Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Greffes adipeuses blanches et brunes : une approche pour corriger les déficits reproductifs, métaboliques et rénaux chez les souris obèses obèses noires et bronzées (BTBR)

1K vues

⸱

DOI :

10.3791/68759

⸱

9 septembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Albert Einstein Research and Education Institute, Hospital Israelita Albert Einstein, 2School of Medicine, Faculdade Israelita de Ciências da Saúde Albert Einstein, 3Nephrology Division, Federal University of São Paulo

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole de transplantation de tissu adipeux blanc et brun qui offre une stratégie prometteuse pour inverser l’hypofertilité, l’obésité et l’hyperglycémie, tout en améliorant la fonction rénale chez les souris BTBR diabétiques et obèses.

Résumé

La transplantation de tissu adipeux blanc (WAT) et de tissu adipeux brun (BAT) est apparue comme une stratégie thérapeutique prometteuse pour inverser les troubles métaboliques sans avoir besoin d’une administration soutenue d’agents exogènes. Le WAT fonctionne comme un organe endocrinien clé impliqué dans l’homéostasie énergétique, tandis que le BAT est un tissu thermogénique essentiel à la thermorégulation. Le modèle murin obèse Black and Tan Brachyuric (BTBR) imite étroitement les principales caractéristiques de l’obésité, du diabète sucré de type 2 (DT2) et de la néphropathie diabétique (DKD), notamment l’hyperglycémie, la résistance à l’insuline, l’hypométabolisme et l’hypofertilité.

En utilisant le protocole présenté ci-dessous, la transplantation combinée de WAT et de BAT dérivée de donneurs de type sauvage et hétérozygote de BTBR chez des receveurs obèses de BTBR a entraîné l’inversion de l’hypofertilité, l’atténuation de la prise de poids, la normalisation du contrôle glycémique et l’amélioration des paramètres rénaux. Notamment, l’hypertrophie rénale et l’apoptose ont été réduites, tandis que le nombre de podocytes a été préservé. Ces résultats suggèrent que la transplantation combinée de WAT et de BAT pourrait représenter une stratégie thérapeutique alternative pour le traitement du DT2, avec des avantages concomitants dans l’atténuation de la DKD et de l’obésité. De plus, cette approche peut aider à augmenter le nombre de souris obèses BTBR viables dans les colonies de vivarium. Une enquête plus approfondie sur les mécanismes sous-jacents pourrait faciliter l’application clinique de cette intervention.

Introduction

L’insuffisance rénale diabétique (MRD), le diabète sucré de type 2 (DT2) et l’obésité représentent des affections multifactorielles interdépendantes qui posent des défis de santé mondiaux importants et croissants. La DKD, définie comme la coexistence du diabète sucré (DM) et de l’insuffisance rénale chronique en l’absence d’autres causes identifiables de lésions rénales, touche environ 20 à 40 % des personnes atteintes de DM 1,2. Le DT2 est un trouble métabolique systémique caractérisé par une hyperglycémie chronique et des perturbations de l’homéostasie du glucose, des lipides et de l’insuline. Il se classe parmi les dix principales causes de mortalité dans le monde, touchant actuellement plus de 500 millions d’individus3. L’obésité, due à un déséquilibre chronique entre l’apport et la dépense énergétiques, touche désormais une personne sur huit dans le monde et contribue largement à la morbidité et à la mortalité4. Ces trois conditions sont étroitement liées : l’obésité augmente considérablement le risque de développer un DT2, ce qui, à son tour, augmente considérablement le risque de DKD 1,4. L’escalade de la prévalence mondiale de l’obésité, du DT2 et de la MRD souligne le besoin urgent de mieux comprendre leurs mécanismes physiopathologiques et de développer des stratégies thérapeutiques efficaces.

La transplantation de BAT est apparue comme une stratégie thérapeutique prometteuse pour lutter contre l’obésité et le DT2. Cette intervention a été associée à une réduction du poids corporel, à une amélioration de la résistance à l’insuline et de la stéatose hépatique, ainsi qu’à une augmentation de l’expression de l’adiponectine circulante, des récepteurs β3-adrénergiques et des gènes impliqués dans l’oxydation des acides gras5. À noter, le tissu adipeux des mammifères peut être classé en trois types principaux en fonction de la couleur : blanc, brun et beige6. WAT commence à s’étendre peu de temps après la naissance et est largement distribué dans tout le corps. Il fonctionne comme un organe endocrinien clé, stockant l’excès d’énergie sous forme de triglycérides en séquestrant le glucose circulant et les acides gras libres6. En revanche, la MTD joue un rôle essentiel dans la thermorégulation en dissipant l’énergie sous forme de chaleur par thermogenèse non frissonnante plutôt que de la stocker sous forme d’ATP6. L’activité des MTD diminue avec l’âge, l’obésité et le diabète sucré. Chez l’adulte, la MTD comprend une petite fraction du tissu adipeux total et se situe principalement dans les régions sus-claviculaire et cervicale chez l’homme, tandis que chez la souris, elle est principalement située dans la région interscapulaire6. Riche en mitochondries, la BAT consomme des quantités substantielles de glucose et d’acides gras et est associée à une résistance à la prise de poids7. De nouvelles preuves soutiennent le rôle de la MTD dans la promotion d’un phénotype plus maigre et plus favorable sur le plan métabolique, suscitant un intérêt croissant pour son utilisation thérapeutique par le biais de la transplantation.

