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Article de recherche

L’utilisation de Piper amalago var. amalago comme synergiste insecticide écologique dans la lutte contre Aedes aegypti

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DOI :

10.3791/68723

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24 octobre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Caribbean Centre for Research in Biosciences, Natural Products Institute, University of the West Indies, 2Life Sciences, University of the West Indies, 3The Mosquito Control Research Unit, Department of Life Sciences, University of the West Indies, 4Cell Therapy Institute, Paracelsus Medical University, 5Vector Group, Liverpool School of Tropical Medicine

Dans cet article

Résumé

Les extraits éthanoliques de Piper amalago var. amalago démontrent des effets synergiques lorsqu’ils sont utilisés avec la deltaméthrine contre Ae. aegypti. L’activité synergique démontrée est le résultat de son ingrédient actif, la pipérine, qui est un inhibiteur des CYP connu pour être régulé à la hausse chez les moustiques qui montrent une résistance aux insecticides.

Résumé

La résistance aux insecticides met à l’épreuve la lutte contre Ae. aegypti, principal vecteur des virus de la dengue, du chikungunya et du Zika dans les Caraïbes et en Amérique latine. L’élaboration de nouvelles stratégies de lutte antivectorielle est essentielle pour réduire la transmission de ses maladies. Piper spp., traditionnellement utilisés pour leurs propriétés culinaires, ont démontré une activité insecticide. L’étude explore des extraits de Piper amalago var. amalago, une variété originaire des Caraïbes et d’Amérique latine, en tant que synergistes insecticides, des composés modérément toxiques pour les insectes mais qui augmentent la toxicité lorsqu’ils sont utilisés en combinaison avec des insecticides synthétiques.

La toxicité de la deltaméthrine sur des Ae. aegypti prélevés sur le terrain à l’aide de l’essai biologique en bouteille du CDC a été évaluée. Après confirmation de la résistance, des extraits à l’éthanol ou à l’hexane ont été préparés à partir des parties aériennes de Piper amalago var. amalago. Les extraits ont été appliqués aux générations subséquentes d’Ae. aegypti élevées en laboratoire. Parmi les fractions préparées, l’extrait à l’éthanol de tige était le plus puissant, avec des valeurs DL50 de 0,007 mg/mg (extrait de plante/poids corporel femelle Ae. aegypti ). L’extrait à l’éthanol de tige a démontré un effet synergique avec la deltaméthrine à l’aide d’un essai biologique modifié sur bouteille CDC. La mortalité est passée de 22 % ± 0,42 % avec la deltaméthrine seule, à la dose de 10 μg de principe actif en 30 minutes à 96 % ± 0,17 % avec l’application d’un extrait à l’éthanol de tige (DL25 = 2,2 μg/mg) suivi de la deltaméthrine à la dose et au moment indiqués. Les études GC-MS ont montré que la pipérine était le composé le plus abondant dans les extraits préparés. L’étude démontre l’utilisation de Piper amalago var. amalago comme synergiste efficace contre Ae. aegypti.

Introduction

Aedes aegypti est un important vecteur anthropophile de moustiques en Amérique latine et dans les Caraïbes (LAC)1. Plusieurs facteurs, notamment l’accès à un approvisionnement adéquat en eau potable, la qualité des services de santé publique, les changements climatiques, les mouvements humains et le commerce, ont facilité non seulement la distribution de ce vecteur opportuniste, mais aussi la distribution des agents pathogènes transmis par l’espèce 2,3 dans la région 1,4. Le vecteur pond indistinctement dans des récipients collectant l’humidité à l’intérieur et autour des habitations humaines, et ses œufs sont résistants à la sécheresse, ce qui permet de survivre dans des conditions environnementales difficiles5. Les moustiques Ae. aegypti sont des vecteurs adaptés à la température, avec des taux d’éclosion des œufs, une alimentation sanguine et une transmission virale qui augmentent avec l’augmentation des températures 6,7,8,9. Les moustiques Ae. aegypti sont capables de transmettre des flavivirus (dengue, Zika, virus du Nil occidental, fièvre jaune) et un alphavirus (chikungunya)1, en ciblant les hôtes humains dans les pays endémiques. À l’exception de la fièvre jaune, les vaccins contre les agents pathogènes transmis par Aedes spp. en sont encore au stade de la mise au point ou des essais précliniques ou ne sont pas facilement disponibles10,11. L’introduction de nouveaux virus transmis par Aedes dans la région entre 2013 et 2016, ainsi que l’augmentation des observations de cas de dengue depuis 2019 12,13,14, ont précipité la nécessité d’améliorer la gestion des vecteurs Aedes au sein de la région LAC 15.

