Article de méthode

Technique mini-invasive à double noeud vivant pour la modélisation des lésions d’ischémie-reperfusion myocardique chez le rat

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DOI :

10.3791/68430

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25 juillet 2025

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1Shaanxi Key Laboratory of Chinese Medicine Fundamentals and New Drugs Research, School of Pharmacy, Shaanxi University of Chinese Medicine, 2People's Hospital of Ningxia Hui Autonomous Region, Ningxia Medical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous proposons un schéma pour induire une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique par ligature de bobine à double nœud actif ciblée sur l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD), qui peut être libérée in vitro pour une reperfusion à la demande sans thoracotomie secondaire et qui est peu invasive.

Résumé

Le modèle de lésion d’ischémie-reperfusion myocardique (IM/RI) est d’une grande importance pour explorer les mécanismes physiopathologiques de l’infarctus du myocarde et faciliter le développement de médicaments pertinents. Cependant, parmi les méthodes de modélisation couramment utilisées, la méthode traditionnelle de ligature des artères coronaires assistée par tube de polyéthylène présente des inconvénients importants. Il faut rouvrir la poitrine pour défaire la ligature, ce qui prend non seulement du temps, mais cause également des dommages importants aux animaux de laboratoire et peut facilement entraîner leur mort. L’objectif de cette étude est d’introduire une méthode améliorée de préparation des modèles. Dans cette méthode, l’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL) est ligaturée à l’aide d’une double bobine de noeud vivant, et le noeud vivant peut être ouvert in vitro pour obtenir une reperfusion, évitant ainsi une deuxième procédure invasive. Des méthodes d’évaluation telles que la surveillance par électrocardiogramme (ECG), la détermination par échocardiographie en mode M (EM), le bleu d’Evans et la coloration au chlorure de 2,3,5-triphényte-trazolium (EB-TTC) ont montré que cette méthode pouvait induire un IM/RI stable. Ce schéma de modèle MI/RI amélioré se caractérise par sa simplicité et sa rapidité, et le taux de réussite de la modélisation est très satisfaisant. Dans l’ensemble, il offre des conseils pratiques et précieux aux chercheurs engagés dans le domaine de la recherche sur l’IM/IR.

Introduction

Selon l’Organisation mondiale de la santé, les maladies coronariennes occupent une place importante dans le fardeau mondial des maladies cardiovasculaires, caractérisées par une incidence élevée, une mortalité élevée et un taux élevé de complications. De plus, la maladie montre une tendance de plus en plus jeune. Les statistiques de certains pays développés indiquent que l’incidence des maladies coronariennes dans le groupe d’âge des 35 à 40 ans a augmenté d’environ 15 à 20 % au cours de la dernière décennie. Les méthodes de reperfusion telles que la thrombolyse médicamenteuse, la thérapie interventionnelle et le pontage aorto-coronarien sont sûres, efficaces et largement utilisées. Cependant, le rétablissement brutal du flux sanguin exacerbe fréquemment les dommages structurels et fonctionnels du myocarde ischémique, donnant lieu à une cascade de résultats indésirables. Il s’agit notamment de l’apoptose et de la nécrose des cardiomyocytes, des arythmies et un dysfonctionnement systolique, aboutissant finalement à une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique (IM/RI)1,2. L’incidence des lésions de l’IM/IR est aussi élevée que 25 % à 30 %, et son mécanisme n’a pas été entièrement élucidé3. Par conséquent, l’exploration de stratégies de prévention et de traitement efficaces est devenue un enjeu majeur qui doit être abordé dans le domaine cardiovasculaire.

Les modèles animaux sont d’une importance capitale dans la recherche sur les maladies cardiovasculaires. Ils constituent des outils indispensables pour élucider les mécanismes pathologiques de l’IM/IR et pour développer de nouvelles stratégies thérapeutiques4. La fiabilité et la stabilité du modèle animal de lésion d’ischémie-reperfusion myocardique affectent directement la traduction et l’application réussies des stratégies de traitement dans la pratique clinique. L’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL) est un vaisseau commun affecté par l’ischémie myocardique5. Le modèle IM/IR construit par ligature du DAL est très similaire à la pathogenèse et au processus pathologique des lésions d’ischémie-reperfusion myocardique humaine6. Parmi ces modèles, la méthode traditionnelle de ligature des artères coronaires assistée par tube de polyéthylène a été largement utilisée dans des études antérieures. Son utilisation généralisée peut être attribuée à des avantages tels qu’une répartition uniforme de la force de ligature et un certain degré de protection de l’endothélium vasculaire7. Cependant, malgré ses nombreux avantages, les détails opérationnels restent au centre du débat parmi de nombreux chercheurs.

