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Article de méthode

Cartographie moléculaire à double modalité : intégration de la détection multiplex de l’ARNm avec la cytométrie de masse par imagerie protéique

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DOI :

10.3791/68616

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14 novembre 2025

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1Department of Gynecologic Oncology and Reproductive Medicine, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Department of Hematopoietic Biology & Malignancies, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Leukemia, The University of Texas MD Anderson Cancer Center

Dans cet article

Résumé

Ce protocole détaille une méthodologie de détection multiplex de l’ARNm avec imagerie protéique par cytométrie de masse dans des coupes de tissus fixés au formol inclus dans la paraffine.

Résumé

La capacité de détecter les protéines et les ARNm dans le même test nous aide à comprendre comment la cellule se prépare à une arrivée et quels signaux elle reçoit lorsqu’elle se déplace et interagit dans l’environnement dans lequel elle se trouve. L’imagerie à haut plexage permet désormais de caractériser simultanément l’ARNm (transcriptomique spatiale) et les protéines (protéomique spatiale) résolus spatialement. Pour éviter la redondance, ces analytes peuvent être analysés en une seule coupe de tissu. Il existe de nombreuses technologies qui permettent de produire de nombreuses protéines et peu d’ARNm ou l’inverse, mais comme les analytes à action centrale sont des protéines, ce manuscrit se concentre sur l’intégration de la cytométrie de masse (IMC) d’imagerie protéique avec l’hybridation in situ de l’ARNm (ISH) à l’aide de sondes métalliques. Cela nous permet de comprendre quels messages la cellule amorce ou envoie rapidement dans le monde lorsqu’elle communique dans son microenvironnement. Il permet également de surmonter les limites liées à la détection de protéines sécrétées ou de marqueurs difficiles qui sont généralement difficiles à quantifier et à visualiser en utilisant uniquement des anticorps. Ce protocole minimise également le besoin de compensations ou de post-traitement observé dans les méthodes basées sur la fluorescence à plex supérieur, car il n’y a pas de débordement spectral fluorescent dans un système de détection basé sur une sonde métallique, ni de considérations d’autofluorescence spécifiques aux tissus.

Introduction

Les cancers présentent des diversités structurelles et fonctionnelles chez divers patients. Le microenvironnement tumoral (TME), composé de cellules normales et malignes, est hétérogène entre les patients. Les métastases résultent de la fuite d’un résidu de la tumeur primaire dans la circulation sanguine sous forme de grappes de cellules et de cellules uniques, ce qui fournit des indices sur la progression de la maladie et la réponse thérapeutique 1,2. La complexité de ces microenvironnements doit être comprise1. Bien que les tumeurs comprennent de nombreux types de cellules, la norme clinique est histologiquement basée sur un seul marqueur, qui commence à changer 1,2. Les technologies d’imagerie multiplexée ont ouvert de nouvelles orientations en pathologie. La protéomique, la génomique, la métabolomique et la lipidomique spatialement résolues des cancers humains sont maintenant possibles à une résolution de cellule unique 3,4,5,6 ou presque.

