Article de méthode

Lymphadenectomie rénale bilatérale murine

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DOI :

10.3791/68695

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30 décembre 2025

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1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une procédure de survie pour une lymphadenectomie rénale bilatérale murine sûre et bien tolérée.

Résumé

Les maladies auto-immunes résultent de cellules immunitaires ciblant inadéquatement les tissus eux-mêmes, entraînant des pathologies et des dommages aux organes vitaux. Les organes lymphoïdes secondaires servent de site à l’activation des lymphocytes B et T ainsi qu’à la tolérance immunitaire périphérique, en conséquence du drainage des antigènes et du trafic des cellules présentatrices d’antigènes (CPA) via les lymphatiques locaux. Le rôle des ganglions lymphatiques locaux drainants comme site initial d’activation des lymphocytes a été décrit dans des contextes de tumeurs, d’infections et de maladies auto-immunes spécifiques aux organes, mais pas dans l’auto-immunité systémique. Le lupus érythémateux systémique, l’une de ces maladies, est une maladie auto-immune répandue avec une atteinte rénale fréquente conduisant à une lésion rénale et à une défaillance finale. La compréhension approfondie du rôle des ganglions lymphatiques rénaux, qui sont le principal site de drainage antigénique et de trafic de CPA depuis les reins, est limitée par l’incapacité à perturber sélectivement ce tissu. Voici une procédure de survie pour une lymphadénectomie rénale bilatérale murine sûre et bien tolérée. Sont inclus des instructions détaillées, des supports visuels, des conseils utiles pour améliorer le succès et le dépannage des écueils procéduraux. La survie à long terme est excellente et a été observée pendant au moins 4 mois après l’opération. Les ganglions lymphatiques rénaux réséqués sont intacts et immédiatement prêts pour le traitement en aval. Cette procédure est particulièrement adaptée à l’étude de l’effet local des ganglions lymphatiques rénaux.

Introduction

Les maladies auto-immunes couvrent tous les organes du corps humain, allant de maladies relativement restreintes comme l’hépatite auto-immune, l’uvéite et le diabète de type 1, jusqu’à des maladies généralisées comme la sclérose systémique et la sjögrens 1,2,3,4,5. La tolérance immunologique est un stade critique dans le développement des lymphocytes B et T pour prévenirl’auto-réactivité 6. Bien que la tolérance centrale via la délétion clonale dans le thymus soit nécessaire et efficace, cela laisse à lui seul des lacunes dans la défense contre l’auto-immunité 7,8. La tolérance périphérique est une barrière secondaire à l’auto-réactivité via l’anérie des lymphocytes B et T, la délétion ou l’épuisement des lymphocytes T, qui se produit dans les organes lymphoïdes secondaires, y compris les ganglions lymphatiques régionaux drainant les tissus après drainageantigénique 9,10. Cependant, il devient également de plus en plus clair que des cellules autoréactives peuvent résider à l’intérieur de ces ganglions lymphatiques et en migrer chez des individus génétiquement et/ou écologiquement sensibles après une activationinappropriée 11,12.

Le lupus érythémateux systémique est l’une de ces maladies auto-immunes, avec une implication claire des lymphocytes B et T dans plusieurs systèmesd’organes 13. Une manifestation particulièrement courante et morbide est la néphrite du lupus et la progression vers une maladie rénaleterminale 14. La capacité à comprendre l’effet direct des lymphocytes B et T localement présents dans les maladies rénales auto-immunes, contrairement à la physiopathologie systémique circulante, est actuellement limitée par l’incapacité à perturber sélectivement ces ganglions. Avec cette lacune en tête, une procédure de survie pour la lymphadénectomie rénale bilatérale murine a été mise au point et est décrite ici.

