Cette étude présente un modèle préclinique de xénotransplantation cardiaque abdominale hétérotopique utilisant des porcs et des macaques knock-out α-Gal (GTKO). Le modèle intègre une sélection optimisée des receveurs, des techniques d’anastomose vasculaire et des stratégies de prise en charge périopératoire. Il convient à l’évaluation de nouveaux agents immunosuppresseurs et fournit une plate-forme pratique pour faire progresser la xénotransplantation cardiaque.
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Article de méthode
Un modèle standardisé de xénotransplantation cardiaque hétérotopique de porc à macaque
Dans cet article
Résumé
Résumé
Bien que des progrès significatifs aient été réalisés dans le domaine de la xénotransplantation cardiaque, des défis tels que l’appariement donneur-receveur, le rejet médié par les anticorps, le dysfonctionnement primaire du greffon et la thrombose postopératoire restent non résolus. Par rapport à la transplantation orthotopique, la transplantation cardiaque abdominale hétérotopique offre une procédure techniquement plus simple et permet au receveur de survivre indépendamment de la fonction du greffon, ce qui la rend particulièrement adaptée à l’étude du rejet immunitaire xénogénique. Dans les pays où l’utilisation de babouins comme animaux de laboratoire est interdite, les macaques représentent l’alternative la plus appropriée pour étudier le rejet immunitaire dans la xénotransplantation cardiaque. Cependant, la petite taille du corps des macaques présente de plus grands défis dans la sélection des donneurs et les techniques chirurgicales. Cette étude a établi un modèle de xénotransplantation cardiaque abdominale hétérotopique utilisant des porcs et des macaques knock-out α-Gal (GTKO), intégrant l’optimisation systématique de la sélection des receveurs, les techniques d’anastomose vasculaire, les procédures peropératoires et la prise en charge périopératoire. Le modèle actuel permet des biopsies de greffe répétées, fournissant une plate-forme précieuse pour évaluer de nouvelles stratégies immunosuppressives et étudier les mécanismes de rejet xénogénique.
Introduction
La xénotransplantation cardiaque offre un nouvel espoir aux patients atteints d’insuffisance cardiaque en phase terminale qui ont besoin d’une greffe mais qui ne sont pas en mesure de recevoir un organe de donneur compatible en raison d’une pénurie de donneurs. Dans les études d’évaluation préclinique, la xénotransplantation cardiaque de survie a atteint des durées de survie allant jusqu’à neuf mois, répondant aux critères d’efficacité requis pour initier des essais cliniques sur l’homme1. Sur la base de ces résultats, la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis a approuvé l’utilisation d’un accès élargi pour deux cas cliniques de xénotransplantation cardiaque utilisant des cœurs de donneurs génétiquement modifiés. Bien que ces cas cliniques aient démontré la faisabilité de la xénotransplantation cardiaque, plusieurs défis non résolus sont apparus, notamment une hypertrophie cardiaque anormale et un rejet médié par des anticorps 2,3,4,5. Par conséquent, d’autres études précliniques sur de grands modèles animaux dans de bonnes conditions de laboratoire sont nécessaires pour fournir des données supplémentaires et mettre au point de nouveaux régimes immunosuppresseurs afin d’assurer l’innocuité des futurs essais cliniques sur l’homme.
La survie à long terme des xénogreffes cardiaques orthotopiques n’est pas seulement limitée par le rejet, mais aussi par le dysfonctionnement primaire du greffon. L’incidence globale de la dysfonction primaire varie d’environ 40 % à 60 % dans différentes équipes de recherche 4,6,7. En raison de la sensibilité accrue des cœurs de donneurs porcins aux lésions ischémiques, certains groupes ont mis au point des dispositifs de perfusion hypothermique pour réduire l’incidence du dysfonctionnement primaire du greffon. Cependant, l’hypertrophie cardiaque postopératoire reste difficile à contrôler. Même avec des porcs donneurs knock-out du récepteur de l’hormone de croissance (GHR), la fonction cardiaque peut être compromise par l’absence de GHR, limitant ainsi la viabilité à long terme du greffon 2,3. Dans ce contexte, la xénotransplantation cardiaque hétérotopique présente plusieurs avantages : elle évite la précharge et la postcharge excessives, simplifie l’intervention chirurgicale et réduit le temps ischémique total 8,9. Ce modèle reflète mieux les lésions du greffon dues au rejet xénogénique et, contrairement à la transplantation orthotopique, la xénotransplantation cardiaque hétérotopique permet la survie à long terme du greffon, des laparotomies répétées pour les biopsies in vivo et l’observation prolongée de l’activation immunitaire et de la fonction dynamique des cellules immunitaires. Il s’agit d’un modèle précieux pour l’étude des mécanismes de rejet immunitaire xénogénique et pour l’évaluation de l’efficacité et de l’innocuité de nouvelles stratégies immunosuppressives10,11.
