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Une xénogreffe orthotopique de nerf sciatique pour la neurofibromatose de type 1

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DOI :

10.3791/68694

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10 octobre 2025

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1Institut Cochin, Inserm U1016, CNRS UMR8104, Université Paris Cité, CARPEM, 2Institut Curie, INSERM U934/CNRS UMR 3215, Paris Sciences et Lettres Research University, Sorbonne University, 3Laboratory of preclinical investigation, Translational Research Department, Institut Curie, PSL Research University, 4Faculty of Pharmaceutical and Biological Sciences, Paris Cité University, 5Genetics Department, Institut Curie, 6Department of Plastic Surgery, Hôpital Ambroise Paré, APHP (Assistance Publique-Hôpitaux de Paris), 7Université Versailles Saint Quentin en Yvelines

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

La neurofibromatose de type 1 (NF1) entraîne des tumeurs bénignes de la gaine nerveuse périphérique (neurofibromes) qui nécessitent un microenvironnement nerveux spécifique pour leur croissance. Un modèle de xénogreffe orthotopique optimisé a été développé, en utilisant l’injection intraneurale de cellules de Schwann humaines dans des souris NSG. Ce modèle récapitule les neurofibromes humains et fournit une plate-forme précieuse pour évaluer les stratégies thérapeutiques.

Résumé

La neurofibromatose de type 1 (NF1) est une maladie génétique causée par des variantes pathogènes du gène NF1 , entraînant la perte de la fonction de la neurofibromine et le développement de tumeurs bénignes de la gaine nerveuse périphérique appelées neurofibromes. Bien que les modèles de souris génétiquement modifiés (GEMM) aient fait progresser notre compréhension de la physiopathologie de la NF1, ils ne parviennent souvent pas à reproduire la tumorigenèse spontanée et la complexité microenvironnementale des neurofibromes dérivés des patients. L’un des principaux défis de la modélisation des neurofibromes bénins est leur dépendance au microenvironnement nerveux, que les approches conventionnelles de xénogreffe ne récapitulent pas. Ici, un modèle de xénogreffe orthotopique optimisé a été développé pour les neurofibromes associés à NF1. En utilisant l’injection intraneurale de cellules de Schwann humaines dérivées d’un neurofibrome immortalisé dans le nerf sciatique de souris immunodéficientes NSG, ce modèle récapitule les principales caractéristiques de la biologie du neurofibrome humain, y compris la croissance dépendante des nerfs et les interactions du microenvironnement tumoral. Ce protocole permet un suivi dynamique et en temps réel de la progression tumorale via l’imagerie par bioluminescence, fournissant une méthode reproductible et quantitative pour évaluer la croissance du neurofibrome. Contrairement aux GEMM, ce modèle permet une initiation tumorale contrôlée et une évaluation précise des stratégies thérapeutiques précliniques. De plus, il sert de pont entre les GEMM et les modèles de xénogreffes dérivés de patients, améliorant ainsi la pertinence translationnelle de la recherche sur le neurofibrome. En offrant un cadre physiologiquement pertinent pour l’étude des interactions tumeur-nerf, ce modèle fournit une plate-forme précieuse pour étudier la biologie du neurofibrome et évaluer les interventions thérapeutiques potentielles. Des améliorations futures, y compris l’intégration de composants immunitaires ou des techniques d’imagerie avancées, pourraient encore améliorer son application à la recherche sur la NF1.

Introduction

La neurofibromatose de type 1 (NF1) est une maladie génétique causée par des variantes pathogènes du gène NF1, entraînant la perte de fonction de la neurofibromine, un suppresseur de tumeur clé qui régule à la baisse la voie de signalisation RAS-mitogen-activated protein kinase (MAPK) 1. NF1 est un syndrome de prédisposition tumorale2 avec des manifestations cliniques majeures impliquant le système nerveux, la peau et le système squelettique, affectant principalement les tissus dérivés de la crête neurale. L’une des caractéristiques de la NF1 est le développement de tumeurs nerveuses périphériques bénignes appelées neurofibromes. Ces tumeurs sont composées principalement de cellules de Schwann hébergeant l’inactivation biallélique de NF1 (NF1-/-)3, ainsi que d’autres éléments stromaux, notamment les fibroblastes NF1+/, les cellules périneuriales, les cellules immunitaires et les composants de la matrice extracellulaire4.

