Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Évaluation de l’athérosclérose dans l’aorte de souris injectées par AAV8-PCSK9 par coloration au rouge d’huile O

1.6K vues

⸱

DOI :

10.3791/68795

⸱

8 août 2025

 , 
1Department of Endocrinology, The First Affiliated Hospital of USTC, Division of Life Sciences and Medicine, University of Science and Technology of China, 2Anhui Provincial Key Laboratory of Metabolic Health and Panvascular Diseases

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthode étape par étape pour disséquer, perfuser, colorer, imager et quantifier les lésions athéroscléreuses en face dans les aortes de souris à l’aide de la coloration Oil Red O.

Résumé

Les modèles murins sont depuis longtemps des outils fondamentaux dans l’étude de l’athérosclérose, fournissant des informations essentielles sur les mécanismes moléculaires et cellulaires sous-jacents à la formation de la plaque, au métabolisme des lipides et à l’inflammation cardiovasculaire. Au-delà des souris Apoe-/- ou Ldlr-/-, l’injection d’AAV8-PCSK9D377Y chez des souris normales C57BL/6J avec une alimentation concomitante de type occidental apparaît comme un modèle couramment utilisé pour la recherche translationnelle sur l’athérosclérose. La coloration au rouge d’huile O est une technique fondamentale pour visualiser l’accumulation de lipides neutres dans les tissus vasculaires. Sa simplicité, sa rentabilité et sa grande sensibilité pour détecter les lésions chargées de lipides en font la référence pour l’évaluation de la charge de la plaque d’athérosclérose dans les études précliniques. Dans cette étude, nous fournissons un protocole détaillé et reproductible pour la dissection, la perfusion, l’ouverture longitudinale, la coloration au rouge d’huile, l’imagerie et la quantification semi-automatisée de la charge athéroscléreuse dans l’aorte en face, sans avoir besoin de broches ou d’étapes de montage complexes. Nos résultats démontrent que la combinaison de l’injection d’AAV8-PCSK9D377Y et de l’alimentation de type occidental induit efficacement la formation de lésions athéroscléreuses significatives chez la souris, et que la coloration en face à l’Oil Red O est une technique fiable et efficace pour évaluer le dépôt de lipides et la charge en plaque. De plus, bien que ce protocole soit optimisé pour le modèle induit par AAV8-PCSK9 chez les souris C57BL/6J, il peut être facilement adapté pour être utilisé dans d’autres modèles et espèces, tels que les souris Apoe-/- , les souris Ldlr-/- et les hamsters syriens dorés Ldlr-/- .

Introduction

L’athérosclérose, caractérisée par le dépôt de lipides et l’inflammation dans l’intima artériel, représente le fondement pathologique de la maladie coronarienne et d’un large éventail de maladies cardiovasculaires (MCV), y compris l’infarctus du myocarde et l’accident vasculaire cérébral 1,2,3,4. Les MCV restent la principale cause de morbidité et de mortalité dans le monde, représentant un lourd fardeau sanitaire et économique à l’échelle mondiale 3,5. En tant que principale base pathologique des MCV, l’athérosclérose a fait l’objet d’une attention considérable de la part de la recherche visant à découvrir ses mécanismes sous-jacents et à développer des stratégies thérapeutiques efficaces. Les modèles murins jouent un rôle central dans l’élucidation des mécanismes sous-jacents à l’athérogenèse et dans l’évaluation des interventions thérapeutiques potentielles6. Le développement de modèles animaux a joué un rôle déterminant dans l’avancement de notre compréhension de l’athérogenèse, permettant aux chercheurs de disséquer les mécanismes cellulaires et moléculaires impliqués et d’évaluer les stratégies thérapeutiques émergentes 6,7. Les modèles murins classiques d’athérosclérose, tels que les souris déficientes en apolipoprotéine E (Apoe−/−) et les souris déficientes en récepteur des lipoprotéines de basse densité (Ldlr−/−), ont longtemps été utilisés pour induire une hyperlipidémie et une formation de plaque robuste. Cependant, la génération et la maintenance de ces lignées génétiquement modifiées nécessitent une sélection extensive, ce qui peut prendre du temps et limiter la flexibilité expérimentale 8,9,10. Pour surmonter ces limitations, une approche alternative utilisant le virus adéno-associé de sérotype 8 codant pour une mutation de gain de fonction dans la proprotéine convertase subtilisine/kexine de type 9 (AAV8-PCSK9D377Y) a pris de l’importance. Lorsqu’elle est administrée à des souris C57BL/6J de type sauvage en combinaison avec un régime alimentaire riche en graisses et en cholestérol de type occidental, cette méthode induit efficacement l’hypercholestérolémie et les lésions athéroscléreuses dans un délai relativement court, sans qu’il soit nécessaire de procéder à des croisements génétiques complexes ou à des rétrocroisements dans des milieux sujets à l’athérosclérose9,11. Malgré ses avantages, le modèle AAV8-PCSK9 présente certaines limitations qui méritent d’être prises en compte. Notamment, l’étendue de l’hypercholestérolémie et le développement de lésions athéroscléreuses peuvent être influencées par des variables telles que la dose virale et les moyens d’administration, ce qui peut introduire une variabilité interanimale et affecter la reproductibilité des résultats expérimentaux11.