Cependant, la plupart des modèles de xénotransplantation cardiaque hétérotopique abdominale ont utilisé des babouins comme receveurs, mais l’obtention de babouins comme animaux de laboratoire reste difficile dans de nombreux pays. En revanche, les macaques sont les primates non humains les plus largement utilisés et ont une homologie phylogénétique élevée avec les humains12, ce qui en fait une alternative pratique pour la recherche sur la xénotransplantation. Néanmoins, leur taille corporelle nettement plus petite par rapport aux babouins nécessite des adaptations spécifiques du protocole chirurgical pour s’adapter à leurs dimensions anatomiques distinctes.
Cette étude présente un protocole étape par étape pour la xénotransplantation cardiaque hétérotopique de porc à macaque. L’utilisation de porcs knock-out α-Gal (GTKO) vise principalement à prévenir le rejet hyperaigu, qui entraînerait autrement l’échec de la greffe dans les minutes qui suivent la xénotransplantation cardiaque. Il est structuré comme suit : (1) principes d’appariement entre les porcs donneurs et les macaques receveurs ; (2) optimisation de l’intervention chirurgicale pour la xénotransplantation cardiaque hétérotopique ; et (3) la prise en charge périopératoire. Cette étude vise à diffuser ces techniques de transplantation afin de faciliter la comparabilité entre les équipes de recherche et d’améliorer la reproductibilité et la pertinence translationnelle des études de xénotransplantation cardiaque.
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Protocole
Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique animale de l’hôpital de Fuwai (FWAEC-JL-010-1/0-2020). Des macaques mâles pesant >9 kg et âgés de 10 à 15 ans, ainsi que des porcs miniatures Bama mâles pesant 5 à 6 kg (~60 jours) ont été utilisés pour minimiser la compression abdominale. Les macaques de plus grande taille ont été priorisés pour éviter la compression abdominale par le cœur du donneur et pour tenir compte de la croissance post-greffe. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Critères de sélection du donateur et du bénéficiaire
- Sélection du macaque récipiendaire
- Dépistage des anticorps préexistants : Utiliser la cytométrie en flux pour évaluer le niveau d’anticorps xénogéniques préformés, ce qui permet de sélectionner des receveurs à faible risque immunologique.
REMARQUE : Dans cet essai, les cellules endothéliales porcines GTKO des aortes de porc GTKO sont isolées par digestion enzymatique, comme décrit précédemment13.- Incuber des cellules endothéliales porcines GTKO avec du plasma récepteur.
- Quantifiez la liaison des IgM et IgG du macaque aux cellules porcines à l’aide d’anticorps secondaires marqués par fluorescence contre les IgM et les IgG du macaque. Sélectionnez des receveurs avec de faibles niveaux d’anticorps préformés.
- Évaluation de la santé de base : Effectuez des tests de biochimie sérique, de numération globulaire complète et de fonction de coagulation pour confirmer le fonctionnement adéquat des organes de base.
- Dépistage des anticorps préexistants : Utiliser la cytométrie en flux pour évaluer le niveau d’anticorps xénogéniques préformés, ce qui permet de sélectionner des receveurs à faible risque immunologique.
- Critères de sélection des porcs donneurs
- Dépistage échocardiographique : Sélectionner des porcs donneurs présentant une fonction ventriculaire gauche et droite normale, aucune anomalie structurelle ou fonctionnelle des valves cardiaques, une fraction d’éjection supérieure à 65 % et aucun signe d’hypertension pulmonaire.
- Appariement du sexe : Sélectionnez des porcs donneurs du même sexe que le receveur.
- Groupe sanguin : Sélectionnez des porcs donneurs du groupe sanguin O.