L’objectif global de ce protocole est d’assurer une excision sûre et fiable des ganglions lymphatiques rénaux bilatéraux chez les souris présentant une forte survie postopératoire et une tolérance élevée. Cette procédure serait particulièrement adaptée à l’étude de l’effet local des ganglions lymphatiques rénaux sur la pré-amorçare, l’activation et la tolérance des cellules immunitaires associées à la maladie rénale. Cette procédure est idéale lorsqu’elle est combinée à des modèles auto-immuns ou oncologiques affectant le rein.

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Protocole

Toutes les procédures sont réalisées conformément aux protocoles du Comité d’Utilisation et de Soins Institutionnels des Animaux de Yale. Pour développer cette procédure,15 ont été utilisés 15 groupes de souches Balb/c âgés de 8 à 12 semaines, des souris sujettes à risque de lupus (MRL/MpJ-Faslpr/J/J) et des témoins simulés appariés âge/sexe/génotype. De plus, des souris sauvages de type C57BL/6 âgées de 8 à 12 semaines ont également été testées, et les ganglions ont été réséqués en toute sécurité. Les souris mâles et femelles étaient incluses. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation des instruments, des animaux et de la salle d’opération

  1. Stérilisez tous les instruments chirurgicaux. Assurez-vous que la surface d’opération et le cône anesthésiant du nez sont nettoyés avec 70 % d’éthanol.
  2. Installez le microscope opératoire, assurant une ergonomie confortable pour le chirurgien.
  3. Installez une machine à vaporisateur anesthésique inhalé avec un cône de nez et une aspiration pour éviter l’excès d’anesthésie à récupérer. Installez une surface de fonctionnement avec un tampon de circulation d’eau tiède pour maintenir la température corporelle et les fournitures de l’animal dans un endroit pratique et stérile.
  4. Induire l’anesthésie en administrant 2 % à 3 % d’isoflurane inhalé avec un débit d’oxygène de 2 L/min via le nez provenant d’une machine anesthésiante vaporisatrice inhalée (selon les protocoles approuvés par l’institution).
    1. Assurez-vous d’un plan d’anesthésie approprié en confirmant une fréquence respiratoire d’environ 30-40 respirations/minute et l’absence de réponse au pincement de l’arrière-pied. Vérifiez périodiquement le plan d’anesthésie approprié et ajustez le débit d’isoflurane en conséquence.
      REMARQUE : Sinon, un anesthésique injectable est également approprié.
  5. Suivez les recommandations de l’institut pour l’analgésie appropriée et l’anesthésie locale. Par exemple, on peut administrer un analgésique à longue action comme 3,25 mg/kg de buprénorphine XR par voie sous-cutanée et administrer jusqu’à 0,04 mL/5 g de solution de lidocaïne de 1 mg/mL par voie sous-cutanée aux sites d’incision prévus.
  6. Préparez l’animal à la procédure en appliquant du lubrifiant oculaire, en arrachant ou en coupant la fourrure bilatéralement, en stérilisant le dos avec une solution de povodine/iode, suivie d’un traitement à 70 % d’éthanol, et en positionnant le décubitus latéral droit (côté droit vers le bas).
    1. Utilisez du ruban adhésif pour fixer le bras gauche de l’animal en haut et la queue en dessous afin de créer une posture détendue mais allongée (Figure 1A). Cela déplacera le rein plus bas, ce qui améliorera la visualisation et l’exposition.
  7. Portez des gants stériles et appliquez des rideaux stériles sur l’animal avec une fenêtre donnant sur le champ opératoire. Maintenez la stérilité tout au long de l’intervention.
    1. OPTIONNEL : Injectez 10 à 20 μL de bleu d’Evans stérile filtré à 5 % dans une solution saline tamponnée phosphate dans les coussinets bilatérals de l’arrière-pied avant le positionnement animal pour une meilleure identification des ganglions lymphatiques rénaux via drainage le long du tube lymphatiqueiliaque 16 (Figure 1D-G).
      REMARQUE : Attention que ce colorant peut interférer avec les colorations et les analyses cytométriques en flux. De plus, avec le temps, Evans Blue infiltrera également la citerne chyli, voir « dépannage » pour des conseils (Tableau 1).

