Šídák. Les différences étaient considérées comme significatives si P < 0,05. *P < 0,05, ***P < 0,001 et ****P < 0,0001 par rapport au contrôle du véhicule, et ##P < 0,01 entre le groupe de 10 mg/kg d’adolescent mâle et de femelle adolescente, et @P < 0,05 et @@P < 0,01 par rapport au groupe de 10 mg/kg d’homme adulte et de femme adulte, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC dans la production de catalepsie chez les souris mâles adolescentes et adultes (en relation avec la figure 4A) (n = 7-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC dans la production de catalepsie chez les souris femelles adolescentes et adultes (en lien avec la figure 4B) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 3 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC dans la production de catalepsie chez les souris adolescentes mâles et femelles (en relation avec la figure 4C) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 4 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC dans la production de catalepsie chez les souris adultes mâles et femelles (en lien avec la figure 4D) (n = 7-10 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 5 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC sur la locomotion chez les souris mâles adolescentes et adultes (en lien avec la figure 5A) (n = 7-9 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 6 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC sur la locomotion chez les souris femelles adolescentes et adultes (en lien avec la figure 5B) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 7 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC sur la locomotion chez les souris adolescentes mâles et femelles (en lien avec la figure 5C) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 8 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets aigus du THC sur la locomotion chez les souris mâles et femelles adultes (en lien avec la figure 5D) (n = 7-9 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 9 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets analgésiques aigus du THC chez les souris mâles adolescentes (en lien avec la figure 6A) (n = 7-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 10 : Analyse ANOVA bidirectionnelle des effets analgésiques aigus du THC chez les souris femelles adolescentes (en lien avec la figure 6B) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 11 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets analgésiques aigus du THC chez les souris mâles adultes (en lien avec la figure 6C) (n = 6-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 12 : Analyse de l’ANOVA bidirectionnelle sur les effets analgésiques aigus du THC chez les souris femelles adultes (en lien avec la figure 6D) (n = 7-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 13 : Analyse ANOVA bidirectionnelle des effets analgésiques aigus du THC chez des souris adolescentes et adultes, mâles et femelles, testée après 60 min après l’injection de 10 mg/kg de THC (en relation avec la figure 6E) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 14 : Analyse ANOVA bidirectionnelle des effets analgésiques aigus du THC chez des souris adolescentes et adultes, mâles et femelles, testée après 300 min à partir de l’injection de 10 mg/kg de THC (en relation avec la figure 6F) (n = 5-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 15 : Analyse ANOVA à trois facteurs sur les effets analgésiques aigus du THC chez des souris adolescentes et adultes, mâles et femelles, testée après 60, 180 et 300 minutes après l’injection de 10 mg/kg de THC (en relation avec les figures 6E et 6F) (n = 7-8 par groupe). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Cet article donne un aperçu des procédures d’obtention et de stockage du THC conformément à la réglementation américaine en vigueur et décrit un protocole pour préparer le THC en vue d’une injection intrapéritonéale et l’administrer à des souris adolescentes (JPN 30-35) et jeunes adultes (JPN 70-75). Il est essentiel d’obtenir du THC d’une source légitime et de se conformer à toutes les réglementations applicables. Aux États-Unis, les chercheurs doivent satisfaire aux exigences réglementaires fédérales et étatiques, même dans les États où le cannabis est légal pour un usage médical et non médical. L’utilisation d’une source certifiée garantit l’accès à du THC de qualité recherche, qui est fabriqué sous un contrôle strict garantissant une puissance et une pureté constantes. En revanche, l’utilisation d’une source non réglementée ou non autorisée compromet l’intégrité scientifique, introduit un risque de détournement et expose les chercheurs à des conséquences juridiques.