Ces technologies peuvent disséquer les localisations cellulaires hétérogènes et les interactions dans les tumeurs. L’utilisation de la méthodologie appropriée de bioimagerie unicellulaire permet de générer des profils de nombreux biomarqueurs protéiques associés à la maladie dans les biopsies des patients afin d’éclairer la conception de traitements contre le cancer. Les informations fournies par les cartes cellulaires spatiales pourront guider le choix d’une thérapie combinée capable d’éliminer efficacement les cancers avec une réduction des hors cibles, de la résistance et de la rechute1. Le problème est la capacité d’organiser ces nombreuses technologies variées qui ne fonctionnent généralement pas en harmonie sur la même section de tissu7. Ce protocole, illustré visuellement à la figure 1, offre la possibilité d’examiner spatialement à la fois la protéomique et un sous-ensemble ciblé d’ARNm dans la même section de tissu et la même cellule simultanément à une plexité plus élevée que ce qui est possible avec simultanément protéine fluorescente + ARN-ISH8. Cela peut également servir de pont pour l’analyse parallèle 3,4,6, dans le but de déconvolutier l’analyse des données. Bien qu’il y ait une double détection, on peut également examiner des cellules qui ont rapidement initié la production d’ARNm, mais pour lesquelles la protéine sécrétée reste indétectable en raison de la sensibilité limitée et de l’absence d’amplification du signal inhérentes aux méthodes d’anticorps primaires directement marqués, ce qui rend la détection des molécules sécrétées particulièrement difficile. Le protocole suivant est adapté d’une détection fluorescente/chromogène 12-plex pour être applicable à la détection à base de métaux via des sondes modifiées à teneur réduite en thiols pour une détection simultanée en IMC.

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Protocole

Ce protocole utilise des tissus fixés au formol et inclus dans de la paraffine (FFPE) prélevés chez des patientes non traitées auparavant subissant une chirurgie cytoréductrice primaire pour un carcinome séreux de l’ovaire de haut grade. Toutes les données cliniques ont été obtenues à partir du dépôt du Département d’oncologie gynécologique et de médecine de la reproduction selon des protocoles approuvés par le conseil d’examen institutionnel de l’Université du Texas MD Anderson. Le consentement éclairé écrit des patients a été obtenu, et les études ont été menées conformément aux directives éthiques reconnues.

1. Précautions et préparations

  1. Utilisez toujours de l’eau sans nucléases (NFW) pour préparer tous les réactifs nécessaires.
  2. Effectuez toutes les étapes à l’aide de contenants en plastique et sans utiliser de verre pour réduire la liaison du métal au verre et la contamination métallique.
  3. Gardez la zone de travail très propre et vaporisez les surfaces et les pipettes avec la solution de décontamination RNase, suivie d’éthanol à 70 % préparé avec du NFW.
  4. Sondes conjuguées de détection d’ARNm thiolé (T1-T12) vers les métaux appropriés via un liant malémide comme décrit par Schulz et al7, plus en détail dans protocol.io dans la Table des matériaux.
    REMARQUE : Les cibles protéiques doivent être choisies pour indiquer l’emplacement d’une cellule dans le tissu (marqueurs structurels), identifier les cellules présentes (marqueurs phénotypiques) et ce que font les cellules (marqueurs fonctionnels). Comme certains marqueurs fonctionnels sont exprimés de manière transitoire, l’inclusion de cibles d’ARNm permet d’identifier les cellules générant ces cibles.

2. Préparation et prétraitement des échantillons

  1. Faites cuire des sections de tissu toute la nuit dans un four sec à 60 °C.
  2. Effectuez la déparaffinisation : trois cycles de xylène pendant 5 minutes à chaque cycle et 10 cycles de réhydratation (100 % d’éthanol (EtOH) x2, 95 % d’EtOH x2, 70 % d’EtOH x2, 50 % d’EtOH x2, 30 % d’EtOH x2), pendant 3 min à chaque tour. Laver avec 1 solution saline tris-tamponnée (TBS) pendant 2 min, une fois. En fonction du nombre d’échantillons traités en même temps, utilisez des tubes coniques de 50 ml (2 lames max) ou des cassettes de coloration IHC de 350 ml (24 lames max).
    REMARQUE : Cette étape de déparaffinage, bien que recommandée, est facultative et dépend du type de tissu.
  3. Appliquez une solution de paraformaldéhyde à 3,7 % (PFA) pendant 10 minutes en incubant les lames de tissu dans un tube de 50 ml avec suffisamment de solution de PFA pour couvrir la section de tissu.
  4. Récupération d’antigènes induite par la chaleur (HEIR) à l’aide d’un four à micro-ondes à température contrôlée, remplissez un plateau avec un tampon de récupération d’antigène HEIR pH 6 (350 ml) et les autres plateaux avec NFW. Placez des coupes de tissus dans un support de coloration pour lames de microscope et ajoutez-les dans le plateau avec tampon de récupération d’antigène.
    REMARQUE : Lors de la récupération d’antigène, assurez-vous que le tampon de récupération d’antigène est à température ambiante (RT) avant utilisation.
  5. Effectuez le prélèvement de l’antigène à 107 °C pendant 15 min, puis laissez les lames de tissu refroidir à RT pendant 20 min dans une hotte chimique.
  6. Lors de la récupération de l’antigène, rincez le papier humidificateur à l’eau, placez-le dans un plateau de coloration de lame de contrôle de l’humidité et placez le plateau dans un four d’hybridation à 60 °C.
  7. Rincez les lames dans du TBS sans RNase pendant 3 min, puis séchez les lames pendant 3 min.

