Technique chirurgicale pour l’implantation d’un disque intervertébral artificiel biomimétique dans un modèle animal de chèvre

Résumé

Cette étude présente une nouvelle technique chirurgicale pour l’implantation d’un disque intervertébral artificiel biomimétique (BioAID). La méthode assure un placement précis et une stabilité, visant à restaurer la fonction de la colonne cervicale à l’aide d’un modèle de chèvre. Cette technique est prometteuse pour une application clinique chez les patients humains et canins souffrant de myélopathie de la colonne cervicale.

Résumé

L’arthroplastie discale cervicale (ACD) est apparue comme une solution chirurgicale pour les patients atteints de myélopathie cervicale compressive dégénérative, mais se heurte à des limites, notamment pour parvenir à une intégration stable. L’un des principaux défis avec les disques artificiels actuels est le risque de migration et de luxation en raison d’une ostéointégration insuffisante avec les vertèbres adjacentes. Alors que l’ADC est un traitement établi en médecine humaine, les chiens atteints de myélopathie cervicale sont régulièrement traités par des chirurgies décompressives. En médecine vétérinaire, on s’intéresse particulièrement aux thérapies innovantes, telles que l’arthroplastie discale. Récemment, un nouveau disque intervertébral artificiel biomimétique (BioAID) a été développé. Ce disque artificiel reproduit les principales caractéristiques du disque naturel, incorporant un noyau viscoélastique et une gaine en fibre de traction imitant le noyau pulpeux et l’anneau fibreux, respectivement. Les plaques d’extrémité en titane avec quilles assurent la fixation, et la gaine en fibre facilite l’ostéointégration avec les vertèbres adjacentes pour minimiser le risque de migration dans le temps. Étant donné que les chèvres sont un modèle animal couramment utilisé et facilement disponible pour la recherche sur la colonne vertébrale, cette étude présente un guide complet et pratique (y compris la conception et la fabrication de l’implant, la sélection et l’inscription des animaux de laboratoire, la gestion préopératoire, les protocoles d’anesthésie et les soins postopératoires) pour l’implantation du dispositif de disque artificiel dans la colonne cervicale de la chèvre. Une méthodologie chirurgicale détaillée, étape par étape, est fournie, ainsi que la conception d’instruments chirurgicaux personnalisés et l’utilisation de techniques d’imagerie requises à la fois per- et postopératoires. Cette approche comble le fossé entre la recherche expérimentale et l’application clinique. L’intervention chirurgicale a été réalisée avec succès chez quatre chèvres, avec un suivi post-implantation de plus de 21 jours confirmant l’absence de migration ou de complications. Ces résultats suggèrent que la technique d’implantation assure la stabilité primaire, ce qui soutient sa faisabilité pour une évaluation plus approfondie. Des études futures sont nécessaires pour évaluer l’ostéointégration à long terme et les performances biomécaniques avant de traduire cette approche en applications cliniques chez l’homme et le chien.

Introduction

À l’échelle mondiale, les douleurs cervicales se classent au quatrième rang des causes d’invalidité, touchant plus de 30 % des individus chaque année¹. Bien qu’elles soient généralement liées au vieillissement et aux changements dégénératifs, les douleurs cervicales peuvent également survenir chez les jeunes individus et les chiens en raison de facteurs génétiques, d’habitudes de vie et de contraintes biomécaniques. Bien que les douleurs cervicales puissent résulter de divers facteurs, la maladie des disques intervertébraux (IVD) est l’une des causes les plus importantes, notamment en raison de son rôle dans la compression des structures neuronales.

Dans la colonne cervicale, la maladie IVD entraîne une myélopathie cervicale compressive (CCM), une maladie de la colonne vertébrale bien connue affectant à la fois les humains et les chiens ^2,3. Chez l’homme, la CCM se manifeste par des douleurs cervicales, des engourdissements et un dysfonctionnement moteur². De même, les grandes races de chiens comme les dogues allemands et les dobermans pinschers sont sensibles à la spondylomyélopathie cervicale (CSM), communément appelée syndrome de Wobbler. La MCS implique une compression de la moelle épinière due à des protrusions discales, des modifications osseuses vertébrales, une instabilité vertébrale et des modifications dégénératives des ligaments et des articulations facettaires. Ensemble, ces facteurs provoquent une compression de la moelle épinière et des racines nerveuses, entraînant des signes cliniques tels qu’une démarche non coordonnée, en particulier dans les membres postérieurs, ainsi qu’une faiblesse qui peut progresser vers les membres avant. Les chiens peuvent présenter des douleurs au cou, des raideurs et une réticence à baisser la tête, montrant souvent une gêne à la palpation ^4,5. La forme la plus fréquemment diagnostiquée du syndrome de Wobbler chez le chien est la MSC associée au disque, affectant principalement les segments de la colonne vertébrale C4-C5, C5-C6 et C6-C7⁶.

En général, les patients humains et canins souffrant respectivement de CCM et de CSM liés aux disques répondent bien au traitement médical conservateur, aux modifications du mode de vie et à la physiothérapie. Les patients humains et vétérinaires atteints de formes dégénératives avancées de la maladie IVD dans lesquelles une compression significative des structures neuronales ne répond plus aux stratégies conservatrices sont traités chirurgicalement ^7,8. Les techniques chirurgicales conventionnelles pour la myélopathie cervicale, telles que les procédures de décompression et de stabilisation par distraction (fusion vertébrale), sont couramment utilisées pour soulager la compression neurale et restaurer la stabilité de la colonne vertébrale ^9,10. Bien que ces traitements chirurgicaux puissent soulager efficacement la douleur, ils ne parviennent pas à restaurer la fonction de l’unité vertébrale et entraînent souvent une dégénérescence accélérée ou une immobilisation complète du segment rachidien affecté. De plus, la fusion vertébrale a été associée au développement de la maladie des segments adjacents (TSA), car l’immobilisation des segments fusionnés peut entraîner une augmentation du stress mécanique et une dégénérescence accélérée aux niveaux adjacents. Néanmoins, cette association reste un sujet de débat en cours dans la littérature ^9,11.

Au cours des deux dernières décennies, le remplacement du disque intervertébral (IVD), connu sous le nom d’arthroplastie discale cervicale (CDA), à l’aide d’une prothèse discale artificielle, a été utilisé pour préserver la mobilité des segments et est devenu une option établie dans la pratique clinique humaine à la suite des approbations de la FDA au début des années 200012. Dans la phase préclinique, l’arthroplastie discale a été étudiée de manière approfondie à l’aide de modèles animaux expérimentaux tels que des chèvres, des moutons et des chiens 13,14,15. À ce jour, l’application vétérinaire de l’ADC chez le chien est rare et les études de suivi à long terme font défaut. Bien que quelques études aient rapporté le développement de disques artificiels pour maintenir la mobilité des segments chez les chiens^16,17, des preuves récentes de Falzone et al. (2022) mettent en évidence d’importantes limites. Leurs résultats ont démontré une incidence et une gravité plus élevées de l’affaissement chez les chiens traités avec des disques artificiels (disque Adamo) par rapport aux chiens subissant une fixation par distraction. La détérioration clinique et la nécessité d’une chirurgie de révision étaient également plus fréquentes chez les animaux traités avec des disques artificiels Adamo, soulevant des inquiétudes quant à ses performances biomécaniques à long terme¹⁸.

Bien que l’utilisation de l’ADC ait été approuvée chez l’homme et que diverses générations de disques artificiels soient maintenant disponibles, plusieurs limites rendent cette technique difficile, en particulier pour les jeunes patients qui ont besoin d’une stabilité à long terme de l’implant¹⁹. Les problèmes les plus critiques comprennent la migration, le déplacement et l’affaissement du disque artificiel²⁰. Par conséquent, un nouveau disque artificiel (BioAID) a été mis au point sur la base de l’hypothèse selon laquelle l’imitation de la structure naturelle et de la biomécanique de l’IVD peut aider à préserver les schémas de charge physiologiques et à réduire le risque de perturbation des segments rachidiens adjacents.