La leptine, une hormone principalement sécrétée par le WAT, joue un rôle central dans la régulation de l’équilibre énergétique, du métabolisme et de la fertilité8. Il agit sur le système nerveux central pour stimuler la sécrétion de l’hormone de libération des gonadotrophines (GnRH) dans l’hypothalamus, ce qui favorise par la suite la libération de l’hormone lutéinisante (LH) et de l’hormone folliculo-stimulante (FSH) de l’hypophyse antérieure9. La leptine agit également directement sur les cellules de la thèque ovarienne et de la granulosa pour soutenir le développement folliculaire9.

Le modèle murinBTBR ob/ob (BTBR obèse), génétiquement désigné comme BTBR. Cg-Lep ob/WiscJ (noir et feu, obèse, touffu, voir tableau des matériaux), est homozygote pour une perte spontanée de fonction du gène de la leptine (Lep) et présente une gamme d’anomalies métaboliques et reproductives, notamment l’hyperglycémie, l’intolérance au glucose, l’hyperinsulinémie, l’hypertriglycéridémie, une cicatrisation altérée, l’hypométabolisme, l’hypothermie et l’hypofertilité due à l’hypogonadisme hypogonadotrope. Les mâles développent généralement le DT2 à l’âge de six semaines, tandis que les femelles le font à huit semaines10. L’hyperglycémie est sévère et progressive, avec une glycémie à jeun supérieure à 400 mg/dL à dix semaines. De plus, les mâles obèses BTBR présentent une albuminurie dépendante du temps à la huitième semaine, progressant vers une DKD histologiquement évidente, y compris une expansion mésangiale et une podocyturie. Ces caractéristiques font des souris obèses BTBR un modèle préclinique robuste qui récapitule étroitement la DKD10 humaine.

Compte tenu des profondes conséquences métaboliques de la carence en leptine, plusieurs stratégies ont été étudiées pour inverser le phénotype ob/ob , notamment la thérapie de remplacement de la leptine et la transplantation de tissu adipeux. Bien que la plupart des études aient utilisé des souris ob/ob sur le fond C57BL/6, relativement peu ont étudié ces interventions sur la souche BTBR plus métaboliquement compromise. Chez les souris C57BL/6 ob/ob , il a été démontré que la transplantation WAT normalise les niveaux d’insuline, améliore la sensibilité à l’insuline et rétablit la fertilité8. De plus, il a été démontré que la transplantation de BAT chez des souris maigres C57BL/6 prévient la prise de poids corporel, améliore la tolérance au glucose et la sensibilité à l’insuline, tout en réduisant la résistance à l’insuline, en particulier dans le contexte de l’obésité induite par un régime riche en graisses11. De plus, il a été démontré que la transplantation BAT améliore l’hémodynamique cardiaque et la santé métabolique12. Malgré des résultats encourageants, ces études présentent plusieurs limites importantes. La plupart des études ont été menées sur des souris C57BL/6 ob/ob , qui présentent un phénotype métabolique relativement léger par rapport à la souche BTBR ob/ob plus sévèrement touchée. Par conséquent, la généralisabilité de ces résultats à des modèles présentant une résistance à l’insuline plus prononcée, une hyperglycémie, une obésité et une maladie rénale est limitée. De plus, les effets du remplacement de la leptine et de la greffe de tissu adipeux n’ont pas été suffisamment étudiés dans le contexte de la BTBR, ce qui représente une lacune critique dans la littérature. Bon nombre de ces interventions ont également été évaluées sur des animaux maigres ou sur de courtes durées, ce qui peut ne pas rendre compte de manière adéquate de la complexité et de la nature chronique des maladies métaboliques humaines. Bien que des améliorations de la sensibilité à l’insuline, de la tolérance au glucose et de la fertilité aient été signalées, les mécanismes sous-jacents restent mal compris et la pertinence translationnelle de ces résultats dans les milieux cliniques est encore incertaine. Notamment, les effets métaboliques combinés de la transplantation de tissu adipeux blanc et brun chez les souris BTBR ob/ob restent largement inexplorés.