Pour la méthode traditionnelle de ligature des artères coronaires assistée par tube de polyéthylène, la poitrine doit être rouverte pour détacher la ligature pendant la reperfusion. Actuellement, il existe deux méthodes opératoires principales : la méthode classique de ligature thoracotomique et la méthode de ligature mini-invasive modifiée. La méthode classique de ligature thoracotomique nécessite une incision à grande échelle de la poitrine pour exposer complètement le cœur pour la ligature6. La méthode de ligature mini-invasive modifiée utilise des instruments spéciaux pour compléter la ligature par une incision plus petite8. Au stade de la reperfusion, la méthode classique de ligature de la thoracotomie nécessite de rouvrir la poitrine pour défaire la ligature, ce qui prend non seulement du temps, mais provoque également de graves traumatismes chez les animaux de laboratoire et est susceptible d’entraîner leur mort. De plus, la thoracotomie répétée peut déclencher des complications telles qu’une infection, interférant avec la précision des résultats expérimentaux 7,9. De plus, comme le degré de chaque opération de thoracotomie est difficile à être complètement cohérent, cela augmentera la variabilité des données expérimentales. En ce qui concerne l’application de la méthode de ligature mini-invasive modifiée, malgré sa plus petite incision, la procédure pose des défis techniques importants. Cela exige que les expérimentateurs possèdent des compétences techniques très avancées et s’appuient sur des instruments de précision haut de gamme, tels qu’un stéréomicroscope. Lorsqu’il est tenté dans un espace clos sans l’aide de tels instruments, il existe un risque accru d’endommager par inadvertance les tissus environnants. Ceci, à son tour, peut miner la stabilité et la fiabilité des résultats expérimentaux.

Par conséquent, il est urgent d’adopter une approche améliorée du modèle et de la préparation pour relever ces défis. Cette étude présente une méthode améliorée de modélisation de l’IM/RI. La méthode consiste à utiliser une double bobine de noeud vivant pour ligaturer le DAL et permet la libération in vitro du noeud vivant pour obtenir une reperfusion, évitant ainsi la nécessité d’une deuxième thoracotomie. Caractérisée par sa simplicité d’utilisation et sa facilité de maîtrise, cette méthode peut induire de manière constante des lésions d’ischémie-reperfusion myocardique, offrant une référence et une inspiration précieuses aux chercheurs dans le domaine de l’IM/IR.

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Protocole

Le protocole expérimental a été réalisé conformément aux directives du Comité d’utilisation des animaux de laboratoire et du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université ShaanXi de médecine traditionnelle chinoise (numéro d’enregistrement : SUCML20240820006). Toutes les données de la recherche animale ont été documentées conformément aux directives ARRIVE (Animal Research : Reporting In Vivo Experiments). Des rats Sprague Dawley (SD) mâles pesant 250 g ± 20 g et âgés de 6 à 8 semaines ont été utilisés pour cette étude. Les détails concernant les animaux, les réactifs et l’équipement utilisés sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation préopératoire

  1. 1.1.Effectuer le jeûne : Soumettre les rats à une période de jeûne de 8 heures avec libre accès à l’eau
  2. Calibrer et peser : Mesurez avec précision le poids corporel à l’aide d’une balance électronique (précision de 0,1 g) pour calculer la dose d’anesthésique.
  3. Induire l’anesthésie : Administrer une solution d’uréthane à 20 % par injection intrapéritonéale à une dose de 0,4 mL par 100 g de poids corporel à l’aide d’une seringue stérile de 2,5 mL ; Injecter 1 cm latéralement à la ligne médiane ventrale.
  4. Confirmer l’anesthésie : Clamper la patte arrière avec une pince stérile ; L’absence de réflexe de retrait d’un membre confirme une anesthésie profonde.