Les principales stratégies de lutte contre Ae. aegypti impliquent l’utilisation d’insecticides synthétiques. Les produits synthétiques commerciaux sont utilisés par les organismes de santé publique pour contrôler les populations d’Ae. aegypti afin de réduire les épidémies16,17, par les agriculteurs de l’industrie agricole pour lutter contre les ravageurs des cultures 16,18,19 et par la population générale dans leurs foyers 18,20,21. Ces produits chimiques sont généralement non spécifiques et ont un impact négatif sur l’environnement en raison de leur non-sélectivité. L’utilisation excessive de ces insecticides a entraîné l’évolution de la résistance des moustiques19. La résistance aux insecticides de ce vecteur entraîne un cycle sans fin d’utilisation accrue des insecticides pour obtenir leur efficacité19, à moins d’être interrompu22. L’exploration de méthodes nouvelles et efficaces pour contrôler les populations de moustiques Aedes aegypti est importante pour prévenir la transmission de leurs agents pathogènes pathogènes23,24.

Les plantes ont développé des métabolites secondaires qui sont soit toxiques pour les insectes, soit dissuadent l’alimentation. Ainsi, les plantes et leurs métabolites présentent des produits chimiques biorationnels efficaces qui peuvent fournir de nouvelles alternatives pour lutter contre les insectes vecteurs phytophages et hématophages 23,25,26,27,28,29. La région de l’Amérique latine et des Caraïbes abrite une grande diversité de plantes30, et les communautés de la région ont une solide connaissance des plantes et de leurs propriétés curatives31. Plus de 80 % des personnes originaires des pays en développement dépendent de l’utilisation des plantes pour compenser le coût de la médecine allopathique 32,33,34. Les plantes couramment utilisées en médecine traditionnelle sont connues pour avoir des métabolites secondaires uniques qui ont ajouté de la valeur à la fois à l’industrie pharmaceutique35 et à l’industrie agricole26,35. La biodiversité du bassin LAC 30,31,36 se prête à la découverte de métabolites végétaux uniques qui peuvent fournir des alternatives aux insecticides chimiques synthétiques, qui peuvent être moins toxiques pour les humains et d’autres organismes26. Les insecticides à base de plantes peuvent réduire la dépendance aux insecticides synthétiques commerciaux et, par extension, réduire les pressions sélectives associées au développement d’une résistance aux insecticides chez les moustiques.