2. Préparation préopératoire
- Anesthésie et sédation
- Anesthésie : Induire des macaques avec de la kétamine (10 mg/kg) et du midazolam (1 mg/kg) (selon le protocole approuvé par l’établissement). Après l’induction, maintenez l’anesthésie avec de l’isoflurane (2 % à 3 %) plus de la dexmédétomidine (1 μg/kg/h) et du propofol (1 à 2 mg/kg/h).
- Intubation : Intuber le porc donneur à l’aide d’une sonde endotrachéale de 5,0 mm. Intubez le macaque receveur à l’aide d’un tube endotrachéal de 5,5 mm.
- Insertion d’un cathéter urétéral : Insérez un cathéter urinaire à double lumière 6-F dans le macaque ; omettre chez le porc donneur.
- Préparer et désinfecter les champs opératoires
- Préparation de la peau : Coupez les cheveux de la poitrine, du cou, de l’abdomen, du dos et des membres.
- Désinfection : Broussaillez les zones rasées avec de la povidone iodée, y compris les sabots (porcs) ou les mains et les pieds (singes).
- Placement du cathéter veineux central chez le receveur
- Positionnement : Positionnez le macaque receveur dans un décubitus latéral gauche partiel avec élévation de l’épaule pour optimiser l’exposition de la région cervicale droite. Sélectionnez la veine jugulaire interne droite comme site privilégié pour l’accès veineux central.
- Stérilisation et drapage : Désinfectez et drapez le champ opératoire avec de la povidone iodée en suivant les procédures aseptiques standard.
- Incision et exposition des vaisseaux : Faire une incision de 5 cm à environ 1 cm au milieu du muscle sternocléido-mastoïdien, parallèlement à son bord interne. Effectuez une dissection émoussée du fascia et rétractez le muscle latéralement.
- Identifiez la veine jugulaire externe, qui se trouve superficielle et à l’extérieur de la gaine carotidienne. Ligaturez soigneusement les petites branches communicantes de la veine jugulaire interne. Ouvrez la gaine carotide pour exposer la veine jugulaire interne, le nerf vague et l’artère carotide.
- Insertion d’un cathéter : Insérez un cathéter veineux central à triple lumière 8-F à l’aide d’une technique de tunnel rétrograde. Connectez l’extrémité proximale du cathéter à l’aiguille de tunnelisation dans des conditions stériles et tirez-le à travers le tunnel dans l’incision du cou.
- Extérioriser l’extrémité distale au milieu de l’omoplate. Coupez le cathéter à une longueur appropriée pour vous assurer que son extrémité atteint la jonction de la veine cave supérieure et de l’oreillette droite.
- Fermeture de l’incision : Fermez la plaie en couches. Fermez le fascia et le tissu sous-cutané à l’aide de sutures résorbables 3-0 et fermez la peau avec des sutures en soie 1-0. Assurez une couverture complète et une fixation sûre du cathéter sous la couche fasciale afin de minimiser le risque d’infection.
- Utilisez le cathéter veineux central comme voie d’accès aux fluides critiques pour l’administration de médicaments postopératoires et la réanimation volémique chez les macaques. Effectuer quotidiennement une antisepsie à la povidone iodée et un pansement de gaze stérile pour préserver l’intégrité du cathéter et prévenir l’infection.
- Maintenir le cathéter veineux central in situ jusqu’à la procédure de sacrifice final pour assurer un accès vasculaire fiable.
3. Chirurgie du receveur (phase préimplantatoire)
- Incision abdominale médiane
- Sélection de l’incision : Faites une incision abdominale médiane d’environ 12 à 15 cm de longueur (figure 1A).
- Détails de l’incision : Inciser séquentiellement à travers la peau, le fascia superficiel, la linea alba, le fascia transversalis et le fascia sous-péritonéal (y compris la graisse extrapéritonéale), puis inciser le péritoine pariétal pour accéder à la cavité abdominale. Utilisez une lame chirurgicale #23 pour l’incision cutanée et l’électrocautérisation pour une dissection tissulaire plus profonde afin d’obtenir une coupe et une hémostase simultanées.