Nous avons examiné trois réponses pharmacologiques standard au THC : la catalepsie, la réduction de la locomotion et l’analgésie. Nous avons reproduit de nombreuses données de la littérature (voir, par exemple, les références27, 28, 29) montrant que le THC affecte ces réponses de manière dose-dépendante. Ces tests sont utilisés dans la recherche préclinique pour évaluer les propriétés pharmacologiques des agonistes des récepteurs cannabinoïdes, bien que leur pertinence par rapport à l’expérience humaine puisse varier. La catalepsie fait référence à un état dans lequel le sujet éprouve une capacité réduite à bouger ou à s’engager dans des fonctions motrices normales. Cela se manifeste par une immobilisation ou une rigidité physique, le sujet tenant des postures inhabituelles. La locomotion réduite (ou hypo-locomotion) fait référence à une diminution du niveau global d’activité motrice horizontale, qui se manifeste par un mouvement ralenti ou moins fréquent. Cela peut être dû à une sédation, à une déficience motrice ou simplement à un manque de motivation pour bouger. Dans les études animales, on observe souvent cela comme une réduction du comportement exploratoire ou des niveaux d’activité généraux dans un nouvel environnement. Le troisième test, l’antinociception, fait référence à la capacité du THC à augmenter la latence de retrait de la queue dans un test d’immersion de la queue. Dans les modèles animaux, où l’évaluation de la composante subjective de l’analgésie nécessite des tests spécialisés, l’antinociception par immersion de queue fournit une vue utile, bien que limitée, de la façon dont les médicaments affectent la fonction nociceptive.

Les résultats présentés ici montrent que le THC induit la catalepsie indépendamment du sexe et de l’âge, en particulier aux doses de 5 mg/kg et 10 mg/kg. Un effet spécifique à l’âge et au sexe a été observé chez les souris femelles adultes, qui présentaient une production significativement émoussée de catalepsie par rapport aux souris femelles mâles ou adolescentes. L’hypolocomotion induite par le THC dans un nouvel environnement était plus forte chez les souris adolescentes que chez les souris adultes, quel que soit le sexe. Cette différence liée à l’âge se distinguait des effets hypolocomoteurs sélectifs du THC chez les adultes dans leur cage familiale, un environnement familier30. En ce qui concerne les actions antinociceptives aiguës du THC, des effets statistiquement significatifs ont été observés à des doses de 5 mg/kg et de 10 mg/kg chez des souris mâles adolescentes, mais chez des souris mâles adultes, seule la dose de 10 mg/kg était efficace. Parmi les trois points temporels testés ici, les effets antinociceptifs du THC étaient les plus élevés 60 minutes après l’apparition du THC et se sont détériorés par la suite. Les adolescents de sexe masculin étaient les plus sensibles aux effets antinociceptifs du THC parmi les quatre groupes d’âge-sexe, et une différence significative entre les sexes a été observée dans les groupes de souris adolescentes après 60 minutes après l’injection de 10 mg/kg de THC. Après 300 minutes d’administration de THC, un effet clair de l’âge a été constaté dans lequel des effets antinociceptifs significatifs ont été observés chez les adolescents mais pas chez les souris adultes, quel que soit le sexe. En général, les souris adolescentes présentaient une sensibilité accrue au THC par rapport aux adultes, en particulier dans les mesures de la locomotion et de la nociception. Dans l’ensemble, ces résultats indiquent que l’adolescence est une période sensible aux effets pharmacologiques aigus du THC, bien que cela puissedépendre du test. Les résultats ici identifient également l’impact de l’âge et du sexe sur les effets du THC, ce qui suggère que les femmes adultes sont les moins sensibles au THC.