De nombreuses études ont démontré l’activité insecticide d’extraits préparés à partir du genre Piper (Piperaceae), un genre connu pour sa riche diversité chimique 23,27,28,31,37,38. Piper amalago L., originaire de la LAC, avec trois variétés intraspécifiques39, dont deux se trouvent en Jamaïque, sont traditionnellement utilisées pour traiter les maladies digestives 31,40,41 ; Cependant, leur potentiel en tant qu’insecticides et/ou synergistes des insecticides semble sous-exploré 23,42,43. L’extrait de racine d’hexane-acétone de Piper amalago var. nigrinodum (C. DC) Yunck., une endémique jamaïcaine, a fourni un nouvel amide, le 7-(3',4'-méthylènedioxyphényl)-2E,4 E-heptadiénoïque pyrrolidide, qui était toxique pour les larves d’Ae. aegypti 42. L’autre variété, Piper amalago var. amalago, originaire des Caraïbes, y compris de la Jamaïque, et de l’Amérique tropicale du Sud39, extrait d’huile essentielle de feuilles, a démontré son potentiel en tant que lutte biologique pour prévenir la reproduction des papillons se nourrissant d’agrumes43. Cet extrait d’huile de feuille peut avoir du potentiel dans l’industrie agricole. L’extrait éthanolique de la feuille et de la tige de Piper amalago var. amalago était modérément toxique pour Anopheles gambiae23 élevé en laboratoire. Plusieurs composés avec une gamme de valeurs pharmacologiques ont été extraits de parties de plantes appartenant au genre Piper, les composés élués variant en fonction de la polarité du solvant d’extraction et du type d’extraction 41,42,44,45,46,47,48,49. En nous appuyant sur les métabolites actifs avec des activités insecticides déjà obtenus chez Piper amalago 27,28,50, nous continuons à explorer l’activité insecticide de Piper amalago var. amalago. Dans cette étude, les effets des extraits à l’éthanol et à l’hexane de Piper amalago var. amalago ont été explorés en tant qu’insecticide et synergiste de la deltaméthrine contre Ae. aegypti, ainsi que le mécanisme d’action potentiel.

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Protocole

Préparation des extraits de plantes
Un premier spécimen de Piper amalago var. amalago a été prélevé en février 2018 et laissé sécher à l’air libre pendant une période de 72 heures. Le spécimen a été identifié par le botaniste et le conservateur de l’herbier. Le spécimen a été monté, sous les numéros de référence 36616 et 36617, et déposé dans l’herbier de l’Université des Indes occidentales, à Mona, en Jamaïque. Des échantillons de plantes ont ensuite été prélevés pour préparer des extraits d’éthanol ou d’hexane. Les extractions ont été effectuées comme suit : les feuilles, les tiges et les feuilles et tiges séchées ont été pulvérisées, puis immergées dans 350 mL d’éthanol ou d’hexane de qualité analytique pendant 72 h. Après la période de 72 heures, chaque extrait a été filtré par aspiration à l’aide d’un entonnoir Büchner tapissé de papier filtre de 90 mm, avec une pompe à vide attachée, pour séparer les particules végétales de l’extrait. L’extrait a ensuite été concentré par évaporation rotative, décanté et placé sous une hotte pour éliminer l’excès de solvant23. La masse finale de chaque extrait a été obtenue. Pour éviter une éventuelle oxydation des extraits, du matériel végétal a été régulièrement collecté et extrait.

Élevage de moustiques
Les larves et les pupes d’Ae. aegypti ont été récoltées dans les sites de reproduction des moustiques des communautés des paroisses de Kingston et de St. Andrew (KSA), Jamaica51, initialement, en septembre 2019, et les générations suivantes (F1 à F12) ont été élevées. Les moustiques ont été maintenus à une température constante de 27 ± 2 °C et à 70 % ± 10 % d’humidité dans un incubateur. Des souches d’Ae. aegypti de la Nouvelle-Orléans (NO) ont été utilisées comme souche témoin pour toutes les expériences. Régulièrement, les larves étaient maintenues dans des plateaux et nourries avec des granulés de carpes koï jusqu’à la nymphose. Les pupes ont été retirées et transférées dans des gobelets dans des cages d’élevage d’insectes par souche. Les moustiques adultes ont reçu 10 % de saccharose à volonté. Par la suite, des collectes de moustiques ont été effectuées pour maintenir leurs populations à un niveau proche de celui des moustiques capturés sur le terrain.

Tests de résistance aux insecticides (IR)
La sensibilité de la souche KSA à la deltaméthrine a été évaluée à l’aide du dosage en bouteille 52,53,54 des Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Des bioessais en bouteille ont été effectués sur des femelles adultes âgées de 3 à 5 jours. Des adultes non nourris au sang (n = 20-25) ont été transférés de leur cage à l’aide d’un aspirateur alimenté par aspiration par inhalation dans des flacons de 250 mL, pré-enrobés de deltaméthrine à la dose diagnostique du CDC de 10 μg/flacon. Les flacons de contrôle ont été pré-enduits d’acétone. La mortalité a été enregistrée toutes les 15 min jusqu’à 2 h53,54. Les moustiques étaient considérés comme morts s’ils étaient incapables de se tenir debout53,54. L’expérience a été répétée trois fois. Les moustiques testés ont été classés comme sensibles ou résistants selon les directives53,54 du CDC.