Les modèles animaux sont essentiels pour comprendre la physiopathologie du neurofibrome et pour tester des stratégies thérapeutiques. Des souris homozygotes pour une mutation Nf1 knockout (KO) (Nf1-/-) sont mortes in utero ; Les souris Nf1+/− sont viables, fertiles et sujettes au cancer, comme leurs homologues humains5. Cependant, ces animaux ne développent pas de caractéristiques caractéristiques de la maladie NF1 humaine : les souris Nf1+/− n’ont présenté ni anomalies de pigmentation ni neurofibromes. Une grande variété de modèles de souris génétiquement modifiés (GEMM) ont été établis au cours de la dernière décennie pour modéliser indépendamment certains des symptômes, par le biais d’approches de KO conditionnel. Certains GEMM ont été développés pour induire la formation d’un neurofibrome en inactivant conditionnellement Nf1 chez les précurseurs des cellules de Schwann 6,7,8.

Bien que ces GEMM aient considérablement fait progresser notre compréhension de NF19, leur complexité phénotypique et leur hétérogénéité nécessitent des modèles murins alternatifs et complémentaires pour les tests thérapeutiques. Les xénogreffes orthotopiques offrent une alternative précieuse en permettant aux cellules humaines d’être implantées directement dans leur niche anatomique native, offrant ainsi un modèle plus pertinent sur le plan physiologique. Cependant, la plupart des études basées sur la xénogreffe se sont concentrées sur les tumeurs malignes de la gaine nerveuse périphérique (MPNST)10, probablement parce que les neurofibromes ne se greffent pas de manière ectopique, laissant ainsi un vide dans la modélisation des tumeurs bénignes.

Cette étude décrit un nouveau modèle orthotopique de neurofibrome NF1, basé sur l’injection intraneurale de cellules de Schwann humaines dérivées du neurofibrome immortalisé (lignée cellulaire hTERT NF1 ipNF04.4 CVCL_UI78) dans le nerf sciatique de souris immunodéficientes NOD SCID gamma (NSG). Cette approche tire pleinement parti du microenvironnement nerveux natif, permettant la formation de tumeurs bénignes, tout en permettant une surveillance dynamique par imagerie par bioluminescence (BLI).

Ce protocole vise à : (1) établir un modèle reproductible de neurofibrome orthotopique pour NF1, (2) fournir une plate-forme préclinique robuste pour étudier les interactions tumeur-nerf et évaluer de nouvelles thérapies, et (3) combler le fossé entre les GEMMs11,12 et les xénogreffes dérivées de patients (PDX)13 en proposant un système expérimental intermédiaire et contrôlé. Ce modèle permet un développement tumoral rapide et rentable - généralement dans les 5 jours suivant l’injection - sans nécessiter la génération de lignées de souris transgéniques, combinant ainsi l’accessibilité des xénogreffes avec la pertinence anatomique du placement orthotopique.

Ce modèle murin de xénogreffe tumorale dérivée d’une lignée cellulaire orthotopique (CDX) de neurofibrome offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes alternatives. Contrairement aux GEMM, qui s’appuient sur des prédispositions génétiques pour conduire à la tumorigenèse, ce modèle permet un contrôle direct de l’initiation et de la progression de la tumeur.

Le protocole de greffe orthotopique des tumeurs malignes de la gaine nerveuse périphérique (MPNST)10 a été adapté aux modèles de neurofibromes bénins. Il s’agit d’une avancée significative dans la recherche translationnelle NF1, avec des applications potentielles dans l’identification de nouvelles cibles thérapeutiques et le test de stratégies de traitement innovantes.