3. Traitement de la protéase

  1. Dessinez une barrière hydrophobe autour de chaque section de tissu avec un stylo barrière hydrophobe. Laissez la barrière sécher complètement pendant environ 2 min.
  2. Chargez les lames sèches dans le support de diapositives du bac d’humidité en ouvrant la pince pivotante.
  3. Ajoutez suffisamment de gouttes de protéase pour couvrir entièrement la section du tissu. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité préchauffé (60 °C, étape 2.6) du four d’hybridation et insérez le support de glissière dans le plateau de contrôle de l’humidité. Refermez le plateau de contrôle de l’humidité et remettez-le dans le four d’hybridation. Incuber à 40 °C pendant 30 min.
  4. Au cours de cette incubation, préparer le matériel de dosage de l’ARN-ISH.
    1. Préparez 500 ml de 1 tampon de lavage RNA-ISH en diluant le stock 50 fois avec NFW. Se conserve chez RT jusqu’à un mois.
      REMARQUE : Si des précipitations se produisent dans le tampon de lavage 50x, remettez en suspension en chauffant le tampon à 40 °C pendant 10 à 20 min avant de préparer le tampon de lavage 1x.
  5. Préparez 1 L de DTBS-T (0,5 % Tween) dans NFW en ajoutant 5 mL de Tween à 1 L de DPBS-T.
  6. Préparez des sondes cibles appariées ZZ à ARN :
    1. Chauffer les stocks de sonde à ARNm et le diluant ARN-ISH à 40 °C dans un four sec pendant 10 min. Faites vortex les sondes et faites-les tourner dans une mini-centrifugeuse de paillasse.
    2. Préparez 1x mélange (jusqu’à 12 sondes, tableau 1) en diluant 50x sondes dans un diluant ARN-ISH, en vous assurant d’avoir un volume final suffisant pour couvrir toute la section du tissu.
    3. Bien agiter et laisser les sondes mixtes et le diluant ARN-ISH à RT jusqu’à l’utilisation.
  7. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four d’hybridation et retirez le support de diapositive. Remettez la plaque dans le four.
  8. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans NFW en agitant légèrement pendant 5 min.
  9. Répétez l’étape de lavage avec du NFW frais pendant 5 min.

4. Hybridation des sondes cibles

  1. Retirez l’excès de liquide des lames. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four et placez le support de glissière dans le plateau.
  2. Ajoutez suffisamment de mélange de sonde approprié pour couvrir entièrement chaque section de tissu. Fermez la plaque et insérez-la dans le four pendant 2 h à 40 °C.
  3. Placez le réactif ARN-ISH Amplifier 1 (arbres de queue ZZ pour les queues T1 à T4) pour équilibrer à RT 30 min avant la fin de l’incubation, à utiliser à l’étape 5.2.
  4. Une fois l’incubation terminée, retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four d’hybridation et retirez le support de diapositives. Remettez la plaque dans le four.
  5. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans 1x tampon de lavage en agitant légèrement pendant 2 min.
  6. Répétez l’étape de lavage avec 1x Wash Buffer frais pendant 2 min à RT.