L’objectif de cette étude est de normaliser un protocole pour la transplantation combinée de WAT et de BAT chez les souris obèses BTBR et d’évaluer ses effets sur la restauration de la fertilité, la fonction rénale et les changements histologiques. Un objectif secondaire est de faciliter l’expansion de la colonie obèse BTBR, tout en réduisant la perte de souris hétérozygotes (BTBR ob/+) et de type sauvage (BTBR +/+) dans le vivarium.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les expériences ont été approuvées par les comités institutionnels de soin et d’utilisation des animaux de l’hôpital Israelita Albert Einstein (HIAE) et enregistrées auprès de l’Institut juif de recherche et d’éducation, São Paulo, SP, Brésil (n° 3309-18 et n° 4900-21). Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés sont répertoriés dans le tableau des matériaux.

REMARQUE : Des souris obèses BTBR (knock-out du gène de la leptine, homozygotes, ob/ob) ont été utilisées comme modèle pour le DT2, la DKD et l’obésité. Des souris femelles obèses BTBR âgées de 4 à 5 semaines ont servi de receveuses pour une greffe de tissu adipeux. Les animaux donneurs étaient des souris femelles BTBR ob/+ (hétérozygotes) ou +/+ (type sauvage) (génotype non confirmé, mais phénotypiquement maigre). Au moment de la transplantation, les souris receveuses avaient un poids corporel moyen variant de 25 à 32 g. Tous les animaux ont été logés dans des cages ventilées individuellement dans des conditions standard, avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau, un cycle lumière/obscurité de 12 heures et un contrôle de la température ambiante. Un maximum de cinq animaux étaient logés par cage.

1. Intervention chirurgicale

  1. Euthanasier les souris donneuses en utilisant une surdose d’isoflurane à 100 % v/v (2,5-5 %), suivie d’une luxation cervicale (figure 1A).
  2. Placez l’animal en position couchée dorsale (ventre vers le haut) et désinfectez le bas-ventre avec du digluconate de chlorhexidine alcoolique à 0,5 %. Faire une incision abdominale médiane de 2 à 3 cm pour prélever la WAT inguinale (figure 1B). Placez le mouchoir excisé dans un tube de 3 ml sur de la glace.
  3. Repositionnez l’animal en position couchée ventrale (ventre vers le bas) et faites une incision médiane de 1 à 2 cm entre les omoplates pour prélever la MTD interscapulaire (figure 1C). Pool de tissu adipeux de 10 à 14 donneurs. Assurez-vous que le total WAT + BAT est égal à 10 à 15 % du poids corporel du receveur.
  4. Homogénéiser séparément la TAO et la MTD à l’aide d’une aiguille de 16 G et d’une seringue de 3 mL (figure 1D).
  5. Mesurer le poids final de la graisse à l’aide d’une balance analytique (figure 1E) et conserver les échantillons sur de la glace jusqu’à la transplantation.
  6. Anesthésier les souris obèses BTBR receveuses dans une chambre d’isoflurane à 100 % v/v (induction de 2,5 à 5 %) et maintenir l’anesthésie à l’aide d’un masque facial (1,5 à 2,5 %). Une fois que la respiration diminue à ≤1 respiration toutes les 3 s, placez l’animal en position couchée ventrale (figure 1F).
  7. Désinfectez la zone dorsale à l’aide de 2,0 % de digluconate de chlorhexidine non alcoolisé (figure 1G).
  8. Injecter 100 à 200 μL de graisse homogénéisée par site à l’aide d’une aiguille de 16 G sur 6 à 26 sites sur la surface dorsale. Utilisez des forceps pour faciliter la distribution. Appliquer une solution de chlorhexidine à 0,5 % sur chaque point d’injection après la transplantation (figure 1H).
  9. Administrer une dose intramusculaire de tramadol (40 mg/kg ; solution de 50 mg/mL) pour l’analgésie et les animaux domestiques individuellement afin de prévenir les blessures pendant la convalescence.
  10. Le lendemain, nettoyez les sites d’injection avec une solution de chlorhexidine à 0,5 % et administrez une deuxième dose de tramadol.

figure-protocol-1
Figure 1 : Schéma de la procédure de transplantation de graisse. (A) Euthanasie du donneur à l’aide d’isoflurane dans une boîte fermée. (B) Prélèvement de WAT inguinal. (C) Récolte de MTD interscapulaires. (D) Homogénéisation des graisses. (E) Pesée des graisses. (F) Anesthésie du receveur. (G) Asepsie dorsale. (H) Injection de graisse avec technique assistée par forceps. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. L’accouplement après la transplantation

  1. Deux semaines après la transplantation, co-hébergez des souris obèses BTBR femelles avec des souris mâles BTBR ob/+ (hétérozygotes) pour l’accouplement.