Dans ce DIV artificiel biomimétique (BioAID), le noyau pulpeux (NP) du DIV naturel est simulé par un noyau interne viscoélastique, l’anneau fibreux (AF) est représenté par une gaine en fibre de polyéthylène à très haut poids moléculaire (UHMWPE) résistante à la tension, et la connexion entre le DIV et les vertèbres adjacentes est reproduite par des plaques d’extrémité en titane avec des quilles qui assurent la stabilité, l’ancrage et la résistance à la migration. Pour évaluer sa fonctionnalité, l’implant repose sur l’accès à la face ventrale du cou, le retrait de l’IVD et l’utilisation d’instruments chirurgicaux spécialisés spécialement conçus pour l’implantation de disques artificiels. Une approche chirurgicale personnalisée, associée à ces instruments chirurgicaux spécialisés, est nécessaire en raison des caractéristiques structurelles et fonctionnelles uniques du disque artificiel, qui le distinguent des systèmes CDA conventionnels. Dans le but de traduire la technique en utilisation clinique chez les patients humains et vétérinaires, le présent travail fournit un manuel détaillé pour l’implantation de disques artificiels, décrivant la planification chirurgicale et la méthode au niveau C4-C5 IVD dans un modèle de chèvre - un animal fréquemment utilisé dans la recherche sur la colonne vertébrale en raison de sa pertinence anatomique et de son accessibilité.

Le DIV artificiel biomimétique est conçu pour imiter la structure et la fonction du disque naturel (Figure 1A,B). La conception originale de cet implant (se référer au TABLEAU DES MATÉRIAUX) était composée d’un hydrogel gonflant gélatineux qui simule le noyau pulpeux, d’une membrane en polyéthylène à ultra-haut poids moléculaire (UHMWPE) qui englobait le noyau de l’hydrogel, d’une gaine en fibre UHMWPE à haute résistance recouverte d’hydroxyapatite qui représente l’AF, et de plaques d’extrémité en titane imprimées en 3D avec des quilles (Figure 1C) qui fixent le disque aux vertèbres adjacentes. L’évaluation biomécanique de la conception originale de ce nouveau disque artificiel a montré qu’il peut imiter le comportement cinématique du disque intervertébral remplacé²¹. Dans la version la plus récente de cet implant, le noyau interne de l’hydrogel a été remplacé par un matériau viscoélastique (polycarbonate polyuréthane (PCU) (Figure 1D). L’implant de disque artificiel a d’abord subi un traitement de gravure au plasma, puis une stérilisation à l’aide de la méthode de stérilisation à l’oxyde d’éthylène (EO) (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX) et a été testée pour la stérilité à l’aide d’une analyse de croissance bactérienne aérobie/anaérobie (ABG).

Figure 1 : La conception de l’implant de disque artificiel. (A) Vue schématique en coupe transversale de l’implant de disque artificiel. (B) Images réelles de l’implant de disque artificiel. (C) Conception de la plaque d’extrémité en titane avec mesures correspondantes. (D) Représentation schématique du noyau interne viscoélastique. Adapté de Jacobs et al. (2023)²¹ avec des modifications. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Diverses modalités d’imagerie ont été utilisées tout au long de l’étude pour assurer une planification, un guidage et une évaluation précis de la pose de l’implant. L’imagerie préopératoire était essentielle pour évaluer les structures anatomiques et vérifier l’adéquation et l’ajustement de l’implant. L’imagerie peropératoire a permis une exécution chirurgicale précise et l’imagerie postopératoire a été utilisée pour vérifier le positionnement et l’alignement de l’implant. Toutes les procédures d’imagerie ont été effectuées conformément aux directives de l’établissement et aux règlements de radioprotection.

L’imagerie radiographique préopératoire a été réalisée à l’aide d’un appareil à rayons X numériques (se référer au TABLEAU DES MATÉRIAUX) afin d’analyser les structures anatomiques et de déterminer la taille de l’espace IVD, nécessaire à la planification préopératoire. Des radiographies ventro-dorsales et latérales standard ont été prises avec les bons réglages de positionnement et d’exposition pour fournir la meilleure qualité d’image. Au cours de l’opération, un appareil de fluoroscopie à arceau (se référer au TABLEAU DES MATÉRIAUX) a été utilisé pour guider la procédure et confirmer la bonne mise en place de l’implant. Un scanner CT haute résolution (se référer au TABLEAU DES MATÉRIAUX) a été utilisé pour évaluer la pose postopératoire de l’implant et l’alignement anatomique. Pour un examen détaillé, des images axiales en tranches minces ont été acquises, permettant une reconstruction multiplanaire et une visualisation tridimensionnelle. Afin d’assurer une évaluation précise des résultats postopératoires, l’analyse d’images a été effectuée à l’aide d’un logiciel spécialisé (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX).

Pour fournir un manuel pour l’implantation de disques artificiels, le protocole décrit la prise en charge préopératoire, l’anesthésie, l’intervention chirurgicale et les soins postopératoires.

Protocole

Le projet a été approuvé par l’Autorité centrale nationale pour les procédures scientifiques sur les animaux (numéro CCD : AVD10800202114750-1) avec les procédures animales détaillées dans un protocole de travail approuvé par l’organisme local de bien-être (14750-1-02), et deux cadavres de chèvres laitières néerlandaises issus d’une étude non liée (CCD : AVD11500202216382) ont été utilisés pour tester la technique d’implantation. Pour tester la procédure d’implantation in vivo, quatre chèvres laitières néerlandaises (82-105 kg, 3-5 ans) ont été achetées à un éleveur local. Les animaux ont été logés en groupe dans des conditions environnementales contrôlées, notamment une température, une humidité et une ventilation régulées. Ils avaient un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau et étaient traités conformément aux directives établies en matière de bien-être animal.

1. Conception et production d’instruments

1. Conception et production du disque artificiel d’essai
   1. Concevoir un disque d’essai avec et sans quille (Figure 2A, B) en fonction de la taille des implants de disques artificiels. Le disque d’essai mesurait 14 mm × 13 mm × 5 mm, ce qui correspond aux dimensions de l’implant de disque artificiel.
   2. Utilisez le logiciel spécialisé (reportez-vous à la TABLE DES MATÉRIAUX) pour concevoir le disque d’essai, une version sans quilles et une version avec quilles, et connectez-le avec une barre de maintien.
      REMARQUE : Les implants de disques artificiels personnalisés utilisés dans cette étude avaient des dimensions similaires de 14 mm × 13 mm × 5 mm. Les deux versions du disque d’essai sont conçues pour répondre à différents besoins chirurgicaux : la version sans quille est utilisée pour dimensionner l’espace IVD après discectomie, tandis que la version avec quilles assure la bonne création de canaux dans la plaque d’extrémité et sert de nettoyeur de quille.
   3. Imprimez le disque d’essai en alliage de titane de qualité médicale (Ti6AI4V ELI grade 23) en utilisant la technologie de fusion laser sélective avec une imprimante métal directe (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
   4. Post-traitez les essais de disques, y compris le polissage manuel et le nettoyage par ultrasons (reportez-vous à la TABLE DES MATÉRIAUX).
2. Conception et production du guide de scie à disque artificielle
   1. Scannez le support de la cage vertébrale disponible dans le commerce (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX) en mettant l’accent sur les deux barres filetées qui saisissent et relient fermement la cage au support (Figure 2C).
   2. Concevez la cage de guidage de la scie (15 mm x 14 mm x 5 mm), concevez une fente centrale (13 mm x 1 mm) pour la scie, ouverte sur le côté ventral et fermée sur le côté dorsal (Figure 2C) qui fait office de butée de scie. Concevez deux inserts filetés compatibles sur le côté ventral du guide de scie compatible avec le support à l’aide du logiciel spécialisé.
   3. Fabriquez le guide de scie par fusion laser sélective de Ti6Al4V ELI grade 23, un alliage de titane médical certifié, à l’aide d’une imprimante métallique directe, fournie par le fabricant de l’implant.
      REMARQUE : Tous les instruments d’implantation ont été stérilisés à l’aide d’un autoclave à la vapeur à une température de 134 °C pendant 80 min (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX).
   4. Conception de l’inséreuse de disque artificiel
      1. Concevoir une inséreuse basée sur la courbure de la zone dorsale du disque artificiel (Figure 2D) et la produire à l’aide de la technologie de fusion sélective au laser avec une machine d’impression directe en métal exploitée par le fabricant de l’implant.
         REMARQUE : L’approche de la procédure d’implantation a d’abord été réalisée sur des vertèbres cervicales de chèvre cadavérique afin de déterminer sa faisabilité et la pertinence des dispositifs d’implantation. Après l’implantation cadavérique, l’évaluation radiographique a confirmé la faisabilité de la procédure (figure supplémentaire S1). La section sur l’intervention chirurgicale dans le modèle de chèvre in vivo comprend un aperçu complet du processus d’implantation.