2. Surveillance de l’électrocardiogramme (ECG) (Figure 1, étape 1)

  1. Immobilisez le rat en position couchée : Fixez le torse et les membres dans une « posture des membres étendus » à l’aide de ruban adhésif médical sur la table d’opération.
  2. Connecter les électrodes : Insérez par voie sous-cutanée les aiguilles d’électrodes stérilisées dans l’ordre suivant : le membre antérieur droit (connecté à l’électrode blanche), le membre postérieur droit (connecté à l’électrode noire) et le membre postérieur gauche (connecté à l’électrode rouge). Ensuite, fixez ces électrodes à un moniteur ECG Lead II. Assurez-vous qu’une base de référence stable est établie et que les complexes QRS sont clairement visibles sur le moniteur.
    REMARQUE : Maintenez une surveillance ECG continue tout au long de la procédure. Évaluez la profondeur de l’anesthésie et l’état du rat en temps réel via les anomalies de forme d’onde.

3. Épilation et désinfection du site opératoire (figure 1, étape 2)

  1. Épilation mécanique : À l’aide d’une tondeuse électrique, vous enlevez la fourrure du cou et du thorax gauche (longueur résiduelle ≤0,5 mm).
    REMARQUE : Tenez la lame à un angle de 30° et déplacez-vous dans le sens inverse de la croissance des poils.
  2. Épilation chimique : Appliquer la crème dépilatoire uniformément sur la peau exposée pendant 2 min. Retirer abondamment à l’aide d’un grattoir stérile, puis procéder à un rinçage pulsé à l’aide d’une seringue de 2,5 mL contenant une solution saline à 37 °C. Répétez l’opération 3 fois jusqu’à ce qu’il ne reste plus de résidus.
  3. Désinfection graduée : Désinfectez la peau trois fois en cercles concentriques (de l’intérieur vers l’extérieur) avec un mélange d’éthanol et d’iodophore à 75 % (1:1) à l’aide de boules de coton stériles.

4. Configuration des paramètres du ventilateur

  1. Vérification de l’équipement préopératoire : Connectez le circuit du ventilateur à l’adaptateur de tube trachéal en forme de Y.
  2. Ajustez les paramètres ( Figure 1, étape 3) : Réglez les paramètres spécifiques à l’espèce : volume courant 3,0 ml, fréquence respiratoire 80 respirations/min et rapport inspiratoire-expiratoire (I :E) 2:1.
  3. Vérifier la perméabilité du circuit : Activez le ventilateur et plongez l’extrémité du circuit dans une solution saline. Observez la formation rythmique des bulles. En cas d’absence, vérifiez systématiquement l’absence de fuites et dépannez.

5. Intubation trachéale

  1. Positionnement de l’incision : Drapez le champ opératoire avec un chiffon stérile. Soulevez la peau du cartilage sous-thyroïdien à l’aide d’une pince tranchante et faites une incision longitudinale de 2,5 cm le long de la trachée à l’aide de ciseaux droits.
  2. Dissection couche par couche : Rétracter la peau à l’aide d’une pince stérile (main gauche) et effectuer une dissection progressive superficielle à l’aide de microciseaux (main droite).
    REMARQUE : Limitez la première couche à l’épiderme et au derme ; Éviter d’endommager la couche musculaire.
  3. Exposition trachéale (Figure 1, étape 4) : Utilisez une pince hémostatique pour la dissection contondante du platysma et des muscles de la sangle pour exposer 4 à 5 cartilages trachéaux. Mobilisez la trachée à l’aide d’une pince et placez un tube de silicone en dessous pour la stabilisation.
    REMARQUE : L’artère carotide et le nerf vague peuvent être vus des deux côtés de la trachée, évitez donc d’endommager ces structures pendant l’opération.
  4. Intubation trachéale ( figure 1, étape 5) : Créez une incision transversale en forme de Ω (environ 1/3 de circonférence) entre les 3e et 4e anneaux de cartilage trachéal à l’aide de microciseaux. Insérez rapidement une sonde endotrachéale en silicone de 14 G, en alignant le marqueur de profondeur avec le bord de l’incision.
    REMARQUE : Après l’intubation, synchronisez le mouvement thoracique avec le rythme du ventilateur. Surveillez la pression des voies respiratoires et la fréquence respiratoire pour détecter des anomalies. Ajustez les paramètres du ventilateur ou vérifiez la perméabilité du tube en cas d’écarts.