3. Évaluations fonctionnelles

  1. Mesurez le poids corporel chaque semaine à l’aide d’une balance analytique.
  2. Évaluez la glycémie à jeun à l’aide d’un glucomètre à cinq moments : semaines 4-7, 8-10, 14-16, 18-20 et 24-26.
  3. Placez l’animal dans une cage métabolique avec accès à de l’eau pendant 6 heures, pour recueillir un échantillon d’urine.
  4. Mesurer les taux d’albumine urinaire à l’aide de la méthode ELISA et déterminer les taux de créatinine urinaire à l’aide de la méthode colorimétrique à l’acide picrique à 6-8 semaines. Calculez le rapport albumine/créatinine urinaire (uACR) en divisant la concentration d’albumine (μg) par la concentration de créatinine (mg).

4. Analyse morphologique

  1. Euthanasier les souris receveuses à l’âge de 24 semaines en leur administrant une surdose d’isoflurane à 100 % v/v (2,5 à 5 %), suivie d’une luxation cervicale pour assurer la mort.
  2. Prélever les ovaires, les reins et le pancréas à l’âge de 24 semaines.
  3. Placez les organes prélevés dans du formol tamponné neutre à 10 % et fixez-les à température ambiante pendant 24 à 48 h.
  4. Après la fixation, traitez les tissus à l’aide d’un processeur de tissus automatique pour éliminer l’eau et l’incorporer dans la paraffine pour l’analyse histologique.
    1. Immergez séquentiellement les tissus dans les solutions d’éthanol suivantes pendant 1 h chacune : 70 %, 85 %, 95 % (2x) et 100 % (2x).
    2. Transférez les mouchoirs dans du xylène frais pendant 1 h, suivi d’un deuxième bain de xylène pendant 1 h supplémentaire.
    3. Plongez les mouchoirs dans de la cire de paraffine fondue à 6 °C pendant 1 h, puis transférez-les dans de la paraffine fraîche pendant 1 h encore.
    4. Orientez les tissus dans un moule chauffé rempli de paraffine fondue et laissez-les se solidifier à température ambiante.
    5. Découpez quatre sections non consécutives de 3,5 μm d’épaisseur dans chaque bloc à l’aide d’un microtome. Faites flotter les rubans sur un bain-marie à 4 °C pour les aplatir, puis montez les sections individuelles sur des lames de verre chargées positivement. Égouttez l’excès d’eau et placez les lames sur une plaque chauffante à 3 °C pendant 60 min.
  5. Évaluer le nombre de follicules dans les ovaires et la taille des îlots pancréatiques à l’aide de la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E).
    1. Incuber des lames de tissu enrobées de paraffine dans un four à 6 °C pendant 1 h. Transférez les lames dans un récipient avec du xylène frais et incubez pendant 30 minutes pour dissoudre la paraffine, en remplaçant le xylène par une solution fraîche après 15 minutes.
    2. Immergez les lames séquentiellement pendant 30 s chacune dans un mélange de xylène :éthanol, 100 % d’éthanol, 85 % d’éthanol et 70 % d’éthanol.
    3. Rincer à l’eau du robinet (10 s), colorer à l’hématoxyline Harris (30 s) et tremper dans de l’éthanol à 95 % (3 s).
    4. Immergez séquentiellement les lames dans 70 %, 85 %, 100 % d’éthanol et un mélange xylène :éthanol pendant 30 s chacune.
    5. Immergez les lames dans du xylène frais pendant 5 min, suivies d’un deuxième bain de xylène pendant 5 min supplémentaires pour assurer la fixation de la tache.
    6. Montez les glissières avec des lamelles à l’aide d’un support de montage.
  6. Évaluez la taille glomérulaire et l’expansion de la matrice mésangiale à l’aide de la coloration périodique à l’acide de Schiff (PAS) des coupes rénales.
    1. Incuber les lames à 6 °C pendant 1 h et les immerger dans du xylène frais pendant 5 minutes pour déparaffiniser les sections de tissus.
    2. Immergez séquentiellement les lames dans de l’éthanol à 99 %, 95 % et 70 % pendant 30 s chacune.
    3. Rincer à l’eau du robinet pendant 10 s.
    4. Appliquez 10 gouttes d’acide périodique et incubez pendant 10 min.
    5. Rincer à l’eau courante pendant 3 minutes et sécher.