Dosage insecticide - Application topique
Chaque extrait de plante préparé a été remis en suspension dans de l’éthanol pour obtenir une solution mère initiale (1 mg/μL), puis dilué en série (0-0,25 mg/μL) à l’aide d’éthanol. L’extrait remis en suspension a été appliqué localement sur le thorax de moustiques femelles adultes non nourries de sang âgées de 3 à 5 jours et non nourries de sang (n = 10) selon les méthodes précédemment publiées 23,24,55. Brièvement, les moustiques femelles ont été transférées de leur cage à l’aide d’un aspirateur d’inhalation à des tasses et anesthésiées/renversées sur de la glace. L’extrait remis en suspension, 0,2 μL, a été appliqué sur le thorax dorsal à l’aide d’une seringue de 10 μL de la série 700 fixée à un distributeur répétitif. Pour le groupe témoin, de l’éthanol, 0,2 μL, a été appliqué localement. Après chaque exposition au traitement, les moustiques ont été transférés dans des gobelets en papier et nourris avec une solution de saccharose à 10 %. Des changements dans le vol ou la démarche des moustiques, le cas échéant, ont été notés pendant les 5 premières heures suivant l’exposition initiale. La mortalité a été enregistrée à 24 h dans des conditions insectifiques standard. Chaque concentration d’essai a été réalisée en trois exemplaires. L’expérience a été menée deux fois.

Dosages synergiques
Pour déterminer le potentiel de l’extrait en tant que synergiste, un essai biologique modifié en bouteille avec un synergiste a été utilisé23. Des moustiques femelles non nourries de sang, âgées de 3 à 5 jours (n = 20-25), ont été exposées localement à de l’extrait de plante à la dose létale de 25 % (DL25) pendant qu’elles étaient anesthésiées/renversées, comme décrit ci-dessus. Les moustiques ont été transférés dans une tasse en filet et observés pendant 1 h. Après 1 h de vol actif, les moustiques ont été délicatement retirés des gobelets à l’aide d’un aspirateur alimenté par l’aspiration de l’inhalation55, puis transférés dans des bouteilles pré-enrobées de 10 μg de deltaméthrine (bouteilles enrobées totales = 4). L’éthanol a été utilisé comme agent de contrôle pour l’application topique. Les flacons de contrôle étaient recouverts d’acétone. Le taux de mortalité a été observé toutes les 15 minutes jusqu’à 2 h ou jusqu’à ce que 100 % de mortalité soit atteint. L’efficacité de l’extrait en tant que synergiste a été comparée à celle d’un synergiste connu, le butoxyde de pipéronyle (PBO), comme suggéré précédemment53,54. Initialement, les moustiques ont été exposés à des bouteilles traitées avec 400 μg de PBO pendant 1 h. Après 1 heure d’exposition, les moustiques ont ensuite été transférés dans des tasses en filet et nourris avec une solution de sucre à 10 %. Après 1 h, les moustiques ont été transférés doucement à l’aide de l’aspirateur dans des bouteilles enrobées de 10 μg de deltaméthrine (bouteilles enrobées totales = 4)53,54. Les moustiques ont été observés toutes les 15 minutes jusqu’à 2 heures ou jusqu’à ce que la mortalité atteigne 100 %. L’expérience a été menée trois fois.