5. Hybrider l’amplificateur ARN-ISH 1

  1. Retirez l’excès de liquide des lames et placez les lames dans le support de lames du bac à humidité. Insérez le support de glissière dans le plateau de contrôle de l’humidité.
  2. Vortex RNA-ISH Amplifier 1 et ajoutez-le pour couvrir entièrement chaque section. Fermez la plaque et insérez-la dans le four d’hybridation pendant 30 min à 40 °C. Placez le réactif de l’amplificateur ARN-ISH 2 (arbres de queue ZZ pour les queues T5 à T8) à RT, à utiliser à l’étape 6.2.
  3. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four d’hybridation et retirez le support de diapositive. Remettez la plaque dans le four.
  4. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans 1x tampon de lavage en agitant légèrement pendant 2 min.
  5. Répétez l’étape de lavage avec 1x tampon de lavage frais pendant 2 min à RT.

6. Hybrider l’amplificateur RNA-ISH 2

  1. Retirez l’excès de liquide des lames. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four et placez le support de glissière dans le plateau
  2. Vortex RNA-ISH Amplifier 2 et ajoutez-le pour couvrir chaque section. Fermez la plaque et insérez-la dans le four d’hybridation pendant 30 min à 40 °C.
  3. Placez le réactif de l’amplificateur ARN-ISH 3 (arbres de queue ZZ pour les queues T9 à T 12) à RT, à utiliser à l’étape 7.2. Retirez le support de diapositives du plateau. Remettez la plaque dans le four.
  4. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans 1x tampon de lavage en agitant légèrement pendant 2 min.
  5. Répétez l’étape de lavage avec 1x tampon de lavage frais pendant 2 min à RT.

7. Hybrider l’amplificateur RNA-ISH 3

  1. Retirez l’excès de liquide des lames. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four et placez le support de glissière dans le plateau
  2. Vortex RNA-ISH Amplifier 3 et ajoutez-le pour couvrir entièrement chaque section. Fermez la plaque et insérez-la dans le four d’hybridation pendant 30 min à 40 °C.
  3. Pendant l’incubation, préparez le mélange d’oligos métalliques pour l’étape 8. Chaque oligo est utilisé à une concentration de 1:15 (à partir d’un stock de 10 uM, en s’assurant d’avoir un volume final suffisant pour couvrir toute la section du tissu). Agitez bien et laissez les oligos métalliques mélangés à RT jusqu’à utilisation. Sortez le plateau de contrôle de l’humidité du four, puis retirez le support de glissière du plateau. Ensuite, remettez la plaque au four
  4. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans 1x tampon de lavage en agitant légèrement pendant 2 min.
  5. Répétez l’étape de lavage avec 1x Wash Buffer frais pendant 2 min à RT.

8. Hybrider les oligos métalliques

  1. Retirez l’excès de liquide des lames. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four et placez le support de glissière dans le plateau. Ajouter les oligos métalliques mélangés préparés à l’étape 7.3 (vortex avant utilisation).
  2. Fermez la plaque et insérez-la dans le four d’hybridation pendant 45 min à 40 °C.
  3. Retirez le plateau de contrôle de l’humidité du four d’hybridation et retirez le support de diapositive. Remettez la plaque dans le four.
  4. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans 1x tampon de lavage en agitant légèrement pendant 2 min.
  5. Répétez l’étape de lavage avec 1x Wash Buffer frais pendant 2 min à RT.

9. Anticorps conjugués aux métaux

  1. Pour bloquer les sites non spécifiques, appliquez un volume suffisant de tampon de blocage pour couvrir toute la section de tissu et incubez pendant 30 minutes à RT.
  2. Pendant l’incubation, préparer le mélange d’anticorps à utiliser à l’étape 10.1 en diluant les anticorps (tableau 1) dans un tampon de diluant pour anticorps.