Pour évaluer la charge de morbidité dans de tels modèles, la coloration de l’aorte au rouge d’huile fournit une technique bien établie et sensible pour visualiser et quantifier les lésions athéroscléreuses riches en lipides le long de la surface luminale du système vasculaire12,13. Cette approche offre des données à la fois qualitatives et quantitatives et est largement utilisée dans les études précliniques pour évaluer les effets de la manipulation génétique, de l’intervention pharmacologique ou de la modulation alimentaire14.

Dans cette étude, nous présentons un protocole pratique et reproductible pour l’isolement, la perfusion, l’ouverture longitudinale, la coloration au rouge d’huile, l’imagerie et la quantification semi-automatisée des lésions athéroscléreuses dans les aortes de souris entières. Dans ce protocole, AAV8-PCSK9D377Y est administré à une dose de 5 × 1011 génomes vectoriels (vg) par souris par injection dans la veine caudale. Lorsqu’il est combiné avec un régime de type occidental (WD) contenant 40 % de kcal de matières grasses et 1,25 % de cholestérol, un développement robuste de lésions athéroscléreuses peut être observé dans les 12 à 16 semaines. Le protocole ici rationalise chaque étape du processus, éliminant le besoin d’épingler des tissus sur des surfaces de cire et utilisant à la place une technique d’aplatissement simplifiée qui réduit la variabilité et l’exigence technique. La méthode est non seulement optimisée pour le modèle induit par AAV8-PCSK9D377Y chez les souris C57BL/6J, mais elle est également facilement applicable à d’autres modèles d’athérosclérose largement utilisés, y compris les souris Apoe-/- et Ldlr-/-, ainsi que les hamsters dorés syriens Ldlr-/- 15,16,17,18,19, qui sont apparus comme un modèle prometteur en raison de leur métabolisme lipidique semblable à celui de l’homme.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément aux directives décrites dans le NIH et ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université des sciences et technologies de Chine (Approbation éthique n°. USTCACUC27120124102).

REMARQUE : Toutes les procédures impliquant AAV8-PCSK9 doivent être effectuées dans une enceinte de sécurité biologique certifiée de classe II dans des conditions de niveau de biosécurité 2 (BSL-2). Le personnel doit porter un équipement de protection individuelle (EPI) approprié, y compris une blouse de laboratoire, des gants jetables et des lunettes de sécurité.

1. Induction de l’athérosclérose chez la souris

  1. Injecter par voie intraveineuse à une souris C57BL/6J âgée de 8 semaines AAV8-PCSK9D377Y (5 × 1011 vg/souris via la veine de la queue).
  2. Placez la souris sur WD (contenant 40 % de kcal de graisse et 1,25 % de cholestérol) immédiatement après l’injection.
  3. Donnez à la souris WD pendant 12 à 16 semaines pour induire la formation de lésions athérosclérotiques.
    REMARQUE : Une période d’alimentation de 12 semaines est couramment utilisée et il a été démontré qu’elle induit la formation évidente de plaques d’athérosclérose, en particulier dans les modèles induits par AAV8-PCSK9. Des durées plus longues (p. ex., 16 semaines) peuvent entraîner des lésions plus avancées, et le moment optimal doit être choisi en fonction des objectifs expérimentaux spécifiques.
  4. Surveillez régulièrement le poids corporel, l’état de santé général et les taux de lipides plasmatiques tout au long de la période d’alimentation. Pour le profilage lipidique, prélever des échantillons de sang au départ et à des moments choisis (par exemple, toutes les 4 semaines) par saignement sous-mandibulaire ou de la veine de la queue sous anesthésie brève à l’isoflurane.