- Exploration abdominale et gestion intestinale
- Adhésiolyse : Explorer la cavité abdominale pour évaluer la présence d’adhérences, en mettant l’accent sur la présence d’adhérences entre les intestins et la paroi abdominale. Le cas échéant, disséquez soigneusement les adhérences à l’aide de l’électrocautérisation pour minimiser les lésions tissulaires et réduire le risque d’occlusion intestinale mécanique postopératoire.
- Protection intestinale : Extériorisez doucement l’intestin grêle et placez-le sur une gaze humide stérile pour protéger l’aorte abdominale et la veine cave inférieure.
- Exposition de l’aorte abdominale et de la veine cave inférieure
- Mobiliser l’aorte abdominale et la veine cave inférieure : Disséquez soigneusement les tissus environnants de l’aorte abdominale et de la veine cave inférieure, minimisant ainsi le risque de lésions vasculaires et de saignements. Exposez le plus complètement possible l’aorte abdominale et la veine cave inférieure entre les origines des artères rénales et la bifurcation des artères iliaques.
- Manipuler les branches vasculaires : Préserver l’artère mésentérique inférieure et la veine qui l’accompagne lors de la dissection. Conservez méticuleusement toutes les branches lombaires.
4. Obtention de cœur de donneur
- Sternotomie médiane et mobilisation des vaisseaux
- Sternotomie médiane : Effectuez une sternotomie médiane pour accéder à la cavité thoracique (Figure 1B). Divisez soigneusement le sternum du donneur à l’aide d’un couteau à sternum Lebsche.
- Mobilisation des vaisseaux : Après avoir exposé la cavité thoracique, incisez le péricarde et disséquez méticuleusement pour séparer l’aorte ascendante et l’artère pulmonaire principale.
- Clampage des vaisseaux et refroidissement cardiaque
- Serrage des vaisseaux : Placez une suture 4-0 à la racine aortique, puis insérez une canule antigrade pour cardioplégie à usage unique (Figure 1C). Clamper séquentiellement la veine cave supérieure et inférieure, puis croiser l’aorte ascendante.
- Immédiatement après le clampage croisé aortique, incisez les veines pulmonaires et la veine cave inférieure pour la décompression, en veillant à ce que les incisions soient suffisamment grandes pour un drainage suffisant.
- Refroidissement cardiaque : Aspirez la cavité péricardique pour évacuer le sang résiduel, puis plongez immédiatement le cœur dans une solution saline stérile glacée pour obtenir un environnement hypothermique (0-4 °C).
- Serrage des vaisseaux : Placez une suture 4-0 à la racine aortique, puis insérez une canule antigrade pour cardioplégie à usage unique (Figure 1C). Clamper séquentiellement la veine cave supérieure et inférieure, puis croiser l’aorte ascendante.
- Surveillance de la cardioplégie et de la perfusion
- Cardioplégie : Maintenir la pression de perfusion à 150 mmHg à l’aide d’un sac compressif. Perfuser le cœur du donneur avec 30 mL/kg de poids corporel de solution HTK (p. ex., 150 mL pour un porc de 5 kg).
- Surveillance de la perfusion : Palper simultanément la racine aortique et le ventricule gauche pour vérifier la bonne pression de refoulement de la cardioplégie et prévenir la distension ventriculaire. Une fois la perfusion de cardioplégie terminée, confirmer l’arrêt cardiaque par palpation et inspection visuelle. S’assurer de l’absence de fibrillation myocardique, puis procéder à l’exérèse du cœur du donneur.
- Résection et préservation cardiaques
- Résection cardiaque : Après une cardioplégie, appliquez de la glace supplémentaire sur la cavité péricardique (figure 1D). Élevez doucement le cœur et transectez séquentiellement la veine cave inférieure et les veines pulmonaires à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Prenez des précautions particulières pour éviter de blesser la veine cave supérieure et l’oreillette droite lors de la division de la veine pulmonaire supérieure droite.
- Protégez la trachée tout en dissociant la paroi postérieure de l’oreillette gauche. Une fois que la dissection atteint le niveau du toit auriculaire gauche et des artères pulmonaires, replacez temporairement le cœur dans la cavité péricardique.
- Dissocier et transecter l’arc aortique proximal et la veine cave supérieure pour exposer le tronc pulmonaire. Continuer la dissection le long des plans tissulaires vers le toit auriculaire gauche, ce qui permet d’enlever le cœur et ses gros vaisseaux.