Figure 2 : Instruments d’implantation en titane imprimés en 3D pour l’insertion de disques artificiels. (A) disque artificiel d’essai sans quilles, (B) disque artificiel d’essai avec quilles, (C) guide de scie à disque artificiel + support, (D) inséreur de disques artificiels. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Prise en charge préopératoire et anesthésie

1. Effectuez un examen général des chèvres avant l’anesthésie.
2. Anesthésier la chèvre en suivant le protocole ci-dessous (se référer à la TABLE DES MATIÈRES).
   1. Prémédication : Avant l’anesthésie, administrer 0,01 mg/kg de dexmédétomidine par voie intraveineuse comme sédatif
      REMARQUE : Avec une concentration disponible de 0,5 mg/mL, le volume d’injection résultant variait de 1,64 mL à 2,1 mL, selon le poids de l’animal.
   2. Pour induire une anesthésie, injecter 2 à 4 mg/kg de propofol par voie intraveineuse.
      REMARQUE : Le propofol a été administré à une concentration disponible de 20 mg/mL.
   3. Gestion des voies respiratoires : Intuber l’animal et maintenir l’anesthésie avec de l’isoflurane inhalé et de l’oxygène.
   4. Utilisez une perfusion à débit constant (IRC) de propofol (10 mg/kg/min, IV), de rémifentanil (0,03 mg/Kg/h, IV) et de cis-atracurium (0,09 mg/kg/h, IV) pour maintenir l’anesthésie et procurer une analgésie et une relaxation musculaire pendant la chirurgie.
      REMARQUE : Dans cette étude, le cis-atracurium (2 mg/mL) et le propofol (20 mg/mL) ont été utilisés en perfusions continues. Les volumes finaux de perfusion ont été calculés en fonction de la dose requise et du poids corporel. Le rémifentanil (2 mg/flacon) a été reconstitué avec 2 mL d’eau stérile et dilué avec 48 mL de solution saline pour obtenir une concentration finale de 40 μg/mL, permettant une perfusion précise en fonction de la dose requise et du poids corporel.
   5. Surveillance : Pour garantir la stabilité, surveillez en permanence les paramètres vitaux tels que la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, les niveaux de dioxyde de carbone en fin d’expiration, la saturation artérielle en oxygène, la pression artérielle non invasive et les données électrocardiographiques.
3. Placez une sonde urinaire de Foley à demeure dans la vessie en utilisant une technique stérile (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
   1. Préparation : Créez un environnement stérile pour le cathétérisme. Coupez les poils de la voûte vaginale ventrale chez les chèvres.
   2. Nettoyage : Désinfectez la zone avec une solution de povidone iodée et rincez la voûte vaginale avec 10 à 12 ml de solution de povidone iodée diluée.
   3. Pour éviter la contamination, utilisez des techniques aseptiques telles que le lavage des mains et l’utilisation de gants stériles.
   4. Avant d’insérer le cathéter de Foley, appliquez un lubrifiant stérile sur son extrémité distale. Maintenez une méthode aseptique pendant la procédure.
   5. Fixation du cathéter : Une fois que le cathéter a été correctement positionné dans la vessie, gonflez le ballonnet avec de l’eau stérile selon les instructions du fabricant pour le fixer et éviter qu’il ne se déloge.
   6. Collecte d’urine : Fixez l’orifice de drainage du cathéter de Foley à un sac de collecte d’urine pour aider à surveiller et à gérer la production d’urine.
4. Insérez un tube pharyngé dans la chèvre pour éviter les ballonnements et les régurgitations pendant la chirurgie
   1. Placez la chèvre en position couchée sternale pour faciliter la mise en place du tube.
   2. Assurez-vous que la tête et le cou sont légèrement étendus vers l’avant.
   3. Choisissez un tube de la longueur et du diamètre appropriés à la taille de la chèvre.
   4. Lubrifiez le tube avec un gel à base d’eau pour minimiser les traumatismes lors de l’insertion.
   5. Utilisez un bâillon pour garder la bouche ouverte et empêcher la chèvre de mordre le tube.
   6. Passez doucement le tube sur la langue et dirigez-le vers l’oropharynx.
   7. Avancez le tube avec précaution, en veillant à ce qu’il soit correctement positionné dans le pharynx sans le forcer.
5. Administrer l’amoxicilline-acide clavulanique pour injection à une dose de 10 mg/kg par voie intraveineuse 30 min avant l’incision cutanée (se référer au TABLEAU DES MATIÈRES).
6. Placez l’animal en position couchée dorsale avec le cou en extension. Utilisez un appui-tête rembourré ou un sac de sable pour maintenir un bon alignement de la tête et pour fournir un soutien. Utilisez un coussin en mousse ou un pouf sous le cou pour maintenir l’alignement de la colonne cervicale (figure 3).
   REMARQUE : Pour éviter des complications telles qu’une extension excessive, une pression excessive sur la colonne cervicale ou une compression du tronc cérébral, assurez-vous que le cou est positionné dans un alignement neutre et stable tout au long de la procédure.
7. Rasez la zone ventrale du cou, du crâne à l’entrée thoracique, et nettoyez avec une solution iodée.
8. Préparez-vous à la chirurgie en effectuant un dernier gommage chirurgical stérile sur le cou. Nettoyez la peau deux fois avec du gluconate de chlorhexidine à 4 %, suivi de deux applications de digluconate de chlorhexidine à 0,5 % m/v en spray d’alcool à 70 % (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
9. Placez quatre champs chirurgicaux stériles et étanches autour du site opératoire (reportez-vous à la TABLE DES MATÉRIAUX).
10. Couvrez le site chirurgical exposé avec un champ imprégné d’iode et fixez-le avec des pinces à serviettes.

Figure 3 : Configuration peropératoire pour l’implantation d’un disque artificiel chez une chèvre. La chèvre est positionnée en position couchée dorsale sur la table d’opération, soutenue par un matelas de sable assisté par vide pour maintenir un positionnement et une stabilité appropriés. Les illustrations schématiques (au milieu et à droite) représentent la configuration du positionnement, y compris le coussinet (de couleur jaune) placé sous le cou pour fournir un soutien et un alignement cervicaux. Les marques rouges indiquent le site chirurgical pour l’implantation d’un disque artificiel. Cette configuration assure un alignement optimal de la colonne vertébrale tout en minimisant les points de pression pendant la procédure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Intervention chirurgicale