2. Euthanasie et perfusion

  1. Administrer du pentobarbital sodique (200 mg/kg, injection intrapéritonéale) pour euthanasier la souris.
  2. Ouvrez la cavité thoracique pour exposer le cœur.
  3. Faites une incision dans l’appendice auriculaire droit et perfuser une solution saline tamponnée au phosphate froide (PBS, environ 10 ml) à travers le ventricule gauche à l’aide d’une aiguille de 21 G pour évacuer le sang.

3. Dissection de l’aorte

  1. Retirez les tissus en excès tels que les poumons et le thymus pour exposer l’aorte thoracique du cœur au diaphragme.
  2. Utilisez des ciseaux de dissection fine et des pinces de précision pour enlever le tissu adipeux environnant autour de l’arc aortique. Élevez doucement le tissu adipeux entourant la base de l’aorte thoracique près du diaphragme. Excise le long de la racine du tissu adipeux à l’aide de ciseaux de dissection fins (en veillant à ce que la structure vasculaire ne soit pas endommagée), en continuant la dissection vers le haut jusqu’à l’arc aortique pour exposer complètement le vaisseau aortique.
    REMARQUE : La dissociation du tissu adipeux périvasculaire de l’aorte est critique, et il est suggéré d’effectuer cette étape avec l’aorte in situ (avant d’être coupée de la souris) car la dissection de la graisse périvasculaire de l’aorte est techniquement difficile une fois que l’aorte est disséquée et placée dans PBS.
  3. Transectez le vaisseau à la base de l’aorte thoracique à l’aide de ciseaux de précision. Élevez l’extrémité coupée à l’aide d’une pince et disséquez vers le haut le long du vaisseau vers l’arc aortique. Sectionnez les trois branches primaires de l’aorte à une distance appropriée.
  4. Transect à la racine aortique pour séparer l’aorte thoracique du cœur, isolant le segment complet pour une analyse plus approfondie.
  5. Transvaser le récipient excisé dans une solution pré-réfrigérée de paraformaldéhyde à 4 % (PFA) et incuber à 4 °C pendant la nuit (12-16 h). Pour normaliser la manipulation et faciliter le traitement par lots, placez les aortes individuelles dans les puits d’une plaque de 24 ou 48 puits lors de la fixation.
    REMARQUE : Évitez la fixation prolongée (plus de 24 h), car une incubation excessive dans le PFA peut provoquer un durcissement des vaisseaux, entravant la section longitudinale et une analyse plus approfondie.
    ATTENTION : Le PFA à 4 % est un fixateur toxique et volatil qui présente des risques d’exposition respiratoire et cutanée. Toutes les étapes impliquant la fixation d’un PFA doivent être effectuées dans une hotte tout en portant un EPI, y compris des gants en nitrile, une blouse de laboratoire et des lunettes de sécurité. Évitez l’inhalation et le contact avec la peau. La solution de PFA utilisée doit être recueillie dans des contenants de déchets de formaldéhyde désignés, clairement étiquetés et éliminée comme déchet chimique dangereux par un service d’élimination des déchets chimiques institutionnel ou agréé.