REMARQUE : Ligaturez solidement le moignon de la veine azygos après la résection cardiaque pour éviter les saignements.
- Conservation cardiaque : Immergez immédiatement le cœur explanté dans une solution saline glacée pour la conservation. De plus, perfuser le cœur du donneur avec une autre solution de l’Université du Wisconsin (UW) à un volume de 30 mL/kg, car la solution UW offre une protection myocardique supérieure (Figure 1E).
- Résection cardiaque : Après une cardioplégie, appliquez de la glace supplémentaire sur la cavité péricardique (figure 1D). Élevez doucement le cœur et transectez séquentiellement la veine cave inférieure et les veines pulmonaires à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Prenez des précautions particulières pour éviter de blesser la veine cave supérieure et l’oreillette droite lors de la division de la veine pulmonaire supérieure droite.
- Principales différences avec l’approvisionnement en cœur de donneur humain
- Réglages de la pression de perfusion : Réglez la pression de perfusion dans le sac de pression à 150 mmHg, ce qui est considéré comme optimal pour la perfusion myocardique.
- Position de la pince transversale aortique : Étant donné que les porcs n’ont que deux branches principales de l’arc aortique, les troncs brachiocéphales gauche et droit, placez la pince transversale entre ces branches. Ligaturez le tronc brachiocéphale droit avec des sutures en soie avant le clampage croisé pour préserver une plus grande longueur de l’aorte donneuse.
- Stratégie de décompression ventriculaire : Pour minimiser la surdistension ventriculaire et limiter le temps ischémique, décompressez régulièrement uniquement le ventricule gauche. Si le ventricule droit commence à gonfler, ouvrez la veine cave supérieure au-dessus de la veine azygos. Si le ventricule gauche gonfle, incisez la veine pulmonaire droite et prolongez la coupure vers le hile pulmonaire droit.
5. Implantation du cœur du donneur
- Préparation du cœur du donneur
- Préparation du cœur du donneur : Fermez bien les orifices de la veine cave supérieure, de la veine cave inférieure et de la veine pulmonaire de l’oreillette gauche à l’aide de sutures prolènes 4-0.
- Préservation du nœud sino-auriculaire : Préserver la veine cave supérieure donneuse et le nœud sino-auriculaire situé près de l’appendice auriculaire droit.
- Anastomose d’bout en côté de l’artère pulmonaire à la veine cave inférieure
- Héparinisation : Administrer 5 000 unités d’héparine sodique par voie intraveineuse au macaque receveur avant l’anastomose cardiaque du donneur pour prévenir la formation de thrombus.
- Anastomose de l’artère pulmonaire : Placez une pince tangentielle atraumatique DeBakey sur la veine cave inférieure du receveur. Créez une incision longitudinale légèrement plus grande que l’artère pulmonaire donneuse pour minimiser la sténose postopératoire.
- À l’aide d’une suture prolène 5-0 à deux bras, commencez l’anastomose à la position 12 heures en insérant une aiguille de l’intérieur (côté luminal) du vaisseau receveur vers l’extérieur. Insérez l’autre aiguille du côté de l’artère pulmonaire donneuse, en passant de la lumière vers l’extérieur à la position correspondante de 12 heures.
- Faites le nœud initial sur la paroi extérieure du récipient. Inversez la direction de l’aiguille, en passant de l’extérieur dans la lumière de l’artère pulmonaire du donneur. Continuez la suture continue dans le sens des aiguilles d’une montre vers la position 6 heures, en utilisant un crochet nerveux pour maintenir la tension de suture.
- Faites pivoter le cœur pour exposer le côté opposé, passez à l’autre aiguille et suturez la paroi controlatérale de 12 à 6 heures avec un motif d’entrée de l’aiguille de l’extérieur vers l’intérieur sur le vaisseau receveur et de l’intérieur vers l’extérieur sur le vaisseau donneur, complétant ainsi l’anastomose de bout en côté.
- Évacuation aérienne : Avant de fixer le nœud final, injectez une solution saline dans le site anastomotique pour assurer une évacuation aérienne complète. Occlure l’artère pulmonaire du donneur à l’aide d’une pince vasculaire atraumatique, puis relâcher séquentiellement la pince vasculaire de la veine cave inférieure (Figure 1F).