    6. Ajoutez 10 gouttes de réactif Schiff et incubez pendant 15 min dans une chambre sombre.
    7. Rincer à l’eau courante pendant 3 minutes et sécher.
    8. Ajouter 10 gouttes d’hématoxyline Harris pour contre-colorer et incuber pendant 3 min.
    9. Rincez les lames à l’eau courante pendant 3 minutes et séchez-les.
    10. Immergez les lames séquentiellement dans 70 %, 85 %, 100 % d’éthanol et un mélange xylène :éthanol pendant 30 s chacune.
    11. Immergez les lames dans du xylène frais pendant 5 min, suivies d’un deuxième bain de xylène pendant 5 min supplémentaires pour fixer la tache.
    12. Montez les glissières avec des lamelles à l’aide d’un support de montage.
  7. Évaluer l’apoptose folliculaire (caspase-3 clivée) dans les ovaires et les reins, et le nombre de podocytes (cellules WT-1+) dans les reins par immunohistochimie (IHC).
    1. Incuber les lames à 6 °C pendant 1 h, suivi d’un traitement au xylène pendant 30 min (remplacer le xylène après 15 min).
    2. Immergez séquentiellement les lames dans 100 %, 90 % et 70 % d’éthanol et dans de l’eau (30 s chacune).
    3. Effectuer le prélèvement de l’antigène en chauffant les lames dans un tampon de citrate (pH 6,0) à 95 °C pendant 12 minutes à l’aide d’un micro-ondes pour démasquer les sites antigéniques.
    4. Rincer dans 1x tampon de lavage pendant 15 min, en changeant le tampon toutes les 5 min.
    5. Bloquez la peroxydase endogène avec du peroxyde d’hydrogène pour éviter les taches de fond et empêcher la liaison non spécifique à l’aide d’albumine sérique bovine (BSA).
      REMARQUE : Pour la coloration à la caspase-3 clivée, bloquer l’activité de la peroxydase endogène pendant 7 min et 30 s ; pour la coloration WT-1, bloquer pendant 5 min.
    6. Répétez le lavage comme au point 4.7.4.
    7. Appliquez 10 μL d’anticorps primaires contre la caspase-3 clivée (apoptose) et le WT-1 (podocytes). Incuber toute la nuit à °C dans une chambre sombre et humidifiée.
    8. Répétez le lavage comme au point 4.7.4.
    9. Appliquez 10 μL d’anticorps secondaires conjugués à la peroxydase de raifort (HRP) pendant 1,5 h à température ambiante dans l’obscurité.
    10. Répétez le lavage comme au point 4.7.4.
    11. Appliquer 10 μL de DAB (3,3'-diaminobenzidine) en tant que chromogène pour visualiser l’activité de la HRP, produisant un précipité brun.
      REMARQUE : Pour la coloration à la caspase-3 clivée, incuber avec DAB pendant 1 min et 30 s ; pour la coloration WT-1, incuber pendant 45 s.
    12. Répétez le lavage comme au point 4.7.4.
    13. Contre-coloration des sections avec de l’hématoxyline Harris pendant 30 s à 1 min, selon l’intensité souhaitée.
    14. Rincer à l’eau du robinet pendant 1 à 2 minutes ou jusqu’à ce que l’eau soit claire.
    15. Immergez séquentiellement les lames dans 70 %, 85 %, 95 % et 100 % d’éthanol (30 s chacune) et un mélange xylène :éthanol (30 s).
    16. Placez les lames dans une solution de xylène fraîche pendant 5 minutes et transférez-les dans un deuxième bain de xylène pendant 5 minutes supplémentaires.
    17. Montez les glissières avec des lamelles à l’aide d’un support de montage.
  8. Analysez les coupes colorées à l’aide d’un microscope à lumière inversée à un grossissement de 40x. Utilisez un logiciel d’analyse d’images automatisé pour sélectionner les régions d’intérêt (ROI) pour chaque organe.
    1. Ovaires (H&E) : Comptez et classez les types de follicules par section.
    2. Pancréas (H&E) : Sélectionnez les îlots à l’aide de l’outil ROI pour tracer manuellement le contour de chaque îlot pancréatique. Une fois le ROI défini, le logiciel calculera automatiquement la surface en micromètres carrés (μm2).
    3. Rein (H&E) : Quantifiez la surface glomérulaire en sélectionnant l’outil ROI pour tracer manuellement le bord extérieur de chaque touffe glomérulaire. Utilisez la fonction Mesurer la surface pour obtenir son aire en μm2. Après le traçage, le logiciel calculera automatiquement la surface en μm2.