Protocole

Toutes les procédures ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’Institut Curie CEEA-IC #118 (Autorisation #50186 donnée par l’Autorité Nationale) conformément aux directives internationales et ont été menées par du personnel formé conformément aux directives éthiques pour la recherche sur les animaux. NOD SCID gamma (NSG) souris (NOD. Cg-Prkdc Il2rg/SzJ) ont été sélectionnés pour cette étude en raison de leur immunodéficience sévère, qui permet une greffe de cellules humaines réussie. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation de modèles animaux et de lignées cellulaires

  1. Effectuez l’épilation au site chirurgical à l’aide d’un rasoir électrique la veille de la greffe afin de rationaliser la procédure pour les grandes cohortes de souris NSG.
  2. Pour prévenir une déficience bilatérale des membres postérieurs, injectez un seul nerf sciatique (côté gauche) par souris dans toutes les expériences. Surveillez les souris pour détecter des signes de détresse, de perte de poids et de déficits moteurs.
  3. Après la procédure, laissez les souris se rétablir complètement sur un coussin chauffant dans une cage sans litière pour éviter l’inhalation accidentelle de matériau de litière. Une fois que les souris sont complètement mobiles et ne montrent aucun signe de somnolence, réintroduisez-les dans l’animalerie.
  4. Pour la xénogreffe, utilisez la lignée cellulaire NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78), une lignée cellulaire humaine de Schwann immortalisée par hTET dérivée d’un patient NF114. Ces cellules ont été transduites de manière stable à l’aide d’une construction CMV-luciférase, pLenti CMV Puro LUC (w168-1), permettant un suivi longitudinal via BLI à l’aide d’un système commercial de dosage de la luciférase.
  5. Maintenir les cellules dans le DMEM complété par 5 % de sérum de veau fœtal (FBS) et 1 % de pénicilline-streptomycine à 37 °C avec 5 % de CO2. Développez les cellules à une confluence de 80 % pour maintenir des conditions de croissance optimales.
  6. Le jour de la greffe, trypsiniser les cellules (≤4 min à 37 °C) ; les compter et les remettre en suspension à 5 × 103 cellules dans 4 μL par souris.

2. Intervention chirurgicale pour la xénogreffe orthotopique

  1. Préparation préopératoire
    1. Préparez le poste opératoire avant l’induction de l’anesthésie en désinfectant soigneusement la zone de travail. Couvrez toutes les surfaces de contact du microscope chirurgical et du système d’éclairage avec un film transparent stérile et assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux ont été préalablement stérilisés par autoclavage.
    2. Prétraiter les souris avec une analgésie préopératoire à la buprénorphine sous-cutanée (0,1 mg/kg) 30 min avant la chirurgie pour assurer une analgésie initiale adéquate.
    3. Induire et maintenir l’anesthésie par injection intrapéritonéale de kétamine (80 mg/kg) et de xylazine (15 mg/kg), fraîchement préparées dans une solution saline stérile et ajustées en fonction du poids corporel (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Confirmez la profondeur de l’anesthésie par un réflexe de pincement des orteils avant de continuer.
    4. Maintenez la température corporelle à l’aide d’un coussin chauffant tout au long de la procédure, y compris l’anesthésie, la greffe et la récupération.
    5. Appliquez des gouttes lubrifiantes sur les yeux pour prévenir la dessiccation de la cornée.
  2. Procédure d’injection
    1. Placez la souris sur son côté droit, les pattes arrière légèrement écartées. Couvrez la zone chirurgicale avec un champ stérile avant de commencer l’incision.
    2. Préparez un champ chirurgical stérile à l’aide de povidone iodée.
    3. Incision et dissection : faire une petite incision cutanée (~5 mm) parallèle au fémur à l’aide de ciseaux fins. Séparez soigneusement le muscle sous-jacent pour exposer le nerf sciatique : utilisez des pinces fines et des micro-ciseaux pour séparer doucement les couches musculaires, en prenant soin de ne pas endommager les vaisseaux sanguins. Identifiez le nerf sciatique comme une structure blanche en forme de cordon située médialement au fémur.
    4. Conservez la suspension cellulaire dans un tube de 1,5 ml et agitez doucement pour remettre en suspension les cellules stabilisées. Chargez 4 μL de suspension cellulaire dans une seringue Hamilton de 10 μL avec une aiguille de 33 G (qui a été choisie pour minimiser les traumatismes nerveux tout en maintenant une viabilité cellulaire élevée).
      1. Insérez l’aiguille parallèlement à l’axe du nerf sciatique (pour éviter la perforation) à une profondeur de ~2 mm. Commencez lentement à injecter pour créer une pression et un espace entre le nerf et la gaine périphérique. Avancez lentement l’aiguille sur 4 à 5 mm supplémentaires. Ensuite, injectez lentement la suspension tout en retirant l’aiguille du nerf. Évitez toute tension ou mouvement du nerf.
      2. Effectuez la procédure sans étirer le nerf sciatique pour éviter tout dommage, et n’utilisez pas de pinces. Attendez 10 à 15 secondes avant de retirer lentement l’aiguille pour minimiser le reflux.
    5. Après l’injection, assurez-vous que le nerf sciatique apparaît légèrement enflé au site d’injection, sans fuite ni décoloration. Le succès de l’injection est indiqué par une apparence nerveuse stable sans extravasation.
    6. Fermer l’incision chirurgicale à l’aide de 3 à 4 sutures simples interrompues avec un matériau non résorbable (3-0, 30 mm, 3/8 c) pour éviter l’inflammation au site chirurgical. Si la chirurgie dure plus de 10 minutes, administrer 1 mL de lactate de Ringer (s.c.). Administrer du méloxicam (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) à la fin de la journée.
    7. Étiquetez chaque souris pour une identification unique à l’aide d’un coup de poing ou d’une étiquette immédiatement après l’opération et avant la récupération de l’anesthésie.
    8. Laissez les souris se rétablir dans un environnement à température contrôlée et surveillez les complications post-chirurgicales.