L’exposition au THC pendant l’adolescence – surtout lorsqu’elle est fréquente et à fortes doses – peut perturber le fonctionnement du système endocannabinoïde dans tout le corps, y comprisle cerveau. Cette perturbation peut avoir des effets durables sur la santé mentale et physique 32,33,34. Les études épidémiologiques menées au cours des trois dernières décennies ont constamment montré des associations entre la consommation de cannabis à l’adolescence et les déficiences à long terme de la cognition, de l’humeur et du fonctionnement psychosocial, ces effets pouvant se prolonger jusqu’à l’âge adulte, même après l’arrêt de la consommation 32,33,34,35,36. De plus, des altérations à long terme du poids corporel, du métabolisme et de la fonction immunitaire ont été signalées. Bien que ces associations soient bien documentées, il est essentiel d’établir un lien de causalité entre la consommation de cannabis et ses effets potentiels sur la santé. Diverses méthodes, y compris l’analyse des jumeaux discordants, la randomisation mendélienne et les interventions quasi expérimentales, peuvent être utilisées pour évaluer la causalité dans les populations humaines. Cependant, les expériences sur les animaux de laboratoire jouent également un rôle essentiel dans l’élucidation de la causalité37. Les résultats de notre laboratoire, financé par le National Institute on Drug Abuse, utilisant un modèle de rongeur d’exposition modérée mais fréquente au THC pendant l’adolescence, soutiennent l’hypothèse selon laquelle l’adolescence est une période vulnérable à l’exposition au THC 17,18,25,38,39,40. Même des doses modérées du médicament au cours de cette fenêtre de développement critique peuvent avoir des effets durables sur divers composants du système endocannabinoïde adulte. Ces effets sont liés à des changements neurocomportementaux, ainsi qu’à des altérations des réponses immunitaires et de la capacité à faire face au stress psychosocial. Nos recherches antérieures ont également révélé des altérations inattendues de la fonction du tissu adipeux, fournissant une explication moléculaire potentielle des changements métaboliques à long terme observés chez les consommateurs réguliers de cannabis18. En activant de manière inappropriée les récepteurs CB1 dans le cerveau pendant d’importantes périodes de développement neurologique telles que l’adolescence, le THC peut perturber l’équilibre nécessaire à la maturation du cerveau, entraînant des changements structurels et fonctionnels qui peuvent persister à l’âge adulte.

Chez l’homme, fumer et vapoter sont les méthodes de consommation de cannabis les plus courantes dans tous les groupes d’âge. Notre protocole actuel décrit l’administration du THC par voie intrapéritonéale (i.p.), ce qui est pratique, reproductible et produit des réponses pharmacocinétiques et pharmacodynamiques chez les rongeurs qui, à plusieurs égards, ressemblent à celles observées chez les consommateurs de cannabis humain. Par exemple, il a été démontré qu’une dose i.p. de 5 mg/kg de THC chez des souris mâles adolescentes et adultes produisait des concentrations sanguines maximales comparables à celles signalées chez les utilisateurs humains adultes. L’administration de THC par aérosol (familièrement appelé « vapeur ») est à l’étude en complément de l’injection i.p. Cette approche est basée sur la prémisse que l’inhalation passive de THC en aérosol, comme le tabagisme ou le vapotage, entraîne une absorption pulmonaire, ce qui entraîne une apparition plus rapide des effets, une réduction du métabolisme hépatique de premier passage et des résultats psychoactifs potentiellement distincts par rapport à l’administration parentérale. Notamment, des études antérieures ont démontré que les rats s’auto-administrent des extraits de cannabis en aérosol ou des mélanges THC/cannabidiol dans des paradigmes comportementaux opérants, soulignant le potentiel de cette méthode pour étudier les propriétés de renforcement du THC.

