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Article de méthode

Étude d’une lésion récurrente d’un AVC ischémique dans un modèle d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne secondaire chez la souris

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DOI :

10.3791/68806

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16 septembre 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

* These authors contributed equally

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Résumé

Ici, nous présentons une méthode pour l’occlusion secondaire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris afin d’étudier la progression de l’AVC ischémique récurrent. Les procédures chirurgicales, les soins postopératoires, les altérations pathologiques neuronales et le taux de survie sont décrits.

Résumé

L’AVC est la deuxième cause mondiale de mortalité et d’invalidité, les AVC récurrents contribuant de manière significative à de mauvais résultats et à une augmentation de la charge neurologique. Malgré les progrès réalisés dans la prise en charge clinique aiguë de l’AVC, les modèles expérimentaux d’AVC ischémique récurrent restent limités en raison de leur complexité procédurale et de leurs taux de mortalité élevés. Dans cette étude, nous avons cherché à établir un AVC ischémique récurrent dans un modèle murin et à évaluer les changements pathologiques cérébraux et les déficits fonctionnels à l’aide d’un protocole d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne en deux étapes (MCAO). Des souris mâles adultes C57BL/6J ont subi une MCAO transitoire sous surveillance du flux sanguin par laser Doppler. Une MCAO secondaire a été réalisée 14 jours après la chirurgie initiale pour simuler la récidive de l’AVC. Les évaluations postopératoires comprenaient l’analyse de l’activité locomotrice, la notation des déficits neurocomportementaux à l’aide d’un système de notation en six points, des marqueurs inflammatoires, y compris le facteur 1α induit par l’hypoxie (HIF-1α) et le facteur de nécrose tumorale α (TNF-α), et une évaluation histopathologique à l’aide de la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E). Après l’administration récurrente de MCAO, les souris ont montré une activité locomotrice significativement réduite, une diminution de la vitesse de déplacement et une diminution des scores neurocomportementaux, ainsi qu’une augmentation des marqueurs inflammatoires, par rapport aux groupes témoins. La détection histopathologique a révélé une nécrose des cellules neuronales modérée à sévère, une vacuolisation neurosensorielle et une hémorragie localisée dans le cortex et l’hippocampe de souris MCAO récurrentes. Les marqueurs inflammatoires ont également été induits dans cette procédure MCAO récurrente. Ce modèle murin MCAO en deux étapes présente, pour la première fois, une méthode qui simule efficacement l’AVC ischémique récurrent avec des résultats neurologiques et pathologiques cohérents et améliore la survie postopératoire. Ce modèle pourrait fournir une plate-forme fiable pour les études mécanistes et pourrait être appliqué dans l’évaluation future des thérapies neuroprotectrices pour les accidents vasculaires cérébraux récurrents.

Introduction

L’AVC reste l’une des principales causes de décès et d’invalidité à long terme dans le monde, ce qui représente un fardeau clinique et socio-économique important. Plus de 30 millions de personnes dans le monde sont touchées par un AVC et ses conséquences, notamment une perte de mobilité, des troubles cognitifs et un risque accru de maladies vasculaires 1,2. Malgré les progrès réalisés dans le domaine des traitements aigus tels que la thrombolyse et la thrombectomie endovasculaire, de nombreux survivants présentent un risque élevé de récidive d’AVC, ce qui est associé à une aggravation du pronostic, à une plus grande invalidité et à une augmentation des taux de mortalité. Les accidents vasculaires cérébraux récurrents surviennent chez environ 10 à 20 % des patients dans les 90 jours suivant un événement primaire, le risque étant le plus élevé pendant une période d’accident ischémique transitoire ou d’accident vasculaire cérébral mineur3. Plus important encore, les accidents vasculaires cérébraux récurrents affectent souvent les territoires vasculaires et entraînent des infarctus plus étendus et des lésions graves, telles qu’une déficience hémodynamique cérébrale4, un dérèglement immunitaire aigu et chronique et une nécrose neuronale sous-corticale5, ce qui suggère que le cerveau peut devenir plus vulnérable et causer plus de complications après une agression ischémique initiale.

Certaines études récentes ont réalisé des modèles d’AVC ischémique ou hémorragique chez des animaux de laboratoire et ont révélé des modèles de lésions spécifiques à une région, des réponses neurovasculaires perturbées et différents mécanismes de réparation endogènes pour s’adapter aux conditions cliniques humaines 6,7. Cependant, les modèles de recherche sur les accidents vasculaires cérébraux récurrents restent moins établis en raison de leurs procédures compliquées et de leur taux de mortalité élevé. Certaines études antérieures ont établi un modèle de souris photothrombotique, qui s’est avéré être un outil précieux pour l’étude des accidents vasculaires cérébraux ischémiques récurrents 8,9,10. Ils ont démontré l’exacerbation des lésions neuronales, la réponse inflammatoire prolongée et le déclin cognitif chez les souris ayant subi un AVC récurrent, et ont exploré les mécanismes sous-jacents, y compris la démence multi-infarctus et l’amorçage inflammatoire 8,9,10.