10. Incubation avec des anticorps conjugués au métal

  1. Après l’incubation du tampon de blocage, jetez le tampon de blocage des lames de tissu et distribuez un volume suffisant du mélange Ab (de l’étape 9.2) pour couvrir toute la section de tissu.
  2. Placez la lame dans une chambre d’humidité et incubez une nuit (~16 h) à 4 °C.

11. Coloration de l’ADN

  1. Préparez une solution fraîche d’Ir-Intercalator.
    1. À partir d’une solution mère de 500 μM, préparer une solution de travail 1:2000 dans du TBS sans RNase. La solution de travail peut être aliquote et stockée à -20 °C (ne pas geler-décongeler).
  2. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans le tampon TBS-T en agitant légèrement pendant 5 min.
  3. Répétez le lavage en TBS-T.
  4. Taches sur lames avec la solution de travail Ir (à partir de l’étape 11.1.1) pendant 5 min à RT.
  5. Placez les diapositives dans un porte-diapositives transparent prélavé avec NFW. Lavez les lames dans le tampon TBS-T en agitant légèrement pendant 5 min.
  6. Répétez le lavage en TBS-T.
  7. Laver deux fois dans une cuillère à soupe, 5 min (en remuant lentement).
  8. Tremper rapidement la lame dans du ddH2O pour éviter la cristallisation des sels présents dans le TBS sur le tissu.
  9. Sécher la lame sous un capot chimique (10 min) et la conserver à 4 °C jusqu’à l’acquisition de l’image.

12. Acquisition d’images

  1. Chargez la lame dans la chambre d’ablation de l’IMC.
  2. Capturez une image panoramique pour identifier la région d’intérêt (ROI).
  3. Cartographiez les retours sur investissement dans le logiciel d’acquisition d’images.
  4. Appliquez le modèle d’acquisition.
  5. Ajustez la puissance du laser (énergie d’ablation) en fonction du type d’échantillon. La valeur par défaut est de 0 dB.
    REMARQUE : Il est conseillé de tester l’énergie d’ablation avec plusieurs petites zones de tissus (30 μm x 30 μm), en augmentant la puissance de 1 dB à chaque fois. Sélectionnez l’énergie d’ablation la plus faible qui nettoie l’échantillon sans brûler dans la lame. Normalement, cela se traduit par une puissance laser de 3-4 dB. Parfois, si le tissu est plus épais que conseillé, la puissance du laser augmentera à 5 dB.
  6. Lancez l’ablation au laser. Le système dirige le laser vers le retour d’intérêt et ablate les protéines marquées métalliques, générant des panaches d’aérosols qui sont transférés à la torche à plasma à couplage inductif (ICP), où les panaches sont vaporisés, atomisés et ionisés dans le plasma.
  7. Mesurez la quantité de chaque isotope mesurée par le détecteur et convertie en données.

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Résultats

La capacité de détecter les protéines et les ARNm dans le même test nous aide à comprendre comment la cellule se prépare à une arrivée, mais aussi quelles files d’attente elle reçoit lorsqu’elle se déplace et interagit avec son environnement. Comme le montrent les données représentatives, la détection de l’ARNm et des protéines est un élément essentiel de la recherche en biologie spatiale, car les limites inférieures de détection peuvent être assez difficiles en fonction de la façon dont...

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Discussion

La multi-omique multiplex est une évolution critique dans les données collectées, ciblant les interactions de cellule à cellule et de cellule à voisinage qui ont un impact sur la progression de la maladie et le traitement. L’analyse de ces données dans le même échantillon et donc dans la même cellule est essentielle, car de nombreuses cibles protéiques sont exprimées transitoirement, ou diffèrent en ARNm et en niveau d’expression protéique, ce qui permet une détection ciblée de l’ARNm co...