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Figure 1 : Positionnement anatomique de la souris et des organes et injection optionnelle d’Evans Blue. (A) Positionnement et sécurisation des animaux pour exposition au rein gauche. (B) Orientation anatomique à l’intérieur des fenêtres opératoires. La chaîne ganglionnaire rénale gauche se trouve à proximité des vaisseaux surrénaux et de l’aorte, supérieure aux vaisseaux rénaux. Le ganglion lymphatique rénal droit se trouve juste au-dessus des vaisseaux rénaux. (C) Positionnement et sécurisation des animaux pour une exposition au rénal droit. (D-G) Mise en œuvre d’une injection de bleu d’Evans à 5 % à 20 μL. (D) Arrière-pied gauche et chaîne ganglionnaire rénale gauche (flèche blanche) avant la teinture. Notez l’emplacement général de la citerne chyli (boîte en pointillés), qui est souvent transparente et/ou difficile à identifier à moins d’être rebondie par la lymphe. (E) Arrière du pied gauche et chaîne ganglionnaire rénale gauche (flèche blanche) 5 minutes après l’injection de colorant. Notez les vaisseaux lymphatiques afférents (flèche noire). (F) Pied arrière droit et ganglion lymphatique rénal droit (flèche blanche) avant la teinture. G) Arrière-pied droit et ganglion lymphatique rénal droit (flèche blanche) 5 minutes après l’injection de colorant. Notez les vaisseaux lymphatiques afférents (flèches noires). Barres d’échelle : A,C = 1,0 cm ; D-G (rétrogradations) = 0,5 cm ; D-G (vues internes) = 0,1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Lymphadénectomie rénale gauche

  1. Réaliser une incision oblique de 1 cm à travers la peau juste en dessous de la rate (environ 1 cm en dessous de la côte finale). Disséquez la peau de façon directe en l’éloignant de la paroi abdominale/thoracique et identifiez la rate à l’intérieur de l’abdomen.
    1. Effectuer une incision de 1 cm à travers la musculature de la paroi abdominale, juste en dessous de la rate, pour accéder à la cavité péritonéale (Figure 2A,B).
      REMARQUE : Chez les souris à peau non pigmentée, la rate est facilement visible à travers la peau préparée sous forme d’organe sombre et mobile situé latéralement dans l’abdomen et juste en dessous de la côte ultime.
  2. Identifiez le rein gauche comme un organe lisse le long de la paroi abdominale postérieure et juste inférieur à la rate. Les reins et les ganglions lymphatiques rénaux associés se trouvent dans le rétropéritoine. À l’aide de deux pinces angulaires, disséquez de manière directe l’arrière du rein gauche pour accéder au rétropéritoine (Figure 2C).
    REMARQUE : La technique correcte et sûre de la dissection contondante consiste à appliquer une faible pression avec des pinces fermées au niveau du plan tissulaire désiré et à laisser l’instrument s’ouvrir doucement, écartant ainsi les plans tissulaires.
  3. Reflète le rein gauche par voie antéromédiane.
  4. À l’aide du microscope disséquant, identifiez la coussinette adipéeuse enveloppant le ganglion lymphatique rénal gauche, qui sera postérieur au rein gauche et supérieur aux vaisseaux rénaux gauches. Identifier et éviter la glande surrénale en haut, l’aorte en arrière, et la chyli cisternale antéromédiale (Figure 1B,D).
  5. À l’aide d’une pince à pointe fine, disséquez de façon directe autour de la capsule ganglionnaire (en la séparant des vaisseaux environnants), tout en appliquant une contre-tension douce avec une pince inclinée (Figure 2E). On peut aussi utiliser des ciseaux à pointe fine pour disséquer ce plan de façon brutale.
  6. À l’aide de pinces droites à extrémité fine, rétractez le ganglion lymphatique rénal gauche céphalé tout en utilisant des ciseaux à point fin pour inciser nettement les attaches postéromédianes du ganglion. Veillez à ne pas perturber les vaisseaux sanguins et la citerne chili/canal thoracique (Figure 2F).
  7. Observez la zone de l’hémostasie (Figure 2G).
  8. Ramenez le rein à son emplacement anatomique et refermez l’abdomen en deux couches (paroi abdominale et peau) avec une suture en polypropylène monofilament 6-0 de manière continue. Appliquez de la colle chirurgicale stérile sur la plaie.