- Anastomose d’un bout à l’autre de l’aorte du donneur à l’aorte abdominale du receveur
- Anastomose aortique : clamper partiellement l’aorte abdominale receveuse à l’aide d’une pince tangentielle atraumatique DeBakey. Faites une incision longitudinale légèrement plus grande que le diamètre de l’aorte du donneur pour prévenir la sténose postopératoire.
- À l’aide d’une suture prolène 5-0 à deux bras, commencez l’anastomose en insérant l’aiguille à la position 12 heures de l’intérieur (côté luminal) de l’aorte receveuse vers l’extérieur. Insérez l’autre aiguille de l’aorte donneuse à la position 12 heures, également de l’intérieur vers l’extérieur, et attachez le premier point sur la paroi externe du vaisseau.
- Inversez la direction de l’aiguille, en passant de l’extérieur vers l’intérieur sur le vaisseau donneur, et suturez continuellement dans le sens des aiguilles d’une montre jusqu’à la position 6 heures, en maintenant la tension de la suture avec un crochet nerveux. Retournez le cœur pour exposer le côté opposé, inversez la direction de l’aiguille en conséquence (de l’extérieur vers l’intérieur sur le vaisseau donneur, de l’intérieur vers l’extérieur sur le vaisseau receveur) et suturez en continu de 12 à 6 heures, complétant ainsi l’anastomose de bout en bout.
- Évacuation de l’air : Avant de faire le nœud final, injectez une solution saline dans l’anastomose pour évacuer l’air. Relâchez séquentiellement la pince vasculaire de l’aorte abdominale pour rétablir la circulation (Figure 1G).
- Anastomose aortique : clamper partiellement l’aorte abdominale receveuse à l’aide d’une pince tangentielle atraumatique DeBakey. Faites une incision longitudinale légèrement plus grande que le diamètre de l’aorte du donneur pour prévenir la sténose postopératoire.
- Reperfusion et défibrillation
- Prévention de la fibrillation ventriculaire : Administrer 3 mg/kg de lidocaïne par voie intraveineuse avant la reperfusion pour prévenir la fibrillation ventriculaire. Observez le cœur du donneur pour détecter des contractions spontanées dans les 2 minutes.
- Défibrillation : En cas de fibrillation ventriculaire, appliquez une défibrillation directe en plaçant les palettes en contact direct avec les deux surfaces ventriculaires (gauche et droite) et délivrez un choc biphasique de 5 joules. Le temps ischémique total du cœur du donneur était d’environ 57,5 min ± 6,1 min (tableau 1).
- Placement du drain
- Drainage à pression négative : Placez un tube de drainage à pression négative dans la cavité abdominale pour prévenir l’accumulation de liquide postopératoire et surveiller l’hémorragie active.
- Indication pour le retrait du drain : Surveiller le volume du drainage postopératoire et retirer le drain abdominal lorsque le débit de 24 heures tombe en dessous de 25 ml.
- Fermeture abdominale
- Fermeture abdominale et examen échographique : Fermez la paroi abdominale en couches, en se rapprochant du fascia et du tissu sous-cutané avec des sutures résorbables 3-0, et fermez la peau avec des sutures en soie 1-0. Effectuer une échographie abdominale postopératoire pour évaluer l’activité cardiaque (Figure 1H).
6. Prise en charge postopératoire et suivi des greffons
- Surveillance et directives générales d’entretien
- Surveillance comportementale et des symptômes : Surveillez en permanence l’état du receveur pendant les deux premières semaines postopératoires à l’aide de la vidéosurveillance. Effectuez des évaluations quotidiennes du comportement, de l’appétit, de la distension abdominale, de la dyspnée, de l’œdème et de la défécation et de la miction normales.
- Surveillez le poids corporel, l’état physique général, la cicatrisation de l’incision chirurgicale, l’infection potentielle du cathéter veineux central, l’apparence de la muqueuse et l’accumulation de liquide intra-abdominal.