    4. Reins (PAS)
      1. Pour quantifier la matrice mésangiale, utilisez l’outil Seuil pour identifier et sélectionner des régions PAS-positives (magenta/rose) dans le glomérule. Ajustez les seuils de couleur et d’intensité selon vos besoins pour sélectionner avec précision les zones marquées par PAS, à l’aide de la fenêtre d’aperçu pour affiner la sélection. Définissez la région PAS sélectionnée en tant que retour sur investissement. Après le traçage, le logiciel calculera automatiquement la surface en μm2.
      2. Normalisez l’expansion de la matrice mésangiale en calculant le pourcentage de surface positive PAS par rapport à la surface glomérulaire totale.
    5. Ovaires et reins (IHC pour caspase-3 clivée)
      1. Sélectionnez les ROI correspondant aux structures folliculaires ou glomérulaires. Appliquez un masque de couleur pour identifier les colorations DAB positives (brunes) en ajustant les seuils de teinte, de saturation et d’intensité. Utilisez la fonction de prévisualisation pour assurer une sélection précise du signal DAB et affinez les paramètres de seuil pour exclure la contre-coloration à l’hématoxyline (bleu) et l’arrière-plan non spécifique.
      2. Une fois le seuil souhaité défini, définissez la sélection comme un retour sur investissement et mesurez la zone DAB-positive (μm2). Calculez le pourcentage de surface tachée en divisant la zone DAB positive par la surface totale du retour sur investissement et en multipliant par 100.
    6. Rein (IHC pour WT-1+) : Compter les noyaux bruns par glomérule pour estimer le nombre de podocytes.
      REMARQUE : Le nombre de follicules par section (moyenne ± ET) était le suivant : BTBR obèse (7,7 ± 3,11), transplanté (5,8 ± 3,24), BTBR maigre (4,6 ± 5,62). Le nombre d’îlots de Langerhans par section (moyenne ± ET) était le suivant : BTBR obèses (18,3 ± 8,42), transplantés (9,7 ± 5,45), BTBR maigres (6,8 ± 1,72). Évaluer 30 glomérules par animal pour la mesure de l’aire glomérulaire et de l’expansion de la matrice mésangiale. Les données ont été exprimées en moyenne ± en écart-type (ET) ou en erreur-type de la moyenne (SEM), selon le cas. La normalité a été évaluée à l’aide du test de Shapiro-Wilk. L’ANOVA à un facteur avec le test post hoc de Tukey a été appliquée pour les comparaisons entre des groupes normalement distribués. Des mesures répétées ont été analysées à l’aide d’une ANOVA à deux facteurs ou de modèles à effets mixtes, avec correction Geisser-Greenhouse si nécessaire. Pour les données non distribuées normalement, le test de Kruskal-Wallis avec les comparaisons multiples de Sidak a été utilisé. Effectuer toutes les analyses à l’aide d’un logiciel statistique approprié, dont la signification statistique est fixée à p < 0,05 (voir la Table des matériaux pour plus de détails).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Quantité de graisse transplantée et efficacité du protocole
Après la normalisation du protocole, l’efficacité de deux volumes de transplantation de graisse (5 à 9,9 % et 10 à 15 % par rapport au poids corporel du donneur) a été évaluée, définie comme l’obtention d’au moins une grossesse donnant lieu à une progéniture viable. Le groupe de 5 à 9,9 % a affiché un taux de réussite de 23,8 %, tandis que le groupe de 10 à 15 % a atteint 52,2 %, ce qui correspond à une augme...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Cette étude démontre que la transplantation combinée de WAT et de BAT est une approche thérapeutique efficace pour contrôler l’hyperglycémie, prévenir la prise de poids corporel et l’hypertrophie des îlots pancréatiques, restaurer l’hypofertilité féminine et améliorer la fonction rénale en réduisant l’apoptose et en préservant le nombre de podocytes dans un modèle préclinique de DT2, de DKD et d’obésité.