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Figure 2 : Lymphadenectomie rénale gauche. (A) Incision oblique gauche juste en dessous et en arrière de l’ombre splénique. (B) Identifier la rate en haut (ligne blanche), la surrénale gauche postérieure (flèche noire) et le rein gauche en dessous (ligne noire). (C) Un plan dans le rétropéritoine est créé en disséquant brutalement immédiatement après le rein (flèche noire). (D) Le ganglion lymphatique rénal gauche (flèches blanches) est immédiatement visible dans une gaine adipeuse. (E) Un plan est créé entre les vaisseaux proches et le nœud (flèches blanches). (F) Le nœud est doucement rétracté et fortement excisé le long du plan créé. (G) L’hémostasie est confirmée, et l’espace vide (flèches estompées de (D)) où se trouvait auparavant le ganglion lymphatique (flèche blanche) est noté comme étant exempt de tout ganglion lymphatique résiduel. (H) Le ganglion lymphatique gauche est souvent une chaîne de multiples ganglions (flèches blanches). L’insertion est une chaîne ganglionnaire gauche ex vivo (1 mm x 3,5 mm). Barres d’échelle : 0,2 cm. Tick = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Lymphadénectomie du rénal droit

  1. Repositionner l’animal dans le décubitus latéral gauche (côté gauche vers le bas). Encore une fois, utilisez du ruban adhésif pour fixer le bras droit de l’animal en haut et la queue en dessous afin de créer une posture détendue mais allongée. C’est particulièrement important à droite, où le foie peut perturber l’exposition (Figure 1C).
  2. Faites une incision oblique de 1 cm à travers la peau, juste en dessous de la côte finale (un peu plus au-dessus du côté gauche). Séquez brutalement la peau en l’éloignant de la paroi abdominale/thoracique et effectuez une incision de 1 cm à travers la musculature de la paroi abdominale pour accéder à la cavité péritonéale (Figure 3A).
  3. Identifiez le rein droit comme un organe lisse le long de la paroi abdominale postérieure et juste inférieur au foie. Il peut être nécessaire d’utiliser un coton-écouvillon pour rétracter la céphale hépatique. À l’aide de deux pinces angulaires, disséquez de manière directe l’arrière du rein droit pour accéder au rétropéritoine (Figure 3B,C).
  4. Reflètez le rein droit par voie antéromédiane.
  5. À l’aide du microscope disséqueur, identifiez la plaque adipeux qui enveloppe le ganglion lymphatique rénal droit, qui sera postérieur au rein droit et supérieur aux vaisseaux rénaux droits. Identifier et éviter la glande surrénale en position supérieure (Figure 1B,D).
  6. À l’aide d’une pince à pointe fine ou d’une ciseaux à pointe fine, disséquez de façon franche autour de la capsule ganglionnaire (en la séparant des vaisseaux environnants), tout en appliquant une contretraction douce avec une pince inclinée (Figure 3E).
  7. À l’aide de pinces droites à extrémité fine, rétractez le ganglion lymphatique rénal droit céphalat tout en utilisant des ciseaux à pointe fine pour inciser nettement les attaches postéromédiales du ganglion lymphatique (Figure 3F). Veillez à ne pas perturber les vaisseaux sanguins rénaux, qui sont juste en dessous du ganglion lymphatique.
  8. Observez la zone pour l’hémostasie (Figure 3G).
    REMARQUE : En général, le ganglion lymphatique rénal droit possède un vaisseau sanguin plus grand et drainant en postérieur, qui est plus susceptible de saigner en cas de récupération réussie du ganglion lymphatique. Le saignement de ce vaisseau peut être contrôlé par une pression douce avec un coton-bouchon jusqu’à ce que l’hémostasie soit atteinte.
  9. Ramenez le rein à son emplacement anatomique et refermez l’abdomen en deux couches (paroi abdominale et peau) avec une suture en polypropylène monofilament 6-0 de manière continue. Appliquez de la colle chirurgicale stérile sur la plaie.