1. Identifier la région de l’approche chirurgicale entre le larynx et l’entrée thoracique et palper les vertèbres cervicales (atlas de C1 et apophyse transversale de C6) pour l’orientation.
2. Faites une incision cutanée médiane ventrale du larynx au manubrium du sternum.
3. Disséquez à travers l’hypoderme et le muscle platysma, exposant la musculature cervicale sous-jacente. Utilisez l’électrocautérisation bipolaire pour contrôler et minimiser les hémorragies (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
4. Identifiez les muscles sterno-yoïdéus gauche et droit (médial) et sternomastoïde (caudolatéral), qui s’étendent longitudinalement le long du cou ventral.
5. Séparez et rétractez les ventres musculaires du sternohyoïde et du sternomastoïde sur la ligne médiane et exposez soigneusement la trachée sous-jacente. Effectuez une dissection contondante sur le côté droit de la trachée et rétractez-la doucement avec l’œsophage sur le côté gauche avec un écarteur auto-retenant Collin (bébé) (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX). Protégez la trachée et le nerf laryngé récurrent de la lame de l’écarteur autorétentif avec de la gaze humidifiée interposée.
6. Rétractez latéralement la gaine carotide droite (contenant l’artère carotide, le nerf vagal et la veine jugulaire) vers le côté droit avec l’autre lame de l’écarteur auto-retenant Collin (bébé) et protégez-la avec de la gaze interposée.
7. Identifiez le ventre des muscles longus colli et leur attachement à l’apophyse vertébrale ventrale des vertèbres cervicales.
8. Identifiez C6 par ses grandes apophyses transverses gauche et droite s’étendant latéralement-ventralement, puis palpez l’apophyse ventrale singulière de C5 sur la ligne médiane juste crânienne des apophyses transverses de C6.
9. Ensuite, identifiez l’apophyse ventrale singulière de C4 à un niveau crânien.
10. Exposez les surfaces ventrales des corps vertébraux C4 et C5 en séparant brutalement les muscles longus colli avec un ciseau à pointe émoussée de chaque côté de la ligne médiane et identifiez la crête vertébrale ventrale médiane pour confirmer l’alignement dorso-ventral parfait de l’unité vertébrale C4-C5. Utilisez l’électrocautérisation bipolaire pour contrôler les hémorragies du ventre musculaire.
11. Utilisez deux écarteurs Gelpi auto-retenus pour rétracter le ventre des muscles longus colli et maintenir l’exposition des corps vertébraux de C4 et C5 (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX) (Figure 4A).
12. Localiser l’espace discal C4-C5 immédiatement caudalement à l’apophyse épineuse ventrale de C4 à l’aide de la palpation, de repères anatomiques, et confirmer par fluoroscopie à l’aide d’un marqueur métallique (par exemple, aiguille hypodermique (22G)).
13. Ensuite, effectuez une discectomie partielle limitée à l’aide d’un scalpel n° 11 ou d’un couteau à castor n° 64 et 65 (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX). Effectuez une incision rectangulaire avec le côté long (10-15 mm) parallèle à la plaque d’extrémité vertébrale et le côté court (5 mm) latéral et perpendiculaire aux plaques d’extrémité (Figure 4A).
14. Retirez l’AF ventrale rectangulaire incisée en un seul morceau et explorez le noyau pulpeux central avec une sonde neurochirurgicale à pointe sphérique de 1 mm et retirez le matériau du noyau. Le disque est légèrement orienté de la caudale au crâne lors de la progression de la discectomie de ventrale à dorsale. Éviter la pénétration de la discectomie du côté dorsal dans le canal vertébral.
15. Identifiez la partie centrale des corps vertébraux C4 et C5 sur la face ventrale à l’aide d’une sonde neurochirurgicale à pointe sphérique et explorez la surface de la plaque d’extrémité. La plaque d’extrémité C4 a une surface légèrement concave, tandis que la plaque d’extrémité C5 a une surface convexe.
16. Placez des marques sur la ligne médiane, à mi-chemin entre les corps vertébraux C4 et C5 pour l’application du distracteur Caspar.
17. Utilisez un foret de 2,0 mm fixé à une perceuse à basse vitesse et percez un trou pilote sur les marques, progressant à travers le cortex cis et dans l’os spongieux, mais évitez la pénétration du cortex trans (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
18. Percez à un angle de 90° par rapport à la surface vertébrale ventrale pour créer des trous pilotes sur les corps vertébraux C4 et C5.
19. Sondez les trous à l’aide d’une jauge de profondeur pour évaluer que la profondeur des trous est suffisante pour fixer les fils K et pour confirmer que le transcortex n’est pas pénétré dans le canal vertébral.
20. Insérez deux fils K de 2,5 mm dans les avant-trous à l’aide d’une perceuse à basse vitesse, en vous assurant qu’ils sont bien fixés mais pas excessivement profonds (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
21. Utilisez la fluoroscopie pour confirmer le placement correct des fils K, l’alignement avec l’espace discal C4-C5 et l’absence d’implication du transcortex.
22. Connectez le distracteur vertébral Caspar aux fils K sur les corps vertébraux C4 et C5 (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
23. Assurez-vous que les bras du distracteur sont positionnés symétriquement pour éviter une charge asymétrique.
24. Serrez progressivement le distracteur pour agrandir l’espace IVD entre C4 et C5 (environ 2-3 mm au-delà de la hauteur normale du disque) afin de permettre une meilleure visualisation et de faciliter l’ablation complète du NP et de l’AF dorsal.
    REMARQUE : Appliquez une distraction lente et évitez une distraction excessive pour éviter d’endommager les plaques vertébrales ou les structures adjacentes et d’étirer la tension sur la moelle épinière ou la racine nerveuse.
25. Utilisez la curette vertébrale et la pince de préhension Chevalier Jackson pour vider complètement la partie médiane dorso-ventrale centrale de l’IVD afin de permettre l’insertion d’instruments et de disque artificiel (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
26. Une fois que le tissu du disque, y compris les tissus NP et AF, a été retiré et que tout le matériau visible du disque a été éliminé, l’espace vide du disque est rincé pour éliminer tous les débris de microdisque restants. Utilisez un microscope opératoire ou des loupes grossissantes pour assurer l’élimination complète du matériau du disque.
    REMARQUE : Il est essentiel d’enlever l’ensemble des tissus centraux NP et AF pour éviter que tout tissu restant n’interfère avec la mise en place de l’implant, la cicatrisation ou la stabilité biomécanique. Cependant, les tissus AF latéraux attachés aux ligaments latéraux doivent être préservés, car ils assurent la stabilité des niveaux de la colonne vertébrale après bio-implantation (voir figure supplémentaire S1A). Un retrait incomplet peut entraîner des conséquences telles que des réponses inflammatoires, une mauvaise intégration de l’implant ou une compression prolongée.
27. Assurez-vous de ne pas endommager l’AF latéral et le ligament longitudinal dorsal pour assurer la stabilité du disque artificiel après l’implantation et éviter la luxation vertébrale.
28. Ensuite, débrider soigneusement les plaques d’extrémité cartilagineuses à l’aide d’une curette à disque Scoville (reportez-vous à la TABLE DES MATÉRIAUX).
29. Préservez l’os sous-chondral pour maintenir la stabilité et prévenir l’effondrement de la plaque vertébrale et l’affaissement futur.
30. Insérez le disque d’essai sans quille pour évaluer le bon placement du disque artificiel et assurez-vous qu’il atteint la profondeur appropriée par rapport à l’espace IVD (figure 4B). Confirmez le placement à l’aide de la fluoroscopie.
31. Retirez le disque d’essai sans quilles. Connectez le guide de scie au support et insérez-le dans l’espace préparé, en assurant un alignement correct en alignant la fente ouverte exactement avec la crête vertébrale ventrale de C4 et C5 (voir figure supplémentaire S1A). Confirmez l’insertion correcte du guide de scie par fluoroscopie, puis débranchez et retirez le support.
32. Alignez une lame de scie de 0,6 mm d’épaisseur avec la crête vertébrale médiane ventrale de C4 et C5, y compris la fente ouverte du guide de scie, et commencez à scier à l’aide d’une scie oscillante ventrale à dorsale sous un rinçage salin continu (Figure 4C, Figure supplémentaire 1A). Arrêtez le sciage lorsque la lame entre en contact avec le côté dorsal fermé en titane de la fente. Utilisez une lame de scie traumatique (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
33. Avec la lame de scie insérée, effectuez une fluoroscopie et vérifiez les fentes de sciage dans les corps vertébraux C4 et C5 (Figure 4C, Figure 5B).
34. Reconnectez le support au guide de scie, puis retirez soigneusement le guide de scie. Maintenez la distraction avec l’écarteur Caspar.
35. Insérez le disque d’essai avec les quilles dans l’espace du disque pour nettoyer les canaux de quille et assurer un bon placement. Utilisez la fluoroscopie pour confirmer l’alignement et l’adéquation des canaux créés (Figure 5C).
36. Retirez le disque d’essai avec les quilles.
37. Déballez le dispositif de disque artificiel et vérifiez les quilles en titane sur les côtés crânien et caudal de la gaine en fibre de l’implant (Figure 1B). Assurez-vous que les quilles sont intactes, ce qui est essentiel pour une fixation sûre et une bonne intégration avec les plaques d’extrémité vertébrales. Identifiez la face dorsale et la face ventrale de l’implant. La face ventrale a un contour légèrement plus convexe ou arrondi, tandis que la face dorsale semble plus plate ou plus large (figure 1B).
    REMARQUE : Les quilles ventrales de la plaque d’extrémité en titane sont plus épaisses que les quilles dorsales (1,3 mm contre 1 mm) (figure 1C). Cette différence joue un rôle crucial dans la réduction du risque de luxation après l’implantation, car les carènes dorsales sont insérées en premier, suivies des carènes ventrales dans les canaux créés.
38. Appuyez fermement sur la face ventrale de la gaine en fibre du disque artificiel dans le support d’insert de disque et poussez le disque artificiel dans l’espace disque préparé (Figure 4D) (Figure supplémentaire S1B).
39. Alignez la prothèse avec la ligne médiane des vertèbres pour assurer un bon positionnement. Utiliser la fluoroscopie pour confirmer le bon placement du disque artificiel, l’assise correcte des carènes dorsale et ventrale du côté crânien et caudal (Figure 5D). Relâchez la distraction sur le distracteur Caspar.
40. Avec l’insertion correcte du disque artificiel, le bord ventral du disque artificiel doit affleurer ou être légèrement dorsal à la surface ventrale de l’os vertébral (Figure 6A).
41. Retirez le distracteur Caspar et les fils K de 2,5 mm.
42. À l’aide de la meule à grande vitesse de 1 à 2 mm, créez un trou rond (5 mm de diamètre) à l’intérieur de la fente ventrale de la scie caudale sur C4 et crânienne sur C5, immédiatement ventralement jusqu’à la quille ventrale (figure 6B) (figure supplémentaire S1C).
43. Préparez le ciment osseux selon les instructions du fabricant et appliquez du ciment osseux dans les trous du canal et laissez-le durcir pendant environ 10 minutes (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX) (Figure 4E, Figure 6C) (Figure supplémentaire S1D).
    REMARQUE : Maintenez un environnement bien ventilé pendant le mélange et l’application du ciment osseux. Utilisez une aspiration appropriée pour éliminer le sang et les liquides avant l’application afin d’éviter une mauvaise adhérence du ciment. D’après les instructions du fabricant, un rapport poudre/liquide de 36 % en masse a été utilisé, c’est-à-dire que pour chaque 40 g de poudre de polymère, 20 mL de liquide monomère ont été ajoutés.
44. Utilisez deux plaques de titane à 4 trous de 2,0 mm et coupez-les avec un coupe-plaque pour créer des plaques à 3 ou 2 trous (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX). Positionnez ces plaques latéralement les unes par rapport aux autres pour couvrir les canaux cimentés, en les scellant efficacement et en empêchant le déplacement du ciment (Figure 4F, Figure 6D).
45. Fixez la plaque à l’aide de deux vis de blocage de 2,0 mm après avoir percé le cortex cis avec un foret de 2,0 mm (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX) (Figure 4F, Figure 6D).
46. Lavez soigneusement le site chirurgical avec une solution saline chaude stérile pour éliminer les débris et la poussière osseuse.
47. Vérifiez la position du disque artificiel implanté à l’aide d’un dernier contrôle fluoroscopique (Figure 5E,F).
48. Rapprochez et suturez les muscles du long corps à l’aide de sutures résorbables (polydioxanone 2-0) (reportez-vous au TABLEAU DES MATÉRIAUX).
49. Repositionnez et suturez les muscles sternohyoïde et sternomastoïde avec des sutures résorbables (polydioxanone 2-0).
50. Utilisez des sutures résorbables (2-0 poliglecaprone 25 avec aiguille à point conique) selon un schéma simple et continu pour la couche sous-cutanée (voir le TABLEAU DES MATÉRIAUX).
51. Fermez la peau avec une suture sous-cutanée résorbable continue (2-0 poliglecaprone 25 avec aiguille coupante).