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Déclarations de divulgation

Jared K. Burks est consultant pour Standard BioTools.

Remerciements

Cette recherche a été réalisée en collaboration avec la plateforme de cytométrie en flux et d’imagerie cellulaire, qui est soutenue en partie par les National Institutes of Health par le biais de la subvention P30 CA016672 du Centre de cancérologie de M. D. Anderson. Cette recherche a également été financée en partie par le MD Anderson’s Cancer Center’s Support Grant Development Award, Imaging Mass Cytometry Spatial Transcriptomics via RNAscope, P30CA016672, NIH/NCI, PI - Pisters. Les efforts du JKB ont été soutenus en partie par le P30 CA016672 et le spécialiste de la recherche du NCI 1 R50 CA243707-01A1. Les efforts de SFB ont été soutenus en partie par l’Alliance de recherche sur le cancer de l’ovaire (OCRA 811621 et 891490), la Fondation honorable Tina Brozman pour la recherche sur le cancer de l’ovaire, le programme de recherche sur le développement SPORE du cancer de l’ovaire MDACC, NIH 1R01CA261952-01A1. Les efforts de SFB, JKB et BG ont été soutenus en partie par la subvention 1U01CA294459-01. Les auteurs tiennent à remercier Samuel Mok, qui a sectionné et fourni les échantillons utilisés.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; https://www.protocols.io/view/oligonucleotide-polymer-conjugation-for-imaging-ma-dm6gpjz91gzp/v2.Protocols.IOdx.doi.org/10.17504/protocols.io.dm6gpjz91gzp/v2Conjugaison oligonucléotide-polymère pour imagerie de la cytométrie de masse V.2  ;
10 TBS sans ARNSEThermo Fisher Scientific & nbsp ;J62780. K7Pour les lavages intermittents entre les étapes
Système d’hybridation ACD HybEZ IIACD Biotechne321711Four pour lames de mouchoir de cuisson
Diluant d’anticorpsDakoS0809  ;Tampon diluant anticorps
Anticorps : B7-H3BethylA700-025CF, A700-026CFClone : BLR025F, BLR026F
Anticorps : B7-H4Thermo Fisher Scientific & nbsp ;14-5949-82Clone : H74
Anticorps : BRD4(6F11)BethylA700-005CFClone : BL-151-6F11
Anticorps : CCR6R& DMAB195-100Clone : 53103
Anticorps : CD11bAbcam  ;ab209970Clone : EPR1344
Anticorps : CD25Abcam  ;ab215378Clone : EPR6452
Anticorps : CD278/ICOSCST  ;89601BFClone : D1K2T
Anticorps : CD31Abcam  ;ab207090Clone : EPR3094
Anticorps : CD33Abcam  ;ab238784Clone : SP266
Anticorps : CD3e & nbsp ;CST85061BFClone : D7A6E
Anticorps : CD4Abcamdéc. 181724Clone : EPR6855
Anticorps : CD44Thermo Fisher Scientific & nbsp ;MA1-10225Clone : IM7
Anticorps : CD45Thermo Fisher Scientific & nbsp ;14-9457-82Clone : CD45-2B11
Anticorps : CD8aCST  ;85336BFClone : D8A8Y
Anticorps : CXCL13R& DAF801Clone : Polyclonal
Anticorps : CXCR5R& DMAB190-100Clone : CXCR5
Anticorps : gamma-H2AXBethylA700-053CFClone : BLR053F
Anticorps : Granzyme BSanta CruzSC-8022 XClone : 2C5
Anticorps : KAP1BethylA700-014CFClone : BL-248-2G6
Anticorps : Ki67BethylA700-021CFClone : BLR021E
Anticorps : LCK & nbsp ;CST2984BFClone : D88
Anticorps : MFAP5N/AN/APMID : 31332047 / Clone : 130A  ; (Note : conçu sur mesure)  ;
Anticorps : AMSCST56856BFClone : 1A4
Anticorps : VEGFSTB-Fluidigm3163028DClone : G153-494
Anticorps : VISTACST64953BFClone : D1L2G