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Figure 3 : Lymphadenectomie du rénal droit. (A) Incision oblique droite juste en dessous et postérieure à la côte finale. (b) Le bord hépatique est identifié en haut (ligne blanche) et le rein gauche en dessous (ligne noire). La surrénale droite est cachée par le bord du foie. (C) Un plan dans le rétropéritoine est créé en disséquant brutalement immédiatement après le rein (flèche noire). (D) Le ganglion lymphatique rénal droit (flèches blanches) est immédiatement visible à l’intérieur d’une gaine adipeuse. (E) Un plan est alors créé autour du nœud (flèche blanche). (F) Le nœud est doucement rétracté et fortement excisé le long du plan créé. (G) L’hémostasie est confirmée, et l’espace vide (flèches estompées de (D)) où se trouvait auparavant le ganglion lymphatique (flèche blanche) est noté comme étant exempt de tout ganglion lymphatique résiduel. (H) Le ganglion lymphatique droit est un unique ganglion sphérique (flèche blanche). En encastre est un ganglion lymphatique ex vivo (2 mm x 1,5 mm). Barres d’échelle : 0,2 cm. Tick = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

4. Soins postopératoires

  1. Relocalisez l’animal dans une cage propre, à moitié sur un tapis de circulation d’eau chaude avec accès à la nourriture et à l’eau à volonté de toute façon.
  2. Laissez l’animal récupérer de l’anesthésie (~10-15 minutes) et surveillez de près les signes de détresse. Si les animaux ne se remettent pas rapidement de l’anesthésie avec des comportements appropriés (c’est-à-dire augmentation du rythme respiratoire, redressement, déplacement, toilettage), euthanasiez l’animal de manière humaine (en suivant les protocoles approuvés par l’institution).
  3. Lorsque tous les animaux se sont remis de l’anesthésie, ramenez les cages à l’établissement de soins avec accès à l’eau, à la nourriture, à la litière et aux matériaux d’enrichissement de façon ad libitum.
  4. Évaluez les souris postopératoirement toutes les 12 heures pendant 3 jours pour détecter des signes de douleur ou de détresse (c’est-à-dire posture voûtée, diminution de l’activité, diminution de l’engagement, mauvaise toilettage). Euthanasiez humainement les souris présentant des signes de détresse.
  5. Si vous utilisez une suture permanente (comme le polypropylène monofilament 6-0), examinez les incisions au jour 10 postopératoires et retirez tout matériau restant pour la suture.

5. Manipulation des ganglions lymphatiques

REMARQUE : Le ganglion lymphatique excisé est immédiatement prêt à entrer dans les pipelines pour d’autres applications en aval.

  1. Lors de l’apprentissage de cette procédure et de l’anatomie, confirmez l’excision des ganglions lymphatiques par histologie ou cytométrie en flux à l’aide de colorations par anticorps de votre choix.
  2. Placez le tissu dans un milieu de culture cellulaire (par exemple, DMEM, RPMI) ou dans une solution séline tamponnée phosphate (PBS) sur de la glace pour des techniques de cellules vivantes ou dans un fixateur (par exemple, 10 % de formol tamponné neutre, 4 % de paraformoldéhyde) pour une histologie planifiée.
    REMARQUE : Une méthode rapide, mais moins précise, pour confirmer les ganglions lymphatiques est de placer l’échantillon réséqué dans le PBS. En général, un échantillon de ganglions lymphatiques principalement s’enfoncera, tandis qu’un échantillon de tissu adipeux flottera ; Cependant, des tests confirmatoires supplémentaires sont recommandés lors de l’optimisation initiale de cette procédure.