6. Préparation de l’incision intercostale

  1. Marquez le site de l’incision : Utilisez un marqueur chirurgical stérile pour délimiter le bord sternal gauche au niveau de l’espace intercostal 3e-4e (identifié en palpant le point d’impulsion apicale maximale). Tracez une ligne longitudinale de 3,0 cm.
  2. Dissection couche par couche : Élevez la peau à l’aide d’une pince stérile et incisez le long de la ligne marquée à l’aide de ciseaux stériles. Insérez la pince hémostatique par voie sous-cutanée à un angle de 30° et effectuez une dissection contondante parallèlement à l’espace intercostal pour séparer la couche musculaire.
  3. Transect des côtes : Transectez les 3e et 4e côtes et les muscles intercostaux à l’aide de microciseaux. Remarque : En cas d’hémorragie de l’artère intercostale, appliquer immédiatement un coton-tige stérile avec une pression ferme pendant 60 s pour obtenir une hémostase10.

7. Localisation et ligature de l’artère descendante antérieure gauche (LAD)

  1. Confirmez le site de ligature (Figure 1, étape 6) : Élargissez l’espace intercostal à 4 cm à l’aide d’un écarteur sternal pour exposer le cœur. Disséquez doucement le péricarde (identifiez le tissu thymique comme la structure blanche au-dessus du cœur). Situez le DAL de 2 mm en dessous du point médian du « V » formé par le cône pulmonaire (protrusion conique auriculaire droite) et le pavillon gauche (structure valvulaire triangulaire).
  2. Étalonnage de l’aiguille (Figure 1, étape 7-1) : Clampez une suture en polypropylène 6-0 (avec aiguille) à l’aide d’une micro-pince. Entrez dans le myocarde à 1 mm latéralement de la jonction LAD mi-distale à un angle de 15° par rapport à la surface myocardique (profondeur : 1 mm ; largeur : 2 mm), en avançant de droite à gauche.
  3. Technique du double nœud coulant (figure 1, étapes 7-1 à 7-5) : Après que le fil de ligature a été passé dans le myocarde, roulez une extrémité du fil de ligature avec la pointe de l’aiguille dans une bobine avec une pince microscopique, enfilez l’autre extrémité dans la bobine et tirez-la doucement pour resserrer la fixation. Nouez à nouveau l’autre extrémité du fil de ligature en répétant l’opération ci-dessus pour former une structure à double nœud, et en vous assurant que les deux extrémités du fil de ligature sont laissées parallèles l’une à l’autre à l’extérieur de la cavité thoracique.
    REMARQUE : Au cours du processus de serrage, des micropinces à épiler ont été utilisées pour resserrer progressivement avec une force douce et régulière, tandis que des changements de couleur du myocarde ont été observés pour déterminer le degré d’ischémie, afin d’éviter un effort excessif conduisant à la rupture du vaisseau ou à une ligature incertaine. L’établissement réussi du modèle a été confirmé par l’observation de la pâleur ischémique de la paroi antérieure/région apicale du ventricule gauche et de l’élévation soutenue du segment ST ≥ 0,2 mV sur l’électrocardiogramme, et la minuterie ischémique de 30 minutes a été démarrée immédiatement après la confirmation de la ligature réussie.

8. Restauration des sutures et de la pression négative thoracique

  1. Fermeture des côtes : Retirez l’écarteur sternal. Fermez les muscles intercostaux autour des côtes 3-4 à l’aide d’une suture résorbable 4-0 selon un schéma de verrouillage continu (intervalles de points de 2 mm).
    REMARQUE : Évitez tout contact entre la suture de ligature et les sutures de fermeture pour éviter toute interférence avec la reperfusion.
  2. Fermeture de la couche musculaire et évacuation de l’air : Approchez les muscles pectoraux superficiels majeurs et mineurs avec une suture 4-0. Avant le serrage final, insérez une seringue sans aiguille de 2,5 ml dans le dernier trou de couture pour aspirer l’air intrathoracique pendant qu’un assistant fixe la suture.
    REMARQUE : Surveillez le mouvement thoracique pour la respiration spontanée (comme indiqué par le rythme asynchrone par rapport au ventilateur).
  3. Fermeture et désinfection de la peau : Suturez la peau en continu avec une suture 4-0. Désinfectez trois fois en suivant les directives du protocole 3.3.