AZ-AR1 Elegance Citra  ;BioGeneXHK546-XAKTampon de récupération d’antigènes
Alcool éthylique 100 % (200 degrés)Pharmco111000200Pour la déparaffinisation
EZ & ndash ; Retriever IRBioGeneXMW016-IRSystème de prélèvement antigénique pour les sections tissulaires FFPE
Système d’hybridation HybEZ IIACD Biotechne321710Le système comprend : four HybEZ (PN 321710/321720), un plateau de contrôle d’humidité (PN 310012), et du papier humidificateur HybEZ (2 feuilles PN 310025), un bac de lavage EZ Batch (PN 321717), un porte-culasse EZ Batch (PN 321716)
Stylo PAP barrière hydrophobe ImmEdge & nbsp ;VectorLabsH-4000Enclos barrières hydrophobes
Solution intercalateur IRThermo Fisher Scientific & nbsp ;NC1038184Utilisé pour identifier les cellules nucléées
KERATIN 18/08CST  ;4546BFClone : C51
Metal OligosDiversDiversUne vigne métallique allant de T1 à T12 selon ce qui est nécessaire
Eau sans nucléase (NFW)Corning  ;46-000-CM  ;Nettoyer et préparer tout le matériel, et utiliser comme diluant lorsque nécessaire
RNAscope Protéase Plus & nbsp ;ACD Biotechne322331  ;Utilisé pour perméabiliser les membranes cellulaires des échantillons
Porte-lames RNAscope EZ-BatchACD Biotechne310017Conçu pour traiter manuellement en lot jusqu’à 20 lames efficacement
RNAscope HiPlex12 Reagents Kit v2  ;ACD Biotechne324409Réactifs pour RNAScope
Sonde RNAscope HiPlex - Sondes ciblesACD BiotechneDiversPlage de T1 à T12 selon laquelle est nécessaire
Solution de décontamination RNaseZap RNaseThermo Fisher ScientificAM9782Une solution de décontamination de surface qui détruit les RNases
Porte-lames pour microscope à rack de teinture Plastique résistant aux produits chimiques 24 placesOptimal Scientific3028Pour la teinture de plusieurs lames
Préadolescent 20Thermo Fisher Scientific & nbsp ;AAJ20605APPour les lavages intermittents entre les étapes
Bloc protéique ultravisionThermo Fisher Scientific & nbsp ;TA125PBQTampon de blocage

Références

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  2. Lu, S., et al. Comparison of biomarker modalities for predicting response to PD-1/PD-L1 checkpoint blockade: a systematic review and meta-analysis. JAMA Oncol. 5 (8), 1195-1204 (2019).
  3. Parolini, M., et al. Microplastic contamination in snow from western Italian Alps. Int J Environ Res Public Health. 18 (2), 768(2021).
  4. Carstens, J. L., et al. Stabilized epithelial phenotype of cancer cells in primary tumors leads to increased colonization of liver metastasis in pancreatic cancer. Cell Rep. 35 (2), 108990(2021).
  5. Allam, M., Cai, S., Coskun, A. F. Multiplex bioimaging of single-cell spatial profiles for precision cancer diagnostics and therapeutics. NPJ Precis Oncol. 4 (1), 1-12 (2020).
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  7. Schulz, D., et al. Simultaneous multiplexed imaging of mRNA and proteins with subcellular resolution in breast cancer tissue samples by mass cytometry. Cell Syst. 6 (1), 25-36.e25 (2018).
  8. Kochan, J., Wawro, M., Kasza, A. Simultaneous detection of mRNA and protein in single cells using immunofluorescence-combined single-molecule RNA FISH. Biotechniques. 59 (4), 209-221 (2015).
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