Figure 4 : Vue ventrale de l’unité vertébrale C4-C5 de la chèvre. Les écarteurs Gelpi sont utilisés pour rétracter la musculature des longs corps (à droite est crânienne, à gauche est caudale). La procédure d’implantation d’un disque artificiel comprend les étapes suivantes : (A) Discectomie - Retirez le disque intervertébral avec un couteau de castor pour préparer l’espace du disque pour l’implantation. (B) Placement du guide de scie - Positionnez le guide de scie avec la fente ouverte dans l’alignement de la crête vertébrale ventrale médiane (pointes de flèches vertes) pour assurer une préparation osseuse précise et contrôlée. (C) Création de canaux de quille - Utilisez une scie oscillante pour créer des canaux dans la plaque d’extrémité osseuse en ligne avec la crête vertébrale ventrale médiane (pointes de flèches vertes) pour un bon positionnement de l’implant. (D) implantation de disque artificiel - Insérez le disque artificiel (flèche jaune) dans l’espace du disque intervertébral (DIV). (E) Application de ciment - Appliquez du ciment osseux (flèches bleues) dans les canaux osseux préparés de la plaque d’extrémité pour empêcher la migration de la quille. (F) Couverture des canaux - Sécurisez le site en recouvrant les canaux avec des plaques de titane (flèches blanches). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Suivi du processus d’implantation du disque artificiel par fluoroscopie en peropératoire. (A) Le positionnement du fluoroscope dans la salle d’opération. (B) Vérification de l’alignement du guide de scie et évaluation de la profondeur du canal créé par la lame de scie. (C) Un disque artificiel d’essai avec des quilles est utilisé pour évaluer les canaux préparés et fonctionner comme un nettoyeur de quille. (D) Vérifier le bon placement du disque artificiel, en s’assurant que les carènes dorsale et ventrale sont correctement placées sur les côtés crânien et caudale. (E et F) Après l’insertion de l’implant de disque artificiel, l’application de bouchons de ciment dans les canaux ventraux et la mise en place de plaques sur les ouvertures des canaux ventraux, une fluoroscopie est effectuée pour l’évaluation finale du disque artificiel implanté, E (vue ventro-dorsale), B, C, D et F (vue latérale). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Graphique 6. Schéma d’implantation d’un disque artificiel et mesures supplémentaires pour empêcher la migration de la quille. (A) Implantation appropriée de l’implant de disque artificiel au centre de l’espace du disque intervertébral. (B) La partie ventrale des deux canaux est légèrement élargie et arrondie à l’aide d’une meule alimentée électriquement, tout en maintenant soigneusement une distance par rapport aux plaques d’extrémité. (C) Les ouvertures des canaux ventraux sont remplies de ciment osseux, bloquant la quille ventrale de la plaque d’extrémité en titane dans le dispositif à disque artificiel pour qu’elle puisse sortir des canaux. (D) Des plaques de titane sont utilisées pour bloquer efficacement les canaux et empêcher les bouchons de ciment de se déloger. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Récupération et prise en charge postopératoires

1. Effectuez une tomodensitométrie de la région cervicale pour évaluer la position du disque artificiel après l’implantation (Figure 7).
2. Appliquez un manchon en mousse autour du cou et un léger bandage pour soutenir le site d’implantation chirurgicale (reportez-vous à la TABLE DES MATÉRIAUX).
3. Permettre une marche postopératoire contrôlée si nécessaire pour la miction et la défécation après le retrait du cathéter de Foley et une fois que la miction volontaire est observée.
4. Administrer la flanixine méglumine comme analgésique à une dose de 2,2 mg/kg jusqu’à cinq jours après l’implantation (se référer au TABLEAU DES MATIÈRES).
5. Appliquez un timbre à la buprénorphine pour l’analgésie topique sur chaque chèvre, en veillant à ce qu’il reste en place pendant quatre jours (voir la TABLE DES MATIÈRES).
6. À titre prophylactique, administrer de la néomycine-procaïne benzylpénicilline à une dose de 5 mg/kg par jour pendant les trois jours suivant l’implantation (se référer au TABLEAU DES MATIÈRES).
   REMARQUE : Dans cette étude, la flunixine méglumine (50 mg/mL) a été administrée à 2,2 mg/kg et la néomycine-procaïne benzylpénicilline à 5 mg/kg à l’aide d’une formulation combinée contenant de la néomycine (100 mg/mL) et de la procaïne benzylpénicilline (200 mg/mL) ; Dans les deux cas, les volumes finaux d’injection ont été calculés en fonction du poids corporel de l’animal. Pour améliorer la clarté et favoriser la reproductibilité, un diagramme de flux de travail résumant l’ensemble du processus, de la préparation préopératoire au suivi postopératoire, a été ajouté à la figure 8.