3. Imagerie par bioluminescence pour la surveillance de la greffe et de la croissance tumorale

  1. Pour évaluer la réussite de la greffe et la progression de la tumeur, effectuez l’IRL à plusieurs moments. Pour la surveillance in vivo , utilisez un système d’imagerie in vivo pour capturer la lumière émise par la réaction enzymatique entre la luciférase de la luciférase, exprimée par les cellules tumorales, et son substrat, la D-Luciférine. Cette approche a fourni une méthode précise pour visualiser et quantifier l’activité tumorale, offrant des informations précieuses sur la dynamique tumorale au fil du temps.
  2. Quantifiez les signaux de bioluminescence à des moments précis après la greffe, y compris les jours 5, 12, 19, 26, 30 et 33 après la greffe (Figure 1). En règle générale, imagez cinq souris simultanément pour rationaliser le processus et maintenir la cohérence entre les mesures.

4. Configuration de l’imagerie

  1. Anesthésier les souris avec 2 % d’isoflurane lors de l’acquisition d’images et utiliser un coussin chauffant intégré à l’imageur IVIS.
  2. Positionner les souris de manière cohérente dans la même orientation et les imager 10 min après l’injection intrapéritonéale de D-Luciférine à une dose de 10 μL/g de poids corporel (concentration de base : 15 mg/mL dans du PBS, fraîchement préparé et filtré).
  3. Acquérez l’image pendant 1 min, à l’aide du logiciel d’acquisition de données, en veillant à ce qu’aucun pixel ne soit saturé pendant le processus.
  4. Mesurez l’intensité du signal bioluminescent en nombre de photons relatifs/s. Utilisez le système d’imagerie avec les paramètres suivants : Temps d’exposition : Auto ; Binning : Moyen ; F/Stop : 1,2 ; Champ de vision : 12,5 cm ; Logiciel : Logiciel d’image vivante v4.7.3.
  5. Mesurez l’émission de lumière des régions tumorales, exprimée en nombre relatif de photons par seconde, à l’aide d’un logiciel propriétaire. Visualisez l’intensité de la bioluminescence à l’aide de la mise à l’échelle des pseudo-couleurs qui est superposée sur les images en noir et blanc capturées simultanément.