- Évaluation échographique : Utilisez l’échographie pour évaluer la fonction du cœur transplanté hétérotopiquement et détecter tout épanchement environnant si des anomalies sont présentes. La figure 2 présente des images échocardiographiques de la xénogreffe pendant la diastole et la systole le jour postopératoire (POD) 1, ainsi que l’échec de la greffe observé dans l’expérience M3. La ligne rouge indique une hypertrophie marquée de la paroi ventriculaire gauche dans la xénogreffe défaillante.
- Surveillance comportementale et des symptômes : Surveillez en permanence l’état du receveur pendant les deux premières semaines postopératoires à l’aide de la vidéosurveillance. Effectuez des évaluations quotidiennes du comportement, de l’appétit, de la distension abdominale, de la dyspnée, de l’œdème et de la défécation et de la miction normales.
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Résultats
Sur la base des étapes procédurales illustrées à la figure 1, un modèle reproductible de xénotransplantation cardiaque hétérotopique de porc à macaque a été établi avec succès. Le processus chirurgical comprenait une laparotomie médiane chez le macaque receveur pour accéder à la cavité abdominale et une sternotomie médiane chez le porc donneur pour l’obtention du cœur. Après la péricardiotomie, le cœur du donneur a été arrêté à l’aide d’une solution HTK et c...
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Discussion
Bien que la transplantation cardiaque abdominale hétérotopique soit techniquement moins exigeante que la transplantation cardiaque thoracique orthotopique, plusieurs défis critiques doivent encore être relevés pour assurer le succès, en particulier chez les receveurs de faible poids corporel tels que les macaques.
Tout d’abord, la compatibilité immunologique donneur-receveur est essentielle, car le niveau d’anticorps préformés chez le receveur détermine en gra...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Ce travail a été parrainé par le projet clé Frontier Biotechnology du programme national de R & D clé du ministère des Sciences et de la Technologie de Chine (2023YFC3404300 ; à Jiangping Song) et le projet spécial du ministère des Sciences et de la Technologie de Chine soutenu par le Laboratoire clé d’État des maladies cardiovasculaires, Hôpital Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales (2024GZZD-03 ; à Jiangping Song).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Suture en soie 1-0 | Suzhou Jiasheng | A8886 | |
| Pince d’occlusion aortique à 10 degrés | Sinoview-med | CP40431-19 | |
| Suture antibactérienne 3-0 (polyglactine 910) | Ethicon | VCP442 | |
| Pince à occlusion aortique à 45 degrés | Sinoview-med | CP40044-18 | |
| Rétracteur sternal adulte (grande taille) | Sinoview-med | GR04136-00 | |
| Rétracteur sternal adulte (taille moyenne) | Sinoview-med | GR04130-00 | |
| Pinces atraumatiques | Sinoview-med | GF04021-25 | |
| Pinces atraumatiques | Sinoview-med | GF04016-25 | |
| Micro pinces à poignée équilibrée de type stylo | Sinoview-med | FC12010-21 | |
| Belzer UW ; Solution de stockage à froid | Bridge to Life Ltd. | 1000 ml/sac | |
| Ciseaux ultra tranchants à manche noire | Sinoview-med | SC35101-23UC | |
| Bretschneider ; Solution de stockage HTK | KOEHLER PHARMACEUTICALS (Beijing) Ltd. | 1000 ml/sac | |
| Pinces courbées | Sinoview-med | GC01002-12 | |
| Pinces courbées | Sinoview-med | GC01002-16 | |
| Cathéter jetable pour perfusion de l’aorte | Institut de recherche sur les plastiques de Tianjin | DG Adulte 155 | |
| Scie électrique à sternum | Sinoview-med | HF-X01 | |
| Pinces fines à disséquer | Sinoview-med | GC01090-20 | |
| Ciseaux Super Tranchants à Manche en Or | Sinoview-med | SC35001-23SC | |
| Cochons miniatures GTKO Bama | Clonorgan Biotechnology Co., Ltd | / | |
| Porte-aiguille robuste de type stylo | Sinoview-med | NH10400-23 | |
| Ice Bucket | Sinoview-med | GQ13018-00D | |
| Isoflurane | Lunan Pharmaceutical | - | |