Graphique 7. Tomodensitométrie postopératoire de l’implantation d’un disque artificiel. Les vues CT ont démontré que l’implant est bien en place, avec les canaux dans la C4 : (A) vue transversale et (D) vue sagittale, et C5 : (B) vue transversale et (E) plaques d’extrémité en vue sagittale bloquées par du ciment osseux, qui est indiqué par des flèches rouges. Les canaux ont été créés dans la ligne médiane des plaques d’extrémité C4 et C5, comme mesuré dans les vues transversales (A et B) et montré dans la vue axiale (C). L’espace du disque intervertébral (IVD) a également été mesuré postopératoirement à différents niveaux de DIV dans les vues sagittales (F). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 8 : Vue d’ensemble du déroulement chirurgical, de la préparation préopératoire au suivi postopératoire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Résultats

Un modèle de chèvre cadavérique a été utilisé pour familiariser l’équipe chirurgicale avec la procédure avant de commencer l’étude in vivo . Le protocole sur cadavre utilise un modèle de cadavre de chèvre pour permettre aux chercheurs et aux chirurgiens de la colonne vertébrale de pratiquer l’intervention chirurgicale d’implantation d’un nouveau disque intervertébral artificiel dans l’espace intervertébral C4-C5 dans un environnement réaliste, semblable à celui d’une salle d’opération. L’imagerie par rayons X a été réalisée sur un cadavre afin de confirmer l’absence de dommages importants à l’implant du disque artificiel et aux plaques d’extrémité osseuses après l’implantation (figure supplémentaire S1E). Pour améliorer le réalisme de l’ensemble de formation chirurgicale, un cadavre de chèvre entier frais a été utilisé, permettant un placement précis sur la table d’opération tout en conservant la couleur, la texture et la fermeté naturelles des tissus. Chaque étape de l’intervention chirurgicale a exposé la région d’intérêt dans les vertèbres cervicales et a été réalisée conformément à la pratique neurochirurgicale standard²².

L’étude in vivo de l’implantation d’un disque artificiel chez les 4 chèvres a montré l’exécution réussie de ce protocole au niveau C4-C5 dans le modèle animal de chèvre et a donné des résultats prévisibles en termes de précision chirurgicale et de stabilité immédiate de l’implant. L’imagerie intra et post-procédure, telle que la fluoroscopie, la radiographie et la tomodensitométrie, a systématiquement vérifié le placement précis de la prothèse dans l’espace IVD.

L’utilisation de la fluoroscopie peropératoire lors d’étapes critiques, telles que l’insertion du disque d’essai, le positionnement du guide de scie et la mise en place du disque artificiel final, a garanti la précision et évité les erreurs de procédure. À la fin de la procédure de sciage, l’inspection des canaux de quille préparés a révélé des traces de quille propres et bien alignées, sans signe de bavure excessive ou de dommages aux structures environnantes. Les bouchons de ciment osseux ont servi de blocage ventral adéquat pour la migration de la quille dans les canaux, créant ainsi une base stable pour la prothèse discale artificielle.

La TDM s’est avérée être une méthode d’imagerie postopératoire précieuse, permettant des reconstructions multiplanaires qui ont permis une évaluation précise du positionnement tridimensionnel de l’implant par rapport à l’espace IVD et aux plaques d’extrémité vertébrales (Figure 7). L’alignement correct du disque artificiel, la restauration de la hauteur du disque et la préparation symétrique du chenal de quille ont été obtenus avec une variation minimale (figure 7). De plus, l’application de plaques de verrouillage en titane a permis d’étanchéifier efficacement les bouchons cimentés pour éviter le déplacement du ciment.

L’imagerie fluoroscopique de suivi (24 h et 21 jours après l’implantation) a permis de confirmer la position du disque artificiel et l’intégrité structurelle des vertèbres environnantes (Figure 9).

Figure 9 : Suivi postopératoire de l’implantation d’un disque artificiel. (A-B) L’un des animaux implantés observé 24 heures après l’opération, accompagné de l’image fluoroscopique correspondante, montrant des signes de prise en charge adéquate de la douleur et de bien-être général, tels qu’une posture normale. (C-D) Le même animal a été évalué 21 jours après l’implantation, avec une image fluoroscopique confirmant la mise en place sécurisée de l’implant. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les résultats fonctionnels, y compris la récupération neurologique et la mobilité, ont été évalués au cours de la période de 21 jours suivant l’implantation chez les quatre chèvres. Tout au long de cette période, tous les animaux ont montré un comportement normal, ont maintenu un bon appétit et n’ont montré aucun signe de douleur, de déficits neurologiques ou de boiterie. De plus, aucun signe d’infection du site opératoire n’a été observé chez l’une des quatre chèvres tout au long de la période de 21 jours suivant l’implantation, sur la base de signes cliniques tels qu’une température corporelle normale, l’absence de gonflement, de rougeur ou d’écoulement au site chirurgical, un appétit stable, un comportement normal et l’absence de boiterie ou de maladie systémique (vidéo supplémentaire S1 et vidéo supplémentaire S2).

Figure supplémentaire S1 : Arthroplastie du disque cervical d’une chèvre cadavérique à l’aide de l’implant de disque artificiel dans l’espace du disque intervertébral C4-C5 pour évaluer la faisabilité de la technique d’implantation. La procédure comportait les étapes suivantes : (A) Discectomie et création de canaux dans les plaques terminales osseuses en ligne avec la crête vertébrale ventrale médiane (pointes de flèches vertes). (B) Implantation du dispositif à disque artificiel. (C) Expansion des canaux créés à l’aide d’une meule électrique (flèche jaune). (D) Insertion de ciment osseux dans les canaux (flèche noire), suivie d’une couverture avec une plaque de titane pour empêcher l’extrusion du bouchon de ciment osseux. (E) Vues radiographiques ventro-dorsale (à gauche) et latérale (droite) obtenues après l’implantation du disque artificiel et l’application du ciment osseux, mais avant la mise en place de la plaque de titane sur les bouchons de ciment osseux. Les quilles de la plaque d’extrémité en titane (flèches rouges) du dispositif à disque artificiel sont positionnées dans les canaux de quille de chaque plaque d’extrémité vertébrale. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Vidéo supplémentaire S1 : La séquence vidéo montre l’animal trois jours après l’implantation du disque artificiel. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Vidéo supplémentaire S2 : La vidéo, enregistrée 21 jours après l’implantation d’un disque artificiel, a capturé les 4 animaux de laboratoire présentant un comportement normal. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Les résultats de cette étude sur des modèles animaux de chèvre cadavérique et in vivo démontrent la précision et la reproductibilité du protocole décrit pour l’implantation de disques artificiels au niveau C4-C5 dans les épines cervicales. Cette étude a permis d’évaluer efficacement la faisabilité technique de la procédure, en mettant l’accent sur l’importance de l’imagerie, d’une instrumentation personnalisée spécifique et d’un bon alignement de l’implant, des structures vertébrales et de l’approche chirurgicale au cours des étapes chirurgicales clés²³.