9. Débrayage du ventilateur

  1. Extubation : Retirez lentement la sonde endotrachéale tout en observant la respiration spontanée.
  2. Fermeture trachéale et musculaire : Suture du cartilage trachéal anneaux longitudinalement à l’aide d’une suture 4-0 pour assurer une étanchéité à l’air. Approximation des muscles du cou.
  3. Fermeture et désinfection de la peau (Figure 1, étape 8) : Fermez la peau du cou avec une suture 4-0. Désinfectez à l’aide d’écouvillons stériles imbibés d’éthanol et de povidone iodé. Retirez les rideaux et transférez le rat dans un coussin chauffant à 38 °C pour la reperfusion.
    REMARQUE : Si la respiration spontanée échoue, réinsérez la sonde endotrachéale et répétez les étapes 8.1 à 8.3 avant de retenter l’extubation.

10. Ischemie-reperfusion

  1. Desserrez la ligature (Figure 1, étape 9) : Après 30 min d’ischémie, défaites le premier nœud en tirant horizontalement sur le fil de ligature à une extrémité de l’aiguille de cerclage, puis défaites le deuxième nœud en tirant sur le fil de ligature à l’autre extrémité, puis tirez horizontalement d’un côté à l’autre pour vous assurer qu’il n’y a pas de résistance prouvant que le double nœud a été défait avec succès.
    REMARQUE : Si une double teinture EB-TTC est requise, la ligne de ligature ne peut pas être retirée.
  2. Validation de la reperfusion : Confirmer la résolution du segment ST sur l’ECG comme preuve de réussite de la reperfusion12.

11. Détermination de l’échocardiographie en mode M (EM) 10

  1. Préparation pré-procédure : À 2 h après la reperfusion, évaluer la profondeur de l’anesthésie et compléter si nécessaire. Immobilisez le rat en décubitus dorsal et appliquez 2 mm de gel à ultrasons à 37 °C sur la région précordiale.
  2. Acquisition des données : Mise sous tension de l’échographe. Sélectionnez le protocole prédéfini, réglez la sonde MX250 sur 18 MHz et enregistrez des images en mode M du mouvement ventriculaire gauche. Enregistrez les images de manière appropriée.
  3. Analyse des données : calculez la fraction d’éjection ventriculaire gauche (FEVG), le raccourcissement fractionnel (LVFS), le diamètre systolique final (LVIDs), le diamètre diastolique final (LVIDd) et le volume systolique (SV) à l’aide d’un logiciel intégré au système.
    REMARQUE : Capturez des données à partir de ≥3 cycles cardiaques consécutifs ; Indiquez les valeurs moyennes pour une rigueur statistique.

12. Coloration au bleu d’Evans et au chlorure de 2,3,5-triphényte-trazolium (EB-TTC)

  1. Réintubation : Retirez séquentiellement les sutures de la peau du cou, des muscles et de la trachée. Insérez un tube endotrachéal et connectez-le au ventilateur pour maintenir la respiration.
  2. Re-thoracotomie : Retirez les sutures de la peau du thorax, des muscles et des côtes. Utilisez un écarteur thoracique pour élargir l’espace intercostal et exposer complètement le cœur.
  3. Religaguer l’artère LAD : Re-ligaturer l’artère LAD ; confirmer la réussite de la ligature en observant la pâleur apicale et l’élévation persistante du segment ST à l’ECG.
  4. Injecter EB : À l’aide d’une seringue à insuline de 0,5 ml, aspirer 0,3 mL de solution Evans Blue à 1,5 %. Ensuite, disséquez rapidement l’arc aortique, insérez l’aiguille de la seringue dans l’aorte et fixez-la avec une pince micro-hémostatique. Ensuite, injectez la solution Evans Blue et observez le cœur pour une coloration bleue uniforme.
  5. Excise le cœur : Après 30 s post-injection, excise le cœur avec des ciseaux stériles. Plongez-le immédiatement dans une solution saline et rincez-le à plusieurs reprises pour éliminer le sang résiduel et Evans Blue. Congelez le cœur à -80 °C.
  6. Sectionnez le cœur : Après 20 min de congélation, retirez le cœur. À l’aide d’une lame chirurgicale, coupez cinq tranches transversales de 1 mm d’épaisseur perpendiculairement au grand axe cardiaque, de l’apex à la base.
  7. Teinture avec TTC : Laisser les tranches s’équilibrer à température ambiante. Transférez-les dans un tube à centrifuger ambré de 50 ml contenant une solution de TTC à 1,5 %. Incuber le tube dans un agitateur thermostatique préchauffé à 37 °C pendant 30 min dans des conditions protégées de la lumière.
  8. Acquisition et analyse de l’image : Après la coloration, fixer les tranches dans du paraformaldéhyde pendant 12 h. Capturez des images haute résolution et quantifiez la zone d’infarctus (AI), la zone à risque (AAR) et la zone ventriculaire gauche (VG) totale à l’aide du logiciel Image J. Calculer le rapport d’infarctus du myocarde comme IA/(AAR+IA) et le rapport ischémie-risque comme (AAR+IA)/LV, en suivant la méthodologie décrite par Cai et al12.