Bien que des études antérieures aient examiné la transpl...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Nous remercions les équipes techniques du Centre de Formation Expérimentale et Chirurgicale (CETEC) et de l’Institut Juif de Recherche et d’Education (IIPE) pour leur soutien. Ce travail a été soutenu par une bourse de recherche de master de CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordination pour l’amélioration du personnel de l’enseignement supérieur) à S.B, une bourse de recherche de doctorat direct de CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordination pour l’amélioration du personnel de l’enseignement supérieur) à M.L.F, une bourse de recherche de maîtrise de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation ; n° 2024/08173-6) à M.O.M., et une bourse d’initiation scientifique de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation ; n° 2019/12636-3) à M.T.A.B-R. Ces travaux ont également été soutenus par des subventions de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation ; n° 2017/23195-2 et n° 2021/02216-7), et de l’EFSD (European Foundation for the Study of Diabetes) à É.B.R. Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas utilisé de travaux générés par l’intelligence artificielle (IA) dans ce manuscrit.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution alcoolique de chlorhexidine digluconate à 0,5 %Rioquí ; MicaSKU 1068253
Aiguille de calibre 16Becton DickinsonSKU 305198
Solution de digluconate de chlorhexidine non alcoolisée à 2,0 %Rioquí ; MicaSKU 1113045
Seringue de 3 mLBecton DickinsonSKU 309657
Bandes Accu-Check &ndash ; PerformaRocheEAN 4015630981960
Alcian Blue PAS KitEasyPathSKU EP-11-20019
Albumine sérique bovine (BSA)Sigma-AldrichA4612
Logiciels CellSensOlympeCELLSENS
Tampon de citrate pH 6,0 : monohydrate d’acide citrique + hydroxyde de sodiumSigma-AldrichC1909 + 28-3010
Anticorps de caspase-3 fendueTechnologie de signalisation cellulaire9661
Analyseur Cobas C 111Roche4528778001
Créatinine KLabtest96-300
EnVision FLEX DAB+ ChromogèneAgilent-DakoK3468
Réactif de détection EnVision FLEX / HRPAgilent-DakoSM802
Envision FLEX Réactif bloquant la peroxydaseAgilent-DakoSM801
Tampon de substrat EnVision FLEXAgilent-DakoSM803
EnVision FLEX était en buffer 20xAgilent-DakoK800721-2
ÉosineAgilent-DakoCS701
Lecteur de microplaques GloMax DiscoverPromegaGM3000
Glucomètre Accu-Check - PerformaRocheEAN 4015630980512
GraphPad Prism 8 logiciel (logiciel statistique)GraphPad par Dotmatics-
100 % v/v Isoforine (Isoflurane)Crist & aacute ; Lia-
HématoxylineAgilent-DakoCS700
Microscope optique IX51OlympeIX51
Cage métabolique pour une souris uniqueTecniplast3600M021
Milieu de montage - EntellanSigma-Aldrich100869
Kit ELISA à l’albumine de sourisAbcamAb207620
Souche de souris : BTBR. Cg-Lepob/WiscJLaboratoires JAX4824
Kit de Schiff Acide Périodique (PAS)EasyPathEP-11-20014
RM255 MicrotomeLeica Biosystems14050237960
Processeur de tissu TP1020Leica BiosystemsTP-1020
Tramadol 50 mg/mLGrü ; Nenthal4022444
Anticorps WT-1Santa CruzSC-192