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Résultats

Cette procédure peut être réalisée en 15 à 20 minutes par souris. Pour confirmer la précision de cette procédure, des lymphadénectomies rénales bilatérales ont été réalisées sur cinq frères et sœurs de portée de 8 à 12 semaines, d’âge, de sexe et de génotype, appariés. Toutes les souris ont bien toléré la procédure avec une survie périopératoire de 100 %. Des échantillons excisés ont été placés dans PBS sur glace. Tous les échantillons ont immédiatement coulé, confirmant une faible teneu...

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Discussion

Voici une procédure de survie pour une lymphadénectomie rénale bilatérale murine sûre et bien tolérée. La principale limitation de cette procédure est la taille relativement petite des ganglions lymphatiques rénaux, nécessitant un microscope opératoire. Sans microscope opératoire, une résection assurée peut être difficile à obtenir. Certains modèles génétiques de souris présentent des ganglions lymphatiques élargis, ce qui facilite l’identification et l’apprentissage des techniques

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Déclarations de divulgation

R.A.F. est conseillère auprès de Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. et Ventus Therapeutics. Tous les autres auteurs déclarent ne pas avoir d’intérêts concurrents.

Remerciements

Nous remercions J. Alderman, B. Cadugan, E. Hughes-Picard et J. Horrocks pour leur assistance administrative, ainsi qu’à C. Hughes pour la gestion de la colonie de souris. H.N.B. est membre du Yale Surgeon Scientist Training Program, qui a partiellement financé et soutenu ce projet. Ce travail a également été financé par le Howard Hughes Medical Institute (à la R.A.F.) et par la bourse de recherche résidente de l’American College of Surgeons (à H.N.B.).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Circuit anesthésiqueN’importe lequelOu anesthésique injectable
Cytomètre en flux BD LSRII (ou équivalent)BD BiosciencesÉquipé du logiciel FACS Diva
Buprénorphine XRN’importe lequelPour l’analgésie
Milieu de culture cellulaire & nbsp ;N’importe lequel(pour les techniques de cellules vivantes ; c’est-à-dire DMEM ou RPMI)
DAPIBiolégende422801Concentration de travail : 15 ug/mL
Lampes LED à col de groise doubles ou doublesN’importe lequel
Éthanol (70 % dans l’eau)N’importe lequelPour le nettoyage
CD45.2 (104) conjugué à la souris FITCBiolégende109806Concentration de travail : 5 ug/mL
Pinces : pinces à pointe fine inclinée (x2)RobozRS-5058Matériel : Dumoxel ; Motif #5, angle de 45 degrés ; pointe 0,1 x 0,06mm
Pinces : pinces à pointe fineRobozRS-4960Matériel : Dumostar ; Modèle #1 ; Pointe : 0,20 x 0,12 mm
Pinces : pinces à pointe fineRobozRS-4966Matériel : Dumostar, Biologie tip ; Modèle #3 ; Pointe : 0,08 x 0,04 mm
LidocaïneN’importe lequelPour l’analgésie
SourisJaxPour la souche C57BL/6, souris sauvages : les laboratoires Jackson #000664
Tourne-aiguillesRobozRS-6410porte-aiguilles Castroviejo ; Straight
Microscope opératoireLeicaMZ9.5Microscope stétéo opérateur à tête Leica Mz9.5
OPTIONNEL : teinture bleue EvansSigmaE2129-10GPour le traçage lymphatique.
Solution physiologique tamponnée phosphate (PBS)N’importe lequel
Solution de povidone/iodeN’importe lequelPour la préparation/stérilisation de la peau
Ciseaux : ciseaux à pointe extra fineRobozRS-5605McPherson-Vannas ; Tranchant de 3 mm ; courbe
Ciseaux : Ciseaux moyensRobozRS-5676Noyes ; Tranchant de 13 mm ; Droit
Colle chirurgicaleN’importe lequelpar exemple, adhésif de tissu 3M Vetbond
Suture : polypropylène monofilament bleu 6-0N’importe lequel
Fixateur tissulaireN’importe lequel(pour l’histologie programmée ; c’est-à-dire 10 % de formol tampon neutre ou 4 % de paraformaldéhyde)
Bouillotte à circulation d’eau chaudeN’importe lequel
Souris & nbsp ;  ; Les laboratoires JacksonPour la souche Balb/c, souris sujettes au lupus (MRL/MpJ-Fas-lpr/J) : #000485