Caractérisation d’extraits de plantes par chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse (GC - MS) et chromatographie liquide à haute performance (HPLC)
L’extrait de P. amalago var. amalago a été analysé par système GC-MS couplé à un détecteur sélectif en masse avec colonne DB-5 ms (60 m × 0,25 mm ; épaisseur du film de 0,25 μm). De l’hélium pur a été utilisé comme gaz porteur à un débit de 1 mL/min. Le programme de température a été lancé à 45 °C et a augmenté à un taux de 1 °C/min à 280 °C, puis à 2 °C/min. Les températures de l’injecteur et du détecteur ont été maintenues à 210 °C et 220 °C, respectivement. Le volume d’injection de l’extrait était de 1 μL. Les indices de rétention ont été calculés à l’aide de la procédure de Kovats. Les composés de l’extrait ont été identifiés en comparant les données spectrales de masse avec celles de la bibliothèque NIST (Mass Spectral Database) 17 du National Institute of Standards and Technology, comme décrit précédemment56.

L’identification du composé présent a été réalisée par comparaison de l’extrait avec un étalon de référence à l’aide de la CLHP. La séparation de l’extrait a été effectuée à l’aide d’une HPLC en phase stationnaire. La colonne utilisée était en C-18, avec 75 % d’acétonitrile et 25 % d’eau comme solvants. L’extrait a été normalisé par rapport au principal produit phytochimique identifié avec un niveau de confiance de 99 % par l’analyse GC-MS.

Essais in vitro du CYP sur les moustiques
La cinétique de Michaelis-Menten a d’abord été calculée pour CYP9J32 (90 pmol/mL ; Km 19,52 μM), la concentration utilisée dans le dosage inhibiteur. Des dosages du CYP ont été réalisés à l’aide de l’extrait de pipérine purifié dissous à une concentration finale d’acétonitrile de 0,1 %. Le substrat fluorogénique, le DEF, a été dissous dans du DMSO. La concentration finale de DMSO était de 0,5 %. Un témoin de solvant préparé avec 0,5 % de DMSO et 0,1 % d’acétonitrile final a été testé pour corriger les effets des solvants dans toute la plage de dilution. Comme référence pour comparer la propriété inhibitrice de la pipérine, la deltaméthrine et le PBO ont été utilisés comme témoins standard. La procédure a suivi des méthodes similaires à celles décrites précédemment23. Les réactions enzymatiques ont été réalisées dans des plaques à 96 puits, dans une solution tampon de phosphate de potassium de 50 mM avec 5 mM de MgCl2, ajustée à un pH de 7,4, tout en faisant varier la concentration du composé d’essai. Toutes les réactions ont été pré-incubées à 37 °C pendant 5 min, tout en maintenant 420 tr/min sur un agitateur. Un système générateur de NADPH, composé de NADP+ (0,001 mM), de glucose-6-phosphate (0,025 mM) et de glucose-6-phosphate déshydrogénase (5 unités/mL), a été ajouté pour amorcer la réaction. Le volume final dans chaque puits était de 200 μL. Les réactions ont été suivies à 485 nm/530 nm (excitation/émission) à l’aide d’un spectrophotomètre de fluorescence avec incubateur et agitateur. Les données inhibitrices sont présentées sous forme de moyenne ± d’erreur type de la moyenne (SEM). Les analyses ont été réalisées en trois exemplaires.

Modélisation d’homologie
Des modèles structurels préliminaires pour CYP9J32 (Ae. aegypti) ont été construits à l’aide d’AlphaFold57. Le groupe hème a été positionné suite à un alignement structurel avec Homo sapiens CYP3A4 (PDB ID : 6DAA)58. Une simulation de la dynamique moléculaire des coordonnées structurelles de la CYP9J32 dans l’eau a été réalisée à l’aide des paramètresdécrits précédemment 23.

Amarrage moléculaire
Les coordonnées finales de la simulation de dynamique moléculaire décrite ci-dessus ont été utilisées pour effectuer des analyses d’amarrage moléculaire avec la pipérine en utilisant un protocole23 décrit précédemment.