En conclusion, ce protocole s’appuie sur des méthodes établies pour évaluer les comportements tétrades induits par les cannabinoïdes41,42, qui dépendent de l’activation des récepteurs neuronaux CB1 43, en proposant plusieurs mises à jour et améliorations clés. Tout d’abord, nous décrivons les procédures qui s’alignent sur les réglementations actuelles de la DEA et des institutions pour l’obtention, la manipulation et l’administration des considérations critiques pour le THC pour toute personne n’ayant aucune expérience pratique. Deuxièmement, nous appliquons le paradigme de la tétrade à des souris adolescentes (JPN 30-35) et jeunes adultes (JPN 70-75), deux stades de développement qui sont très pertinents pour l’exposition au cannabis adulte en début de vie et émergente, mais qui restent sous-représentés dans la recherche préclinique. Les résultats de cette étude récapitulent les effets dose-dépendants connus du THC sur la catalepsie, la locomotion et l’analgésie, tout en révélant une sensibilité accrue au THC chez les souris adolescentes, en particulier dans les domaines nociceptif et locomoteur. Cette connaissance spécifique à l’âge et l’alignement réglementaire rendent ce protocole particulièrement précieux pour les nouveaux venus dans la recherche sur les cannabinoïdes et pour les chercheurs qui étudient l’impact des cannabinoïdes sur le développement.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne signalent aucun intérêt financier biomédical ni conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les National Institutes on Drug Abuse (subvention n° 2P50DA044118 [à DP]).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringues de 1 mL de tuberculoseBD309659200/caisse ; Stérile, à usage unique.
Fioles en verre de 8 mLFisher Scientific  ;W224584144/caisse, utilisé pour préparer la solution d’injection de THC.
Logiciel ANY-mazeN’IMPORTE QUEL LABYRINTHE6000Utilisé pour enregistrer des vidéos de tests comportementaux et quantifier des éléments des tests pour l’analyse des données.
Souris C57BL/6JLaboratoires Jackson#000664Souris de type sauvage utilisées pour toutes les expériences ; Peut spécifier l’âge exact et le sexe souhaité.
Boussole Balance CXOhausCR221Utilisé pour peser les souris afin de déterminer la quantité de THC à injecter ; 220 g maximum, d = 0,1 g.
Plaque chauffante Corning PyroceramFisher Scientific11500151Utilisé pour chauffer le bain-marie pour le test Tail Flick.
Delta-9-tétrahydrocannabinolCayman Chemical  ;12068Stocké dans le coffre-fort verrouillé en toute sécurité pour les médicaments de l’annexe 1 dans un -30 º ; C.
Fisherbrand Gants en nitrileFisher Scientific19-181-610100/paquet ; Gants à usage unique, sans latex, utilisés pour un équipement de protection individuelle approprié.
GraphPad Prism v10.4Pavé graphiquen/aLogiciel d’analyse statistique utilisé pour analyser des données expérimentales et exécuter des tests statistiques.
Bécher robusteFisher ScientificRéf. S81280Utilisé pour retenir de l’eau chaude pour le test Tail Flick.
Azote gazeux de haute puretéGaz à airUN1066  ; Utilisé pour évaporer l’éthanol à partir d’une solution mère de THC.
Caméra Web Logitech C920Logitech960-001055Utilisé pour enregistrer les tests comportementaux sur les animaux ; Carl Zeiss 1080p/30 fps HD USB.
Ouvrir la boîte de champStoelting Co60101Boîte avec côtés opaques pour effectuer des tests sur le terrain ouvert ; Côtés facilement amovibles pour le nettoyage.
Coussinets d’entraînement pour animaux de compagnieHeureuxB088G1N2H885/paquet ; 22 po. &aigu ; 22 po ; utilisé pour envelopper et tenir les souris pour le test Tail Flick.
Aiguilles PrecisionGlideBD305109100/caisse ; 0,4 mm et aigu ; 13 millimètres ; Stérile, à usage unique.
SalinFisher Scientific (Cytiva)Réf. Z1377Bouteilles de 1 L, qualité stérile USP.
SCOE 1xBioFOGR-SKSolution de nettoyage utilisée pour nettoyer les matériaux de test comportemental.
Préadolescent-80Sigma AldrichRéf. P8074-500MLBioXtra, liquide visqueux ; CAS # 9005-65-6.
Bain-marie à ultrasonsFisher Scientific (Branson)CPX2800Contrôle de la température ; Nettoyeur à ultrasons numérique.
Mélangeur VortexFisher Scientific2215365Utilisé pour mélanger le contenu de la solution d’injection de THC pendant sa préparation.

Références

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