5. Critères de réussite de la greffe

  1. Excluez les souris si elles ne présentent pas de bioluminescence détectable ou si le signal diminue avec le temps.
  2. N’incluez que les souris avec une augmentation progressive de la luminescence entre les jours 5 et 12.
  3. Procédez à la surveillance de la tumeur à l’aide de l’imagerie par bioluminescence comme décrit dans la section Résultats représentatifs.

Résultats

En utilisant la procédure décrite ci-dessus, un modèle de tumeur orthotopique du nerf sciatique a été établi avec succès chez des souris NSG avec des cellules dérivées d’un neurofibrome immortalisé (ipNF04.4). L’imagerie par bioluminescence avec de la D-luciférine a révélé une localisation claire de la tumeur dans le nerf sciatique dès le 5e jour, avec des preuves de croissance exponentielle au fil du temps. La greffe a réussi chez 90 % (37/41) des souris injectées. La progression tumorale a été surveillée les jours 5, 12, 19, 26, 30 et 33 (Figure 1A), et aucun signal non spécifique n’a été observé tout au long de la période de surveillance. Les souris ont été euthanasiées au 33e jour, conformément aux directives institutionnelles, au premier signe de détresse ou de charge tumorale excessive. Lors de la dissection, la tumeur semblait bien développée et intégrée dans le nerf sciatique, sans aucun signe de formation d’abcès (Figure 1B). Notamment, les souris ont montré une marche normale immédiatement après la récupération de l’anesthésie.

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Figure 1 : Imagerie par bioluminescence et analyse macroscopique de xénogreffes de nerf sciatique orthotopique chez des souris NSG. (A) Imagerie longitudinale par bioluminescence (BLI) de deux souris NSG injectées par voie intraneurale avec des cellules ipNF04.4 dans le nerf sciatique gauche. Des images ont été capturées aux jours 5, 12, 19, 26, 30 et 33 après l’injection, illustrant la croissance tumorale progressive au fil du temps chez les deux mêmes souris. L’augmentation de l’intensité du signal bioluminescent reflète la réussite de la greffe et de l’expansion tumorale dans le microenvironnement nerveux. (B) Vue macroscopique du nerf sciatique au 33e jour après la greffe, montrant une tumeur bien développée et intégrée sans signes de formation d’abcès. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Photomicrographie du site de greffe de cette souris montrant la croissance tumorale et l’invasion focale. Coupes de tissus incrustés en paraffine colorées à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E). Des exemples de tumeurs typiques de trois souris sont présentés. Barres d’échelle : 2000 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire 1 : Évolution représentative du poids corporel des souris NSG (n = 15) au cours de l’expérience de xénogreffe. Aucune perte de poids significative n’a été observée. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette figure.

Discussion

L’établissement réussi d’un modèle de xénogreffe dérivée d’une lignée cellulaire de neurofibromes orthotopiques (CDX) chez des souris NSG représente une avancée significative dans la recherche sur la NF1, remédiant aux principales limites des modèles existants. Le protocole confirme que les cellules de Schwann humaines associées à NF1 (ipNF04.4)14,15,16 peuvent être efficacement greffées dans le nerf sciatique de souris immunodéficientes, conduisant à un développement tumoral reproductible dans un microenvironnement physiologiquement pertinent. Les xénogreffes orthotopiques de lignées cellulaires de Schwann ont été mentionnées dans les études originales établissant des lignées de cellules de Schwann humaines14,15, et un protocole détaillé est fourni ici.