Analyse des données
Les données de toxicité liées à l’utilisation d’insecticides sont présentées en % de mortalité ± d’écart-type (ET). Les essais de toxicité des extraits de plantes ont été réalisés en trois exemplaires. Les données des essais de toxicité de l’extrait de plante sont présentées sous forme de doses létales (concentration de l’extrait de plante par poids corporel d’Ae. Aegypti) à 50 % et 95 % de mortalité ± intervalle de confiance repère à 95 % (IC à 95 %) par population (R version 3.6.2). La mortalité dans le groupe témoin pour tous les essais de toxicité était inférieure à 20 %. La formule d’Abbott a été utilisée pour corriger le taux de mortalité dans chaque groupe traité lorsque nécessaire72. Les analyses statistiques ont été effectuées à l’aide de SPSS pour Windows (version 17.0). L’analyse de variance à un facteur (ANOVA) a été utilisée pour déterminer les différences significatives (p < 0,05) entre les moyennes dans la mesure du possible.

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Résultats

La sensibilité d’Ae. aegypti prélevé à Kingston et à St. Andrew (KSA), en Jamaïque, à l’essai biologique en bouteille du CDC ; La dose discriminante de deltaméthrine a été évaluée en mesurant la mortalité des moustiques à la deltaméthrine (10 μg de matière active) à la période de diagnostic de 30 min. La mortalité due à la deltaméthrine a été observée jusqu’à 2 heures. Les moustiques capturés dans la nature étaient résistants à la deltaméthrine, avec une mortalité variant de 0 % à 22 %, tandis que la souche sens...

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Discussion

Nous avons exploré les extraits de Piper amalago var. amalago, une plante originaire des Caraïbes et d’Amérique latine, en tant qu’insecticide et synergiste de la deltaméthrine contre Ae. aegypti. Des extraits éthanoliques et hexane des parties aériennes de la plante ont été préparés. Tous les extraits éthanoliques ont entraîné une mortalité de 100 % en 24 heures (tableau 1). La préparation de la tige a eu le plus grand effet toxique contre