4. Coloration O rouge à l’huile

  1. Lavez les aortes fixes trois fois avec du PBS pour éliminer les résidus de PFA.
  2. Comme le montre la figure 1, ouvrez l’aorte longitudinalement sous un microscope de dissection à l’aide de ciseaux fins, en partant de la racine aortique le long de la courbure interne. Vous pouvez également ouvrir l’aorte avant la fixation, ce qui peut faciliter le dépliage et l’alignement du vaisseau pendant le montage. Si nécessaire, ouvrez longitudinalement les principales branches de l’arc aortique, telles que l’artère brachiocéphale (BCA), l’artère carotide droite (RCA) et l’artère sous-clavière gauche, pour exposer des régions supplémentaires11. Faites attention lors de cette étape, car les plaques dans ces zones peuvent se détacher ou être endommagées.
    REMARQUE : L’une ou l’autre approche peut être sélectionnée en fonction des préférences de l’opérateur et de l’état du tissu.
  3. Préparez la solution de travail Oil Red O en diluant la substance à 0,5 % d’isopropanol avec de l’eau désionisée dans un rapport de 3:2 (v/v, concentration finale 0,3 %). Incuber au bain-marie à 37 °C pendant 5 min pour dissoudre complètement le colorant.
  4. Filtrer à travers une membrane de 0,22 à 0,45 μm pour éliminer les précipités. Conservez la solution dans le bain-marie à 37 °C jusqu’à utilisation.
  5. Retirez le PBS de chaque puits. Ajoutez la solution de travail Oil Red O pour immerger complètement les aortes. Incuber à température ambiante (RT) pendant 10 min.
  6. Après l’incubation, aspirez la solution et ajoutez immédiatement 1 mL d’isopropanol à 60 % dans chaque puits. Placez l’assiette sur un shaker et agitez doucement pour laver.
  7. Après environ 30 s, lorsque les zones non lésionnelles du vaisseau apparaissent translucides, arrêtez le lavage en aspirant l’isopropanol. Rincez les échantillons deux fois avec du PBS.
  8. Après la coloration au rouge d’huile, coupez davantage le tissu adipeux périvasculaire résiduel, si nécessaire. À ce stade, le tissu adipeux est généralement bien coloré et visuellement distinct, ce qui permet une identification et une élimination plus précises sans compromettre l’intégrité de la paroi vasculaire.
  9. Après la coloration au rouge d’huile, ouvrez l’aorte longitudinalement et fixez-la soigneusement à plat sur une lame de verre pour une imagerie immédiate au stéréomicroscope.
  10. Vous pouvez également stocker les échantillons à court terme dans du PBS à 4 °C avant l’imagerie. Pour les artères difficiles à aplatir, épinglez les vaisseaux sur une plaque de cire noire à l’aide de fines aiguilles pour assurer un positionnement et une clarté optimaux. Pour une conservation à long terme, montez les récipients colorés sur des lames de verre, scellez-les avec de la gélatine de glycérol, puis imagez-les directement.
    REMARQUE : Transférez les aortes tachées sur une nouvelle plaque pour le lavage afin d’éviter la contamination par l’huile résiduelle Oil Red O.
    ATTENTION : Oil Red O est un colorant lipophile généralement préparé dans de l’isopropanol, qui est inflammable et irritant. Manipulez les solutions ORO dans une hotte chimique pour éviter l’inhalation des fumées. Évitez tout contact avec la peau et les yeux. Les solutions de coloration Oil Red O doivent être collectées séparément dans des conteneurs de déchets chimiques inflammables. Éliminez conformément aux réglementations locales en matière d’élimination des déchets dangereux.

5. Imagerie

  1. Montez les aortes tachées sur un fond blanc pour améliorer le contraste. Maintenir la flexibilité du navire.
    REMARQUE : Un arrière-plan à contraste élevé facilite la reconnaissance plus efficace des plaques à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images. D’autres couleurs d’arrière-plan peuvent également être utilisées en fonction des préférences de l’utilisateur.
  2. Imagez l’ensemble de l’aorte à l’aide d’un scanner à plat ou d’un microscope de dissection avec une caméra haute résolution.
  3. Assurez-vous d’un éclairage uniforme et d’un grossissement constant sur tous les échantillons (p. ex., grossissement de 6 à 8 fois). Si l’aorte sèche pendant l’imagerie, réhydratez-vous à l’aide de lingettes de kiwi salines ou trempées dans du PBS.