La clé du succès de ce protocole a été la préparation et la surveillance méticuleuses des composants cellulaires et des animaux hôtes. Au cours de la procédure, l’anesthésie a été soigneusement gérée, en veillant à ce que les souris soient maintenues dans un état d’anesthésie approprié sans stress important. Pour minimiser tout dommage potentiel, le nerf sciatique n’a pas été étiré avec des pinces ou des pinces, et un grand soin a été pris pour éviter les contraintes mécaniques sur les tissus. L’utilisation de BLI à base de luciférase a permis un suivi longitudinal non invasif de la croissance tumorale, fournissant des données quantitatives et reproductibles. Cette stratégie d’imagerie a non seulement confirmé la viabilité du greffon, mais a également permis d’identifier des déviations précoces de la dynamique tumorale. L’absence de perte de poids significative (Figure supplémentaire 1), de dysfonctionnement moteur ou d’autres signes de détresse chez les souris met en évidence la compatibilité de ce protocole avec les principes éthiques du bien-être animal et les 3R (Remplacement, Réduction, Raffinement).

Par rapport aux GEMM, qui reposent sur l’inactivation conditionnelle de Nf1 6,7,9, cette approche offre plusieurs avantages distincts. Les GEMM nécessitent des modifications génétiques spécifiques, mais ils peuvent ne pas reproduire complètement les interactions complexes tumeur-stroma observées dans les neurofibromes humains 1,17. Ce modèle permet l’étude directe des cellules de Schwann humaines dans leur niche nerveuse native, en préservant les facteurs extrinsèquescellulaires 4. Contrairement aux GEMM, où les tumeurs se développent de manière imprévisible au fil du temps, le modèle de xénogreffe permet un contrôle spatio-temporel précis de la formation des tumeurs. Ce modèle fournit une plate-forme rapide et reproductible pour tester des thérapies candidates, BLI permettant un suivi en temps réel de la progression tumorale et de la réponse au traitement.

De plus, ces résultats s’alignent sur des études antérieures sur les MPNST, où il a été démontré que la xénogreffe orthotopique améliore la fidélité des modèles tumoraux5. Cependant, les neurofibromes bénins posent des défis uniques, car leur croissance dépend fortement d’interactions nerveuses spécifiques, que les méthodes de greffe sous-cutanée conventionnelles ne parviennent pas à récapituler6. Les résultats confirment que l’injection intraneurale fournit un environnement optimal pour le développement soutenu du neurofibrome.

Ainsi, ce modèle in vivo peut être considéré comme une alternative complémentaire pertinente aux GEMM, pour les essais thérapeutiques précliniques. Cependant, il existe des limites au modèle. Des cellules de Schwann humaines dérivées de neurofibromes ont été immortalisées et présentent un phénotype tumoral qui pourrait être considéré comme plus agressif que celui d’un neurofibrome plexiforme, avec une prolifération cellulaire dense (Figure 2). Aucune preuve de dissémination à distance n’a été observée chez les animaux, et une transformation maligne complète n’a pas été démontrée. D’autres études sont nécessaires pour montrer si le phénotype cellulaire pourrait correspondre au phénotype « intermédiaire » rappelant le neurofibrome atypique, comme les néoplasmes neurofibromateux atypiques à potentiel biologique inconnu (ANNUBP)18. Une autre limitation critique du modèle réside dans sa dépendance aux souris immunodéficientes. L’absence d’un système immunitaire adaptatif chez les souris NSG limite l’étude des interactions immuno-tumorales, qui sont de plus en plus reconnues comme des contributeurs clés à la biologie du neurofibrome 7,19,20,21. Les améliorations futures pourraient intégrer des modèles de souris humanisés ou des stratégies alternatives pour mieux saisir les aspects immunologiques de la maladie. De plus, le recours à l’expression de la luciférase pour la surveillance des tumeurs, bien que très efficace, peut limiter l’applicabilité de ce protocole aux configurations expérimentales n’ayant pas accès à l’équipement BLI. Bien que la BLI soit une méthode sensible et non invasive, elle ne fournit pas d’informations directes sur les changements histopathologiques. Des analyses complémentaires, telles que l’IRM ou l’histologie avancée, pourraient encore améliorer la caractérisation de la progression du neurofibrome.