| Isoprotérénol | Harvest Pharmaceutical | - | |
| Pinces aortiques Kay Lambert | Sinoview-med | CP40411-20 | |
| Solution de Ringer lactée | Kelun Pharmaceutical | - | |
| Grand bassin | Sinoview-med | GQ13033-00D | |
| Macaques | Beijing Prima Biotech Inc | / | |
| Intubation trachéale médicale | Covidien | 9345E-4.5 | |
| Bassin moyen | Sinoview-med | GQ13032-00D | |
| Rétracteur nerveux et tendineux | Sinoview-med | GR04061-24 | |
| Rétracteur nerveux | Sinoview-med | GR02403-18B | |
| Rétracteur sternal pédiatrique | Sinoview-med | GR04114-00 | |
| Porte-aiguille micro-aiguille de type stylo | Sinoview-med | NH11300-21 | |
| Pince à angle droit | Sinoview-med | GC01110-14 | |
| Pince à angle droit | Sinoview-med | GC01089-18 | |
| Cathéter en caoutchouc de silice | Créer un médecin | 10 Fr/3 mL | |
| Petit bassin | Sinoview-med | GQ13037-00D | |
| Pinces droites | Sinoview-med | GC01001-12 | |
| Pinces droites | Sinoview-med | GC01001-16 | |
| Suture 5.0 Prolene BB | Ethicon | 9702H | |
| Suture 5-0 Prolene BB | Ethicon | - | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 9706H | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | - | |
| Sutures 2.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8522H | |
| Sutures 2-0 Prolene Blu M SH | Ethicon | - | |
| Sutures BB 4.0 Prolene | Ethicon | 82204H | |
| Sutures BB 4-0 Prolene | Ethicon | - | |
| Porte-aiguille pour anse en carbure de tungstène | Sinoview-med | GN01013-22K | |
| Porte-aiguille pour anse en carbure de tungstène | Sinoview-med | GN01010-22K |
Références
- Cooper, D. K. C., Pierson, R. N. Milestones on the path to clinical pig organ xenotransplantation. Am J Transplant. 23 (3), 326-335 (2023).
- Griffith, B. P., et al. Genetically modified porcine-to-human cardiac xenotransplantation. N Engl J Med. 387 (1), 35-44 (2022).
- Griffith, B. P., et al. Transplantation of a genetically modified porcine heart into a live human. Nat Med. 31, 589-598 (2025).
- Schmauch, E., et al. Integrative multi-omics profiling in human decedents receiving pig heart xenografts. Nat Med. 30 (5), 1448-1460 (2024).
- Mohiuddin, M. M., et al. Graft dysfunction in compassionate use of genetically engineered pig-to-human cardiac xenotransplantation: A case report. Lancet. 402 (10399), 397-410 (2023).
- Yuan, Y., et al. Complement networks in gene-edited pig xenotransplantation: Enhancing transplant success and addressing organ shortage. J Transl Med. 22 (1), 324(2024).
- Montgomery, R. A., Griesemer, A. D., Segev, D. L., Sommer, P. The decedent model: A new paradigm for de-risking high stakes clinical trials like xenotransplantation. Am J Transplant. 24 (4), 526-532 (2024).
- Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim. 53 (6), 136-147 (2024).
- Adams, D. H., Chen, R. H., Kadner, A., Naficy, S. Technique for heterotopic pig heart xenotransplantation in primates. Ann Thorac Surg. 68 (1), 265-268 (1999).
- Goerlich, C. E., et al. Heterotopic porcine cardiac xenotransplantation in the intra-abdominal position in a non-human primate model. Sci Rep. 10 (1), 10709(2020).
- Singh, A. K., et al. Cardiac xenotransplantation: progress in pre-clinical models and prospects for clinical translation. Transpl Int. 35, 10171(2022).
- Gibbs, R. A., et al. Evolutionary and biomedical insights from the rhesus macaque genome. Science. 316 (5822), 222-234 (2007).
- Beigi, F., et al. Optimized method for isolating highly purified and functional porcine aortic endothelial and smooth muscle cells. J Cell Physiol. 232 (11), 3139-3145 (2017).
- Chaban, R., Cooper, D. K. C., Pierson, R. N. 3rd Pig heart and lung xenotransplantation: present status. J Heart Lung Transplant. 41 (8), 1014-1022 (2022).
- Genain, M. A., et al. Comparative anatomy and angiography of the cardiac coronary venous system in four species: human, ovine, porcine, and canine. J Vet Cardiol. 20 (1), 33-44 (2018).
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