Références

  1. Amador-Patarroyo, M. J., Peñaranda, A. C., Bernal, M. T. Autoimmunity. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  2. Echeverri, A. F., Tobón, G. J. Systemic autoimmune diseases. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  3. García-Carrasco, M., et al. Autoimmune disorders and pathogenesis. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  4. Sarmiento-Monroy, J. C., Mantilla, R. D., Rojas-Villarraga, A., Anaya, J. -M., et al. Lupus and immunological profiling. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. In: Anaya, J.-M. (2013).
  5. Solari, N. F., Cherñavsky, A. C., et al. Rheumatologic autoimmune syndromes. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  6. Kamradt, T., Mitchison, N. A. Tolerance and autoimmunity. N Engl J Med. 344 (9), 655-664 (2001).
  7. Rouiz-Argüelles, A., et al. Hematologic autoimmune conditions. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  8. Venanzi, E. S., Benoist, C., Mathis, D. Good riddance: Thymocyte clonal deletion prevents autoimmunity. Curr Opin Immunol. 16 (2), 197-202 (2004).
  9. Meng, X., et al. Immunological mechanisms of tolerance: Central, peripheral and the role of T and B cells. Asia Pac Allergy. 13 (4), 175-186 (2023).
  10. Swartz, M. A., Hubbell, J. A., Reddy, S. T. Lymphatic drainage function and its immunological implications: From dendritic cell homing to vaccine design. Semin Immunol. 20 (2), 147-156 (2008).
  11. O'Byrne, A. M., Van Baarsen, L. G. M. Lymph nodes as gatekeepers of autoimmune diseases. RMD Open. 10 (4), e004097(2024).
  12. Hampton, H. R., Chtanova, T. Lymphatic migration of immune cells. Front Immunol. 10, 1168(2019).
  13. Fortuna, G., Brennan, M. T. Systemic lupus erythematosus: Epidemiology, pathophysiology, manifestations, and management. Dent Clin North Am. 57 (4), 631-655 (2013).
  14. Hanly, J. G., et al. The frequency and outcome of lupus nephritis: Results from an international inception cohort study. Rheumatology. 55 (2), 252-262 (2016).
  15. Andrews, B. S., et al. Spontaneous murine lupus-like syndromes: Clinical and immunopathological. J Exp Med. 148, 1198-1215 (1978).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Morse, H. C., et al. Abnormalities induced by the mutant gene, lpr. Patterns of disease and expression of murine leukemia viruses in SJL/J mice homozygous and heterozygous for lpr. J Exp Med. 161 (3), 602-616 (1985).
  18. Ayalon, G., et al. Antibody semorinemab reduces tau pathology in a transgenic mouse model and engages tau in patients with Alzheimer's disease. Sci Transl Med. 13 (593), eabb2639(2021).
  19. Dong, X., et al. Antigen presentation by dendritic cells in renal lymph nodes is linked to systemic and local injury to the kidney. Kidney Int. 68 (3), 1096-1108 (2005).
  20. Lan, H. Y., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. Trafficking of inflammatory macrophages from the kidney lymph nodes during experimental glomerulonephritis. Clin Exp Immunol. 92, 336-341 (1993).
  21. Karmali, R. J., Suami, H., Wood, C. G., Karam, J. A. Lymphatic drainage in renal cell carcinoma: Back to the basics. BJU Int. 114 (6), 806-817 (2014).

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Mots-clés

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