Plusieurs étapes procédurales peuvent nécessiter une optimisation pour assurer la réussite de la greffe de tumeur. L’échec de l’injection peut résulter d’un mauvais positionnement de l’aiguille ou d’une fuite excessive de la suspension cellulaire. Pour atténuer cela, l’aiguille doit être soigneusement insérée parallèlement au nerf sciatique et retirée lentement après l’injection. La variabilité des signaux de bioluminescence peut résulter d’un dosage incohérent de la luciférine ou d’un désalignement pendant l’imagerie. Il est recommandé de normaliser le moment de l’injection post-luciférine (10 min) et de maintenir des paramètres d’imagerie identiques pour tous les animaux. Si la variabilité de la croissance tumorale reste élevée, confirmez la viabilité cellulaire avant l’injection et minimisez le stress de l’animal pendant la manipulation.

En conclusion, cette étude établit un modèle de xénogreffe de neurofibrome orthotopique nouveau et reproductible, offrant une plate-forme préclinique efficace pour l’étude des tumeurs bénignes associées à la NF1. En exploitant les cellules de Schwann humaines dans leur microenvironnement nerveux naturel, ce modèle imite étroitement la biologie du neurofibrome humain tout en permettant une surveillance tumorale en temps réel et des interventions thérapeutiques contrôlées. Ce modèle représente une étape essentielle entre les GEMM et les modèles dérivés du patient (PDX), ouvrant la voie à des approches plus pertinentes sur le plan clinique pour la recherche et le traitement du neurofibrome.

Les améliorations futures devraient viser à intégrer des composants immunitaires, tels que des modèles de souris humanisés, pour étudier le rôle du microenvironnement tumoral6. L’élargissement des modalités d’imagerie, y compris l’IRM ou la TEP, pourrait compléter l’IRB par des connaissances structurelles et métaboliques22. Il sera essentiel de prolonger les délais expérimentaux pour étudier le développement à long terme du neurofibrome et les risques potentiels de transformation maligne. En comblant le fossé entre les GEMM et les modèles PDX, cette plateforme renforce la recherche translationnelle en NF1, offrant de nouvelles opportunités d’innovation thérapeutique dans les tumeurs bénignes de la gaine nerveuse périphérique.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent

Remerciements

Ces travaux ont été soutenus par l’Institut national du cancer (Inca_18828). Nous tenons à remercier la plateforme HistIM (dirigée par Maryline Favier) et Pierre Sohier, de l’Institut Cochin.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BuprénorphineBuprecarePour l’analgésie préopératoire
Tapis chauffantsANIPHYVI-653246Pour maintenir la normothermie lors d’une chirurgie souris
lignée cellulaire hTERT NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78)   ;Matériaux biologiques appliquésT0194Lignée cellulaire de Schwann humaine NF1-nulle immortalisée
IsofluraneIso-VetPour l’anesthésie de la souris lors de l’imagerie par bioluminescence
IVIS Lumina Série IIIRevvityPour l’imagerie par bioluminescence
KétamineKétamine 1000 VirbacPour l’anesthésie chirurgicale chez la souris
Logiciel d’image vivanteRevvityInclus avec l’IVISPour l’acquisition et la quantification d’images
Système d’analyse de la luciférasePromegaE1500Pour la détection BLI
MéloxicamMETACAMAnti-inflammatoire non stéroïdien (AINS)
Suture monofilament non absorbableETHILONF2419HPour la suture de l’incision
Aiguille pour seringueHamiltonCoutumesGA33/12,7mm/PST4-12&Deg ;
NOD SCID gamma (NSG) souris   ;Rivière Charles614NSG
pLenti CMV Puro LUC (w168-1)Addgene17477Pour l’expression de la luciférase luciolale
Povidone iode et acute ; E dermique 10 %Viatris330200775Antiseptique topique pour la désinfection cutanée
Lame de scalpelFST10015-00Pour l’incision cutanée pendant la chirurgie
Microscope stéréoscopique L125LeicaPour visualiser le site d’injection cellulaire dans le nerf sciatique
Seringue 10 & micro ; lHamilton1701RNPour l’injection cellulaire dans le nerf sciatique
XilazineRompun 2 %Pour l’anesthésie chirurgicale chez la souris

Références

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