Un résultat important de cette étude a été la création fiable de canaux de quille correctement alignés et la position stable de la prothèse. L’utilisation systématique de la fluoroscopie pendant l’intervention chirurgicale a permis d’assurer la précision, en particulier lors de la mise en place du disque d’essai et de l’insertion finale de la prothèse. Cette approche basée sur l’imagerie vise à minimiser le risque de désalignement, qui a été signalé comme une complication potentielle dans des études antérieures sur l’implantation de disques^{artificiels 24}. De plus, l’application du distracteur vertébral Caspar a fourni un espace de travail contrôlé et stable, permettant un enlèvement précis du matériau du disque et une préparation du canal de quille. L’utilisation du distracteur vertébral Caspar pour l’implantation de disques artificiels a étroitement reflété les approches utilisées dans la décompression et la fixation cervicales antérieures, soutenant davantage le potentiel translationnel de ce protocole²⁵.

Le ciment osseux, en particulier le polyméthacrylate de méthyle (PMMA), a souvent été utilisé dans des traitements tels que la vertébroplastie et la cyphoplastie pour stabiliser les fractures de la colonne vertébrale^{par compression 25}. Le ciment osseux a également été utilisé pour améliorer la fixation des vis pédiculaires dans les épines ostéoporotiques, car il a été prouvé qu’il améliore leur stabilité dans l’os compromis²⁶. Dans la technique chirurgicale actuelle, des plaques de verrouillage en ciment osseux et en titane ont été utilisées pour augmenter la stabilité en ancrant la prothèse et en limitant le déplacement, et en permettant l’évaluation de l’ostéo-intégration à long terme du manteau de la gaine en fibre du disque artificiel avec la plaque d’extrémité vertébrale. Ces précautions ont été mises en œuvre pour améliorer l’intégrité à long terme de l’implant et assurer une fixation vertébrale durable. Cependant, l’utilisation supplémentaire de ciment osseux et de fixation de plaques augmentera très probablement le risque de complications liées aux implants, telles qu’une contrainte accrue sur les structures adjacentes, une altération du remodelage osseux, des réactions à des corps étrangers ou des difficultés lors de la chirurgie de révision. Les futures études sur les disques artificiels sur les résultats fonctionnels à long terme devraient également se concentrer sur la nécessité de cette étape supplémentaire pour prévenir la migration de la quille.

Bien que cette étude in vivo chez la chèvre ait été principalement conçue pour évaluer la faisabilité et les résultats à court terme de l’implantation d’un disque artificiel, les résultats ont démontré une implantation réussie sans aucun signe radiographique d’infection, de migration de l’implant ou de désintégration du matériau de l’implant au cours de la période postopératoire de 21 jours. Des évaluations fonctionnelles ont été effectuées pour évaluer la récupération postopératoire à court terme de l’animal, y compris la récupération neurologique, la réponse à la douleur, la mobilité et le bien-être général, ont été surveillées, et les quatre animaux ont montré un comportement normal, un bon appétit et aucun signe de douleur, de boiterie ou d’infection du site opératoire. Ces résultats indiquent que le protocole décrit est efficace et bien toléré chez les chèvres expérimentales.

Des stratégies de dépannage potentielles pour les problèmes peropératoires courants (par exemple, un désalignement de l’implant, des difficultés dans la création d’une fente de quille ou une mauvaise application du ciment) ont été résolues ou évitées par une préparation précise de la procédure sur l’imagerie préopératoire et la mesure des dimensions du disque intervertébral et des vertèbres et la fluoroscopie. L’efficacité, la facilité d’utilisation et la reproductibilité de la méthode ont été étayées par des contrôles peropératoires répétés par fluoroscopie et ont confirmé un positionnement précis en décubitus dorsal, soutenu l’utilisation d’instruments adaptés à la taille de la chèvre et surveillé toutes les étapes chirurgicales impliquant le positionnement du cou, l’identification anatomique de l’emplacement correct, le sciage de la quille, la mise en place de la quille, la mise en place de l’implant, l’application de ciment, et fixation de plaques.

Malgré ses points forts, cette étude est limitée par sa durée de suivi relativement courte. Bien que la période de 21 jours ait fourni des informations essentielles sur les premiers résultats postopératoires, la stabilité biomécanique à long terme, l’intégration osseuse et l’adaptation fonctionnelle nécessitent une évaluation plus approfondie sur de longues périodes. De plus, les variations de l’anatomie, de l’âge et de la densité osseuse des animaux peuvent influencer les résultats et devraient être prises en compte dans les études futures. Bien que l’analyse biomécanique de la version originale de ce disque artificiel ait déjà démontré sa capacité à imiter la cinétique complexe du disque naturel²¹, l’évaluation mécanique de la version finale avec le nouveau noyau interne est terminée et les résultats seront publiés dans une future étude de cohorte à long terme impliquant ces quatre chèvres.