6. Quantification des lésions athéroscléreuses

  1. Ouvrez l’image dans ImageJ. Les étapes suivantes décrivent la procédure d’analyse à l’aide de l’exemple d’ImageJ.
    REMARQUE : D’autres logiciels d’analyse d’images (par exemple, Zeiss Zen, Fiji) peuvent également être utilisés en fonction des préférences de l’utilisateur et de la disponibilité.
  2. Réglez l’échelle à l’aide d’une référence connue (par exemple, une barre d’échelle ou une règle). Utilisez l’outil Ligne droite pour dessiner sur la distance connue. Allez dans Analyser > Définir l’échelle, entrez la distance et les unités, sélectionnez Global, puis cliquez sur OK.
  3. Utilisez l’outil de sélection polygonale ou à main levée pour délimiter toute la région aortique.
  4. Mesurez la surface à l’aide de l’option Analyser > Mesurer.
  5. Identifiez les zones de plaque d’athérosclérose à l’aide de l’image > Ajuster > seuil de couleur. Ajustez la saturation et la luminosité pour isoler les régions rouge huile O-positives.
  6. Cliquez sur Sélectionner pour générer une sélection binaire des zones tachées. Mesurez les régions sélectionnées à l’aide de l’option Analyser > mesurer. Appliquez les mêmes paramètres de seuil à toutes les images d’un lot.
    REMARQUE : Étant donné que la graisse résiduelle ou les artefacts peuvent entraîner une coloration faussement positive, les utilisateurs peuvent choisir de définir manuellement ou semi-automatiquement les régions de la plaque en fonction de leurs besoins expérimentaux spécifiques et de la qualité de l’image. Le traçage manuel de la surface de la plaque peut être effectué en utilisant la même méthode que pour définir la surface totale du vaisseau.
  7. Exportez les résultats (Fichier > Enregistrer sous > résultats) en tant que .csv pour une analyse plus approfondie.
  8. Exprimer la surface de la plaque en surface de la plaque/surface aortique totale × 100 %. Pour obtenir une évaluation plus précise de la charge de la plaque d’athérosclérose, quantifiez la surface de la plaque par régions anatomiques (par exemple, l’arc aortique, en particulier la petite courbure, et l’aorte totale), et exprimez les résultats en pourcentage de la surface de la plaque par rapport à la surface totale de chaque région respective : surface de la plaque ( %) = (surface de la plaque / surface totale de la région) × 100 %.
    REMARQUE : Pour minimiser les biais potentiels, une analyse à l’insu est recommandée. En cas d’analyse d’un grand nombre d’images, l’ensemble du flux de travail, du seuillage à la mesure, peut être automatisé à l’aide de l’enregistreur de macros (plug-ins > macros > enregistrement) et traité en masse à l’aide de Process > Batch > Macro. Cela permet une analyse à haut débit efficace et reproductible.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Pour évaluer l’étendue du dépôt de lipides dans la paroi aortique, une coloration au rouge d’huile O a été réalisée sur des aortes isolées de souris mâles C57BL/6J injectées avec AAV8-PCSK9D377Y et nourries avec un régime occidental pendant 12 semaines, avec des souris témoins du même âge. Après une perfusion systémique avec PBS et une dissection soigneuse, l’ensemble de l’aorte a été soigneusement disséqué longitudinalement et coloré avec Oil Red O pour visualiser les lésions athéroscléreuses chargées de lipi...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La méthode de coloration à l’huile rouge O décrite dans cette étude offre une approche robuste, reproductible et rapide pour évaluer la charge des lésions athéroscléreuses dans l’ensemble de l’aorte. Dans cette étude, nous avons spécifiquement sélectionné l’arc aortique et l’aorte thoracique comme régions d’intérêt pour l’analyse de la plaque, plutôt que l’aorte entière. Cette décision a été guidée par la nature du modèle AAV8-PCSK9D377Y 20, qui produit...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subventions n° 82370444).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
souris C57BL/6JGemPharmatech  ;N° N000013
4 % de paraformaldéhydeBeyotimeP0099Pour fixer les tissus
AAV8-PCSK9D377Y particules virales  ;WzbiopAV208001Pour induire l’athérosclérose
Fine ForcepsFine Science ToolsNo. 11254-20Pour la dissection de l’aorte
ImageJNIH1.47
IsopropanolSangon biotechA600918Pour nettoyer l’excès d’huile rouge
Oil Red O 0,5 % Solution dans l’isopropanolPoly Scientific R& D CorpS1849-32OZPour la coloration au rouge d’huile
O Saline tamponnéeau phosphate ServicebioG4202Pour la perfusion et le nettoyage de l’aorte
Ciseaux à ressortOutils de science finen° 15003-08Pour la dissection de l’aorte
Microscope stéréoscopiqueMshotMZ62Pour la dissection et l’imagerie de l’aorte
Régime occidental.Recherche Régimealimentaire D12108CPour induire l’athérosclérose