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Résultats

ECG
L’électrocardiogramme a été enregistré tout au long du processus, depuis avant la ligature du cœur du rat jusqu’à 120 min après l’ischémie-reperfusion. Les modifications de l’électrocardiogramme sont illustrées à la figure 2A. Au cours de l’ischémie, le segment ST a montré une élévation vers le haut, et l’onde T était haute et a atteint son apogée. Après la reperfusion, l’élévation du segment ST a progressivement diminué.

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Discussion

La ligature des artères coronaires, une méthode classique pour établir le modèle de lésion d’ischémie-reperfusion myocardique, revêt une grande importance dans la recherche sur les maladies cardiovasculaires12. Depuis les années 1980, la méthode de ligature des artères coronaires assistée par tube de polyéthylène, mise au point par Yamamoto et al., a été largement adoptée dans les laboratoires de recherche scientifique du monde entier. Cette méthode offre plusieur...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Science and Technology Innovative Talent Program de l’Université de médecine chinoise du Shaanxi (n° 2024-CXTD-03), l’Administration provinciale du Shaanxi des projets de recherche en médecine traditionnelle chinoise (n°. SZY-KJCYC-2025-JC-043), et le programme de recherche et développement du Département provincial des sciences et de la technologie du Shaanxi (n° 2024CY-JJQ-36).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue à insuline de 0,5 ml  ;Wuxi Yushou Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NJ9o4dBdpXt4bT?tk=YobMVflhtgI  ;Utilisé pour absorber l’EB et l’injecter à travers l’arc aortique  ;
chlorure de 2,3,5-triphényte-trazoliumShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.S19026Pour la coloration du cœur  ;
Seringue stérile jetable de 2,5 mlRobust Ping An Medical Technology Co., Ltd.20231230Utilisé pour aspirer des anesthésiques et anesthésier des rats par injection intrapéritonéale ; utilisé pour extraire de l’air de la cavité thoracique des rats lors d’opérations à poitrine fermée.
4 % de paraformaldéhydeGuangzhou Viggs Biotechnology Co., Ltd.SW002Utilisé pour fixer le cœur après coloration
4-0 sutureShandong Haidike Medical Products Co., Ltd.Pour coudre les côtes, les muscles et la peau  ;
Suture 6-0Jiangsu Beiyueshen Medical Device Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NKQ9XNVD1J56np?tk=R8NKVfPJIUMPour la ligature du LAD  ;
Aiguille d’acupuncture  ;Pékin Luoya Shanchuan Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NQZzrSfBLQ9OYZ?tk=yW5aVfPuXP3Utilisé pour percer la peau des membres du rat et connecter la ligne d’électrodes de l’électrocardiogramme.
Épilateur d’animauxJinyun New Concept Household Products Co.https://e.tb.cn/h.6NJe67IEMgxPfUt?tk=9boIVflb6mm  ;Pour l’épilation  ;
Crème dépilatoireGuangzhou Miyanshe Brand Management Co., Ltd.https://3.cn/2fP-knZw  ;Pour une épilation en profondeur  ;
ÉthanolTianjin Tianli Chemical Reagent Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NnxsK8EAvBV1Zu?tk=ja1XVflVhfM  ;Pour la désinfection  ;
Evans BlueSigmaE2129Pour la coloration du cœur  ;
Pince hémostatique  ;Shanghai Aide Medical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQkHWD25dxnsv4?tk=xA1VVflTXjWUtilisé pour fixer la seringue à insuline et arrêter le sang de l’arc aortique
Micro ciseaux médicauxNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6NJu33PgNRJCO1L?tk=smZjVflr730Utilisé pour ouvrir la trachée et les côtes  ;