En conclusion, cette étude a démontré la précision, la reproductibilité et l’innocuité du protocole d’implantation de disque artificiel décrit dans un modèle de chèvre in vivo . Les résultats suggèrent que cette technique est prometteuse pour les interventions de préservation du mouvement de la colonne cervicale et pourrait servir de base précieuse pour d’autres recherches translationnelles. Les études futures devraient inclure l’analyse des interventions de préservation du mouvement de la colonne cervicale, ainsi que des périodes de suivi plus longues et un examen histopathologique des unités vertébrales sont nécessaires pour évaluer la stabilité à long terme de l’implant et l’ostéointégration de la plaque terminale afin de déterminer l’innocuité et l’utilisation clinique possible chez les chiens et, finalement, chez les humains.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
< fort>Laborotoire des implants
Laboratoire 3D	Centre médical universitaire Utrecht 3D, Utrecht, Pays-Bas & nbsp ;		Le laboratoire responsable de la conception du dispositif d’implantation. [https://www.umcutrecht.nl/nl/3d-lab/]
Logiciel
Clideo.com	Clideo Ltd., Chypre		Éditeur vidéo en ligne et outils.
Materialise Mimics version 25.1	Materialise, Louvain, Belgique		Traitement des données CT DICOM
Version 17 du logiciel 3-Matic	Materialise, Louvain, Belgique		Logiciel pour concevoir les dispositifs d’implantation
Visualiseur DICOM RadiAnt (version 2024.2)	Medixant, Pozna, Pologne		Visualiseur CT DICOM
Fabricant d’implants
Amnovis	Amnovis, Aarschot, Belgique		Impression et post-traitement des instruments d’implantation, y compris les cages de sentier + guide Saw [https://www.amnovis.com/]
Impression métallique 3D & nbsp ;	Production d’impression 3D métallique & Production Engieering, Houlle, France		Impression et post-traitement de la plaque de fin de titane BioAID. [https://www.3d-metalprint.com/]
OSYPKA AG	Rheinfelden, Allemagne		Stérilisation à l’oxyde d’éthylène (EO) de l’implant BioAID : après l’assemblage, l’implant est placé dans un stérilisateur EO (8 %). Le cycle de stérilisation se déroule à une température basse (38°-42°F ; C) pendant 3 heures. [https://osypka.de/]
Empa	Emp, Saint-Gall, Suisse		Gravure plasma appliquant 2 plasma Ar/O2 de 40 min, 16/4 sccm, 30 W, 4 Pa dans un réacteur discontinu [https://www.empa.ch/]
Composant implant
Bionate & reg ; PCU 80A	DSM Biomedical, Geleen, Pays-Bas	7006035	Hardbess moyenne : 82,6, Poids moléculaire Mw : 385272 Da, PDI : 2,5, Résistance à la traction : 8402,1 psi, Épaisseur   ; 1,8 mm
UHMWPE membrane & nbsp ;	DSM Biomedical, Geleen, Pays-Bas		Épaisseur de 38 um, densité superficielle de 5g/m2, taille porographique de 0,9 um
Veste en fibre tricotée UHMWPE   ;	Centexbel, Grâ ; ce-Hollogne, Belgique		2/1 de pliage, 8 mailles/cm
Pureté et commerce Ulteeva ;   ;	DSM Biomedical, Geleen, Pays-Bas		Ulteeva +HA,  ; SGX, dtex110, TS 100, anciennement Dyneema Purity® ;
< fort > instrument et machine< / fort >
ProX DMP320  ;	Systèmes 3D, Caroline du Sud, États-Unis		Machine d’impression directe de métal utilisant la technologie de fusion sélective par laser   ;
Miele professionnel G 7826	Miele Nederland B.V., Vianen, Pays-Bas		La machine à laver hygiénique   ;
BLUE SEAL 100*360 mm	Interster, Wormerveer, Pays-Bas	3FKFB210819	Le stratifié de stérilisation transparent taille 100*360 mm
MMM stérilisateur OB10643	Groupe MMM, Planegg, Allemagne		Autoclave à vapeur
Fluoroscopie modèle NZS 229	Philips, Eindhoven, Pays-Bas		Fluoroscopie
AGFA DR 600  ;	AGFA Valory, Belgique		Machine à rayons X
64 tranches, Définition du SOMATOM de Siemens AS	Siemens Medical Solutions USA, Inc., USA		Machine de scanner CT
Cathéter de Foley 10frx40cm avec ballonnet de 10cc	Teleflex, USA	170605-12	Sonthère urinaire de Foley taille 12
Ioban 2	3M, MN, USA	6640EU	Drape chirurgical imprégné d’iode   ;
Vis de verrouillage LeiLOX 2.0 en titane	Rita Leibinger, BW, Allemagne	245-420-18	Vis de verrouillage autotaraudante en titane 2,4 mm.
PDS 2-0 avec aiguille CP-1	Johnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, Allemagne	PDP466H	Polydioxanone plus antibactérien 2-0 (matériau de suture absorbable) & nbsp ;
Monocryl 2-0 avec aiguille Taperpoint Plus	Johnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, Allemagne	MCP3170H	Poliglecaprone 25 plus antibactérien 2-0 (matériau de suture absorbable) avec point effilé plus aiguille
Monocryl 2-0 avec aiguille à coupe inversée	Johnson & Johnson Medical GmbH, Norderstedt, Allemagne	MCP4443H	Poliglecaprone 25 plus antibactérien 2-0 (matériau de suture absorbable) avec aiguille de coupe inversée
Porte-court Syncage C	SYNTHES GMBH, Suisse & nbsp ;	3,96,989	Porte-protège-pièce spécial pour l’implant d’essai taille 4,5.
Curion® ; Sac urinaire CuriBag (2 litres), 25 pièces	Medeco BV, Pays-Bas	55902	Tube de 110 cm et valve croisée
Shiley & commerce ; Tube endotrachéal avec TaperGuard et échange ; Menotte	Medtronic co. Minnesota, États-Unis	ANNÉES 18790	Œil Murphy avec stylet préchargé, 9,0 mm de diamètre d’identité, 12,1 mm de diamètre extérieure.
Collin Baby Rétracteur auto-rétracteur	Brun GmbH, Tuttlingen, Allemagne	BV329R	COLLIN (BABY) Rétracteur abdominal auto-rétentrice, rétracteur complet, 155 mm (6 1/8"), avec fermeture à boucle, modifications de BV328R, BV327R, BV326R
Ciseaux à pointe émoussée Metzenbaum	Aesculap GmbH, Tuttlingen, Allemagne	BC601R	Ciseaux Metzenbaum - Droits - émoussés/émoussés - 14,5 cm
Rétracteur Gelpi & nbsp ;	Wipro, Bengaluru, Inde	051-9970	Ensemble HGIII L=185mm
Rétracteur Gelpi & nbsp ;	Aesculap GmbH, Tuttlingen, Allemagne	BV996R	Ensemble HGIII L=135mm
Manche de lame de castor & nbsp ;	Spectre vétérinaire, Lyon, France	SAH.002544	taille 4'', numéro Baldes : 64 et 65&NBSP ;
Mèche de forage Synthes 2,0 mm	SYNTHES GMBH, Suisse & nbsp ;	310.19
Kirschner & nbsp ; Wiers	SYNTHES GMBH, Suisse & nbsp ;	292.20	Synthes 2,0 mm KWIRE AVEC POINTE TROCAR 150 mm
CASPAR, distraction vertébrale	KLS, Tuttlingen, Allemagne	SBH 110-740-02	Gauche, barre à dents courtes : 110 mm
C-Lox  ; Curette spinale & nbsp ;	Rita Leibinger, BW, Allemagne	134-0700-22	Acier inoxydable 22cm
MTI Curette & nbsp ;	MTI, Ohio, États-Unis		L= 8,8 mm, Total L = 19 mm,   ; Curette 6,3mm, Curette hook 45
Pinces à pince laryngée Chevalier Jackson ;	Stryker, Michigan, États-Unis	S35.43000	11,75 & Prime ; 299MM
Scoville Curette & nbsp ;	GerMedUSA, New York, États-Unis	G46-1502	10" de profondeur
Lame de scie	DePuy Synthes, Indiana, États-Unis	519.104S	Longueur utilisable : 50 mm, Épaisseur de coupe : 0,6 mm, Largeur : 10 mm
COLIBRI Orthopédiques II	DePuy Synthes, Indiana, États-Unis	5,32,101	Scie perceuse/Ossilation
PALACOS® ; R (ciment osseux)	Heraeus (Kulzer), Allemagne	K202475	Ciment osseux à haute viscosité   ;, radiopaque, coulred green
Plaque de reconstruction en alliage LeiLOX Ti	Rita Leibinger, BW, Allemagne	142-0220-04	4 trous. Distance entre deux trous approximative. 9 mm, Longueur = 32,95 mm, Largeur max = 5,95 mm, Largeur min. = 3,6 mm, Hauteur = 1,55 mm   ;
Actimove Cerviroll	Ottobock, Duderstadt, Allemagne	72859-44	Manteau en mousse autour du cou (taille Large)
< fort>Médicaments
Dexdomitor 0,5 mg/ml	Orion Corporation, Espoo, Finlande	EU/2/02/033/001-002	Dexmedétomidine chlorhydrate 0,5 mg/ml pour injection (10 ml)  ;
Plâtre de buprénorfine 20 m/heure	SANDOZ BV, Almere, Pays-Bas	RVG 114802	Patch transdermique
Propofol 20 mg/ml	Fresenius Kabi Nederland b.v., Huis ter Heide, Pays-Bas	RVG 110811	Propofol 20 mg/ml émulsion pour injection ou infusion (50 ml) & nbsp ;
Flunixin méglumine 50mg/ml	; Laboratoires Calier S.A., Les Franqueses del Vallè ; s, Spian	ES/V/0127/001	Bouteille de 100 ml, QM01AG90 - Flunixin
Neopen® ;	Intervet MSD, Boxmeer, Nethehrlands	REG NL 1556	Néomycine (100 mg/ml) - Procaïne Benzylpénicilline (200 mg/ml)
Remifentanil 2 mg	Mylan B.V., Amstelveen, Pays-Bas	RVG 104757	CHLORURE DE REMIFENTANIL COMPOSITION 2,19 mg/flacon CORRESPONDANT au REMIFENTANIL 2 mg/flacon
Shampooing Betadine	Mylan B.V., Amstelveen, Pays-Bas	RVG 08943	Povidone-iode 75 mg/ml (120 ml)
Oplossing de la bétadine	Mylan B.V., Amstelveen, Pays-Bas	RVG 01331  ;	Solution de povidone-iode 100 mg/ml (500 ml)
Amoxicilline / acide clavulanique	SANDOZ BV, Almere, Pays-Bas	RVG 29725	Contenant 500 mg d’amoxicilline et 50 mg d’acide clavulanique (en poudre)
HiBiScrub	Mö ; École Indienne de Santé AB., Utrecht, Pays-Bas	RVG 10156	Chlorhexidine digluconate 40 mg/ml (500 ml)
Chlorhexidine 0,5 % en alcool 70 %   ; Spray (magneta)	PHARMA, Oss, Pays-Bas ajouté	ROL. 1642783	Chlorhexidine 0,5 % en alcool 70 %   ; Pulvérisateur (250 ml)
Cisatracurium 2mg/ml  ;	Hameln Pharma GmbH, Hameln, Allemagne	9266716	1 ml  ; contient : Cisatracurium besylate 2,68 mg (équivalent à 2 mg de cisatracurium)