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous sommes reconnaissants à M. M.T. Babumon pour son soutien dans les tests GC-MS et HPLC.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Bouteilles de 250 mLWheaton Industries, DWK Sciences de la vieN/AEssai de toxicité
Seringue série 700  ;Hamilton, NV, États-UnisN/AEssai de toxicité
Papier filtre de 90 mmWhatmanN/ADosage de l’extraction
Acétone (99 %)  ;Fisher Bioreagent (NJ, États-Unis)https://www.fishersci.com/shop/
products/acetone-99-thermo-
scientific/AAL104070F# ?
mot-clé=Acétone %2099 %		Solution de dissolution, réactif de contrôle
Acétonitrile (99,8 %)Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, États-Unis)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/acétonitrile-(99.8%25)
?focus=produits& page=1& perpage
=30& sort=pertinence& term=
acétonitrile %20%2899.8 %
25%29& type=produit		Solution de dissolution
Plaques noires à 96 puits  ;Thermo Labsystems, Basingstoke, Royaume-UniN/ADosage enzymatique
DB-5 ms colonne  ; (60m × ; 0.25 mm ; 0.25 &mu ; m épaisseur du film)Hewlett-PackardN/AIdentification du métabolite secondaire actif dans la plante
La deltaméthrine (98 %)Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, États-Unis)https://www.sigmaaldrich.com
/GB/fr/rechercher/deltaméthrine-
(98%25) ?focus=produits& page
=1& par page=30& sort=pertinence
& terme=deltaméthrine %20%2898
%25%29& type=produit		Insecticide standard
Diéthoxyfluorescéine (DEF ; 98,1 %)Cypex Ltd. (Dundee, Royaume-Uni)531001-10Dosage enzymatique
Diméthylsulfoxyde (DMSO) (99,9 %)Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, États-Unis)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/diméthyl-sulfoxyde
-(dmso)-(99.9%25) ?focus=produits
& page=1& par page=30& sort=
pertinence& term=dimethyl %20sulfoxide
%20%28DMSO %29%20%2899.9 %
25%29& type=produit		Solution de dissolution
Éthanol (99 %)Fisher Bioreagent (NJ, États-Unis)https://www.fishersci.com/us/
fr/catalogue/rechercher/produits ?
mot-clé=Éthanol+ %2899%25%29		Solution de dissolution, réactif de contrôle
Système GC&ndash ;MS’sp ;Agilent Technologies, Californie, États-UnisAgilent 7820 AIdentification du métabolite secondaire actif dans la plante
Système GC&ndash ;MS’sp ;Agilent Technologies, Californie, États-UnisAgilent 7820 AIdentification du métabolite secondaire actif dans la plante
Glucose-6-phosphateSigma-Aldrich (Gillingham, Royaume-Uni)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/glucose-6-phosphate ?
focus=produits& page=1& perpage
=30& sort=pertinence& terme=glucose
-6-phosphate& type=produit		Dosage enzymatique
Glucose-6-phosphate déshydrogénase  ;Sigma-Aldrich (Gillingham, Royaume-Uni)https://www.sigmaaldrich.com/GB
/fr/rechercher/glucose-6-phosphate-
déshydrogénase ?focus=produits
& page=1& par page=30& sort=
pertinence& terme=glucose-6-phosphate
%20déshydrogénase& type=produit		Dosage enzymatique
Hexane (98 %)Fisher Bioreagent (NJ, États-Unis)https://www.fishersci.com/us/
fr/catalogue/rechercher/produits ?
mot-clé=Hexane+ %2898%25%29		Solution de dissolution
IncubateurShel Lab, Sheldon Manufacturing, États-UnisL127Élevage d’insectes
Cages d’élevage d’insectesBugdorm, TaïwanN/AÉlevage d’insectes
Chlorure de magnésiumSigma-Aldrich (Gillingham, Royaume-Uni)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/chlorure-de-magnésium-
 ?focus=produits& page
=1& par page=30& sort=pertinence
& terme=Magnésium %20chlorure & type=produit		Dosage enzymatique
Détecteur sélectif de masse  ;Agilent Technologies, Californie, États-UnisAgilent 5975Identification du métabolite secondaire actif dans la plante
Nicotinamide adénine dinucléotide phosphate (NADP+)Sigma-Aldrich (Gillingham, Royaume-Uni)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/nicotinamide-
adénine-dinucléotide-phosphate
-(nadp %2B) ?focus=produits&
page=1& par page=30& sort=pertinence
& terme=nicotinamide %20adénine %
20dinucléotide %20phosphate %20
%28NADP %2B %29& type=produit		Dosage enzymatique
Distributeur répétitif PB600  ;Hamilton, NV, États-UnisEssai de toxicité
Pipérine (97 %)  ;Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, États-Unis)https://www.sigmaaldrich.com/
GB/fr/search/piperine-(97%25) ?dym
=pipéridine %20%2897%25 %
29%2Cpiperazine %20%2897 %
25%29& focus=produits& page=1
& par page=30& sort=pertinence&
terme=pipérine %20%2897%25 %
29& type=produit		Étalon composé
Butoxyde de pipéronyle (PBO ; 90 %)Fluka, Buchs (Suisse)N/AInsecticide pyréthrinoïde standard
Phosphate de potassiumSigma-Aldrich (Gillingham, Royaume-Uni)https://www.sigmaaldrich.com/
FR/fr/rechercher/phosphate-de-potassium ?
focus=produits& page=1& perpage
=30& sort=pertinence& terme=potassium
%20phosphate& type=produit		Dosage enzymatique
Évaporateur rotatifBü ; chii (DE, États-Unis)B-481Dosage de l’extraction
SigmaPlot v. 10.  ;Systat Software IncVersion 10.0Dosage enzymatique
HPLC en phase stationnaire  ;Agilent Technologies, Californie, États-UnisSérie Agilent 1100Identification du métabolite secondaire actif dans la plante
Pompe à vide  ;GAST (États-Unis)Référence 0523-V4-G588DXDosage de l’extraction
Varioskan  ;ThermoFisher, Royaume-UniN/ATest enzymatique, spectrophotomètre de fluorescence avec incubateur et agitateur

Références

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