Références

  1. Libby, P., et al. Atherosclerosis. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 56(2019).
  2. Björkegren, J. L. M., Lusis, A. J. Atherosclerosis: Recent developments. Cell. 185 (10), 1630-1645 (2022).
  3. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  4. Wang, Z., Chen, S., Zhang, F., Akhmedov, S., Weng, J., Xu, S. Prioritization of Lipid Metabolism Targets for the Diagnosis and Treatment of Cardiovascular Diseases. Research (Wash D C). (8), 0618(2025).
  5. GBD 2021 Stroke Risk Factor Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2021: A systematic analysis for the global burden of disease study 2021. Lancet Neurol. 23 (10), 973-1003 (2024).
  6. Von Scheidt, M., et al. Applications and limitations of mouse models for understanding human atherosclerosis. Cell Metab. 25 (2), 248-261 (2017).
  7. Gisterå, A., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S. G., Hansson, G. K. Animal models of atherosclerosis-supportive notes and tricks of the trade. Circ Res. 130 (12), 1869-1887 (2022).
  8. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. Eur J Pharmacol. 816, 3-13 (2017).
  9. Ilyas, I., et al. Mouse models of atherosclerosis in translational research. Trends Pharmacol Sci. 43 (11), 920-939 (2022).
  10. Jiang, H., et al. Innovative atherosclerosis models: Advancing pathophysiology and translational research. Research (Wash D C). 8, 0617(2025).
  11. Bjørklund, M. M., et al. Induction of atherosclerosis in mice and hamsters without germline genetic engineering. Circ Res. 114 (11), 1684-1689 (2014).
  12. Chen, P. -Y., Qin, L., Simons, M. Imaging and analysis of oil red o-stained whole aorta lesions in an aneurysm hyperlipidemia mouse model. J Vis Exp. (183), e61277(2022).
  13. Nunnari, J. J., Zand, T., Joris, I., Majno, G. Quantitation of oil red o staining of the aorta in hypercholesterolemic rats. Exp Mol Pathol. 51 (1), 1-8 (1989).
  14. Xu, S., et al. The novel coronary artery disease risk gene jcad/kiaa1462 promotes endothelial dysfunction and atherosclerosis. Eur Heart J. 40 (29), 2398-2408 (2019).
  15. Sun, L., et al. Endothelial MICU1 protects against vascular inflammation and atherosclerosis by inhibiting mitochondrial calcium uptake. J Clin Invest. 135 (7), e181928(2025).
  16. Su, M., et al. Endothelial IGFBP6 suppresses vascular inflammation and atherosclerosis. Nat Cardiovasc Res. 4 (2), 145-162 (2025).
  17. Zhang, Z., et al. A natural small molecule isoginkgetin alleviates hypercholesterolemia and atherosclerosis by targeting acly. Theranostics. 15 (10), 4325-4344 (2025).
  18. Zhao, Y., et al. Small rodent models of atherosclerosis. Biomed Pharmacother. 129, 110426(2020).
  19. Zhang, F., Yin, Y., Weng, J., Xu, S. Cepharanthine aggravated atherosclerosis and liver injury in Apoe−/− and Ldlr−/− mice. Cardiol Plus. 10 (1), 23-33 (2025).
  20. Liu, M. -N., et al. Revisiting the role of GDF15 in atherosclerosis in mouse and human. Acta Pharmacol Sin. , doi: 10.1038/s41401-025-01561-3 (2025).
  21. Balamurugan, K., et al. Protocol to evaluate hyperlipidemia in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101819(2022).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH image to imageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Évaluation de l'athérosclérosesouris AAV8-PCSK9aorte en facecharge plaquairedépôt lipidiquesouris sous régime occidentaldissection de l'aorte de sourislésion athéroscléreuseaccumulation lipidique

Cet article a été publié

Vidéo bientôt disponible

Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.