Références

  1. Zhao, M., Cao, Y., Ma, L. New insights in the treatment of DKD: recent advances and future prospects. BMC Nephrol. 26 (1), 72(2025).
  2. van Raalte, D. H., et al. Combination therapy for kidney disease in people with diabetes mellitus. Nat Rev Nephrol. 20 (7), 433-446 (2024).
  3. Xu, M., et al. Trends and future predictions of chronic kidney disease due to diabetes mellitus type 2 attributable to dietary risks: insights based on GBD 2021 data. Front Nutr. 11, 1494383(2024).
  4. GBD 2021 Adult BMI Collaborators. Adult BMI Collaborators. Global, regional, and national prevalence of adult overweight and obesity, 1990-2021, with forecasts to 2050: a forecasting study for the Global Burden of Disease Study 2021. Lancet. 405 (10481), 813-838 (2025).
  5. Liu, X., et al. Brown adipose tissue transplantation reverses obesity in Ob/Ob mice. Endocrinology. 156 (7), 2461-2469 (2015).
  6. Ghesmati, Z., et al. An update on the secretory functions of brown, white, and beige adipose tissue: Towards therapeutic applications. Rev Endocr Metab Disord. 25 (2), 279-308 (2024).
  7. Dewal, R. S., et al. Transplantation of committed pre-adipocytes from brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis. iScience. 27 (2), 108927(2024).
  8. Klebanov, S., Astle, C. M., DeSimone, O., Ablamunits, V., Harrison, D. E. Adipose tissue transplantation protects ob/ob mice from obesity, normalizes insulin sensitivity and restores fertility. J Endocrinol. 186 (1), 203-211 (2005).
  9. Childs, G. V., Odle, A. K., MacNicol, M. C., MacNicol, A. M. The importance of leptin to reproduction. Endocrinology. 162 (2), 1-18 (2021).
  10. Hudkins, K. L., et al. BTBR Ob/Ob mutant mice model progressive diabetic nephropathy. J Am Soc Nephrol. 21 (9), 1533-1542 (2010).
  11. Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. J Clin Invest. 123 (1), 215-223 (2013).
  12. Pinckard, K. M., et al. A novel endocrine role for the BAT-released Lipokine 12,13-diHOME to mediate cardiac function. Circulation. 143 (2), 145-159 (2021).
  13. Valgas da Silva, P. C., et al. Brown adipose tissue prevents glucose intolerance and cardiac remodeling in high-fat-fed mice after a mild myocardial infarction. Int J Obes (Lond). 46 (2), 350-358 (2022).
  14. Zhang, Y., et al. Brown adipose tissue transplantation ameliorates diabetic nephropathy through the miR-30b pathway by targeting Runx1. Metabolism. 125, 154916(2021).
  15. Clee, S. M., Nadler, S. T., Attie, A. D. Genetic and genomic studies of the BTBR ob/ob mouse model of type 2 diabetes. Am J Ther. 12 (6), 491-498 (2005).
  16. Stoehr, J. P., et al. Identification of major quantitative trait loci controlling body weight variation in ob/ob mice. Diabetes. 53 (1), 245-249 (2004).
  17. Liu, X., Zhang, Z., Song, Y., Xie, H., Dong, M. An update on brown adipose tissue and obesity intervention: Function, regulation and therapeutic implications. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1065263(2022).
  18. Mollah, M. L., Yang, H. S., Jeon, S., Kim, K., Cheon, Y. P. Overaccumulation of fat caused rapid reproductive senescence but not loss of ovarian reserve in ob/ob mice. J Endocr Soc. 5 (1), bvaa168(2021).
  19. Serke, H., et al. Leptin-deficient (ob/ob) mouse ovaries show fatty degeneration, enhanced apoptosis and decreased expression of steroidogenic acute regulatory enzyme. Int J Obes (Lond). 36 (8), 1047-1053 (2012).
  20. Diamanti-Kandarakis, E., Dunaif, A. Insulin resistance and the polycystic ovary syndrome revisited: an update on mechanisms and implications. Endocr Rev. 33 (6), 981-1030 (2012).
  21. Chang, A. S., Dale, A. N., Moley, K. H. Maternal diabetes adversely affects preovulatory oocyte maturation, development, and granulosa cell apoptosis. Endocrinology. 146 (5), 2445-2453 (2005).
  22. Almog, B., et al. Leptin attenuates follicular apoptosis and accelerates the onset of puberty in immature rats. Mol Cell Endocrinol. 183 (1-2), 179-191 (2001).
  23. Beyerstedt, S., et al. Combining sodium-glucose co-transporter-2 inhibitor with mesenchymal stem cells and brown adipose tissue (BAT) and white adipose tissue (WAT) transplantation to mitigate the progression of diabetic kidney disease: a pre-clinical approach. Stem Cell Res Ther. 16 (254), 1-15 (2025).
  24. Sávio-Silva, C., et al. Therapeutic potential of mesenchymal stem cells in a pre-clinical model of diabetic kidney disease and obesity. Int J Mol Sci. 22 (4), 1546(2021).
  25. Takemura, S., Shimizu, T., Oka, M., Sekiya, S., Babazono, T. Transplantation of adipose-derived mesenchymal stem cell sheets directly into the kidney suppresses the progression of renal injury in a diabetic nephropathy rat model. J Diabetes Investig. 11 (3), 545-553 (2020).
  26. Pichaiwong, W., et al. Reversibility of structural and functional damage in a model of advanced diabetic nephropathy. J Am Soc Nephrol. 24 (7), 1088-1102 (2013).
  27. Almog, B., et al. Leptin attenuates follicular apoptosis and accelerates the onset of puberty in immature rats. Mol Cell Endocrinol. 183 (1-2), 179-191 (2001).
  28. O'Brien, P. D., et al. BTBR ob/ob mice as a novel diabetic neuropathy model: Neurological characterization and gene expression analysis. Neurobiol Dis. 73, 348-355 (2015).
  29. Sávio-Silva, C., et al. Mesenchymal stem cell therapy for diabetic kidney disease: A review of the studies using syngeneic, autologous, allogenic, and xenogenic cells. Stem Cells Int. 2020, 8833725(2020).
  30. Morsy, M. A., et al. Leptin gene therapy and daily protein administration: a comparative study in the ob/ob mouse. Gene Ther. 5 (1), 8-18 (1998).
  31. Wang, Y., Asakawa, A., Inui, A., Kosai, K. Leptin gene therapy in the fight against diabetes. Expert Opin Biol Ther. 10 (10), 1405-1414 (2010).
  32. Blüher, S., Shah, S., Mantzoros, C. S. Leptin deficiency: clinical implications and opportunities for therapeutic interventions. J Investig Med. 57 (7), 784-788 (2009).
  33. Paz-Filho, G., Mastronardi, C. A., Licinio, J. Leptin treatment: facts and expectations. Metabolism. 64 (1), 146-156 (2015).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Transplantation de tissu adipeuxtissu adipeux bruntissu adipeux blancdysfonctionnement métaboliquedéficits reproducteursdysfonctionnement rénalglycémie à jeunapoptose ovariennegenèse folliculaire
Greffes adipeuses blanches et brunes : une approche pour corriger les déficits reproductifs, métaboliques et rénaux chez les souris obèses obèses noires et bronzées (BTBR)
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.