Pince à épiler microscopique médicaleNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6Nqn2dyJIUjUN6n?tk=MEMaVflGK0bPour le pincement 6-0 de la suture pour ligaturer le
scalpel médicalShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJyfb9CWH5Sj32?tk=HW0kVflEyOL  ;Pour la coupe du cœur lors de la coloration EB-TTC
Ciseaux médicauxShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJCLzckQnXXEPe?tk=CtcTVflFJQw  ;Utilisé pour couper la peau de rat et suturer.
Tissu chirurgical médicalHenan Meideqi Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NqItN9yA0xttr9?tk=cCCIVflzFjr  ;Utilisé pour fournir une zone chirurgicale stérile  ;
Bande médicaleZhejiang Aotai Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6N93etxLPPlJ9ZQ?tk=DfblVflAo5dUtilisé pour réparer les rats  ;
Pince à épiler médicaleJiangsu Videocon Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6NreHXQv2YTJkIl?tk=S1imVfO17QVUtilisé pour juger du degré d’anesthésie chez les rats, pincer la peau, les côtes et d’autres tissus, et décoller les muscles sous-cutanés et le péricarde.
Agent de couplage par ultrasons médicaux  ;Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://3.cn/2fPpwB-j  ;Utilisé pour améliorer l’efficacité de la transmission des ultrasons
Solution saline normale  ;Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMCUFJIti2EsiU?tk=FXBBVfOV1iNUtilisé pour laver les crèmes dépilatoires résiduelles
Échographie Doppler couleur portableVINNO Technology Co., Ltd.Vinno 6 ansUtilisé pour la détermination de l’échocardiographie en mode M chez le rat
Povidone iodéeShandong Anjie High-tech Disinfection Technology Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NqAb4WsT3xjMb9?tk=mhFxVfO4G1GPour la désinfection  ;
Plaque chirurgicale pour ratShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQyjjGNGInF3Eu?tk=qgQwVflHilH  ;Utilisé pour réparer les rats  ;
Réfrigérateur frigorifique  ;Zhejiang Zhixing Technologie à ultra-basse température Co.DL-78Pour congeler le cœur  ;
Tubes en gel de siliceShandong Chengwu Sano Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6N9L82XWNGlgDDG?tk=pWzCVfOQIgNUtilisé pour soutenir la trachée  ;
Appareil de respiration artificielle pour petits animauxAnhui Zhenghua Biological Equipment Co., Ltd.DW-3000HUtilisé pour aider les rats à respirer après une thoracotomie  ;
Boule de coton stérileQingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NJbKVmD0b7QhTf?tk=wMceVfOTrBX  ;Pour la désinfection à l’éthanol et à la povidone iodée
coton-tige stérileQingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMAQz1252EJHSM?tk=nyfLVfOUSBi  ;Utilisé pour nettoyer le sang résiduel dans la cavité thoracique  ;
Couverture d’isolation thermiqueGuangdong Zhongke Life Science & Technologie Co.https://e.tb.cn/h.6N9OyBVWuSXTUDy?tk=d6OqVfOSTlIPour l’isolation corporelle postopératoire chez le rat
Écarteur de thoracotomieGuangdong Zhongke Life Science & Technologie Co.https://e.tb.cn/h.6NQra4Z9UG8dnvo?tk=6eFUVfllCFWUtilisé pour exposer le champ de vision chirurgical.
Moniteur d’électrocardiogramme au plomb de type IIChengdu Taimeng Technology Co., Ltd.BL-420NPour le suivi de l’électrocardiogramme  ;
UréthaneShandong Keyuan Biochemical Co., Ltd.U820333Utilisé chez les rats anesthésiés  ;
Oscillateur à température constante d’eauShanghai Boxun Medical Biological Instrument Co., Ltd.SHZ-Bpour la coloration cardiaque  ;
LAD

Références

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