Une autre étude a montré un nouveau modèle de souris âgées d’hémorragie intracérébrale récurrente dans le striatum bilatéral, qui a été injecté deux fois de collagénase, entraînant une récupération retardée de la fonction locomotrice et a provoqué une perte cognitive et des lésions neurologiques chez les souris récurrentes11. Il convient de noter que les modèles murins d’AVC photothrombotique et hémorragique induisent fréquemment des lésions dans des régions anatomiques distinctes lors d’un AVC récurrent, reflétant des différences méthodologiques inhérentes. De telles variations génèrent des modèles hétérogènes de lésions neuronales, perturbent la dynamique microcirculatoire et exercent des effets divergents sur les réponses immunitaires périphériques11,12. En revanche, le modèle MCAO, largement considéré comme le paradigme le plus représentatif de l’AVC ischémique chez les rongeurs, offre l’avantage de la stabilité procédurale et permet un contrôle précis du site et de la durée de l’occlusion cérébrale. Néanmoins, le MCAO et le MCAO récurrent ont également démontré un risque de mortalité considérablement élevé13,14, ce qui impose des limites importantes à leur applicabilité plus large dans la recherche expérimentale. Dans cette étude, nous avons cherché à établir un modèle de souris MCAO en deux étapes stable et reproductible qui imite les accidents vasculaires cérébraux récurrents. Nous avons évalué les lésions neuronales, les déficiences fonctionnelles et les changements histopathologiques associés. Ce modèle a également démontré un taux de survie stable, ce qui suggère son applicabilité à de futures recherches sur la physiopathologie récurrente des accidents vasculaires cérébraux et les stratégies thérapeutiques neuroprotectrices.

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Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été examinées et approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université nationale de Taïwan (plan d’étude ID20230335) et ont été menées conformément aux directives éthiques établies pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation des animaux

  1. Souris C57BL/6J mâles de 8 semaines pesant de 20 à 25 g dans des conditions environnementales contrôlées à 22 ± 1 °C avec une humidité relative de 55 % et un cycle de 12 h de lumière et 12 h d’obscurité. Fournir des soins humains avec un accès gratuit à de la nourriture et de l’eau distillée.
  2. Répartissez au hasard 28 souris mâles en trois groupes : souris (n = 8), MCAO (n = 10) et MCAO récurrente (n = 10). Mettre les animaux en quarantaine pendant 2 semaines (−j14) ; effectuer l’acclimatation, la pesée et le regroupement à −j7 ; administrer le MCAO à d0 ; effectuer des tests comportementaux à J0, J2, J14 et J16 ; et effectuer une chirurgie MCAO récurrente à j14.

2. Première administration chirurgicale de MCAO

  1. Stériliser tous les instruments chirurgicaux par autoclavage, peser chaque souris, administrer du carprofène par voie orale à 5 mg/kg 1 h avant l’incision initiale et induire une anesthésie avec 3 % d’isoflurane dans un gaz mélangé à l’oxygène.
  2. Surveiller la fréquence respiratoire (100-120 respirations/min, BPM) et évaluer la profondeur de l’anesthésie en vérifiant la paupière et le réflexe de déglutition. Placez le sujet sur une plaque chauffante électronique pour maintenir la température corporelle à 37 °C.
  3. Rasez le dos et le cou près de la tête et retirez la fourrure et les débris des souris à l’aide d’un aspirateur. Appliquez une pommade ophtalmique, frottez la peau et désinfectez par des procédures aseptiques pour la chirurgie de survie des rongeurs.
  4. À l’aide de ciseaux et d’une pince cutanée, faites l’incision initiale de 0,5 cm entre les oreilles afin d’exposer le côté gauche de la ligne de fusion centrale et l’arrière du bregma sur le crâne. Retirez les tissus mous sur le dessus du crâne à l’aide d’une pince.
  5. Centrez l’adaptateur Laser Doppler dans le cerveau de la souris et fixez-le avec de la colle à tissu à une position de 3 mm latérale vers la gauche et de 2 mm caudale par rapport à la bregma, en veillant à ce que le bord de l’adaptateur soit pré-ajusté pour s’adapter à la base du crâne, puis fixez le capuchon Laser Doppler avec un adhésif pour permettre une surveillance continue du flux sanguin.
    REMARQUE : Dans cette étape, fixez solidement le capuchon Laser Doppler au niveau du bregma à l’aide de colle tissulaire, en le positionnant à l’intersection des sutures coronaires et sagittales sur la ligne médiane supérieure de la calvaire pour assurer une surveillance stable du flux sanguin cérébral.
  6. Lorsque vous êtes sûr de la zone sectionnée, prélevez la colle à tissu à l’aide de la micropipette et appliquez la colle autour de la base de l’adaptateur.
  7. Préparez du ciment dentaire et appliquez une quantité suffisante pour entourer le capuchon Doppler afin d’assurer sa stabilité tout au long de la procédure.
  8. Faites pivoter l’animal en position couchée et faites une incision cutanée de 1 cm de l’entrée thoracique vers le menton le long de la ligne médiane du cou.
  9. Poursuivez avec une dissection contondante pour séparer le ventre postérieur des muscles digastrique, sterno-hyroïde et sterno-mastoïdien, suivie de l’utilisation d’écarteurs pour éloigner doucement les muscles afin d’exposer les artères carotides communes (ACC), externes (ECA) et internes (ICA), et placez une section de soie 6-0 autour de l’ACC.
    REMARQUE : Dans cette étape, les glandes salivaires doivent être tournées vers le haut pour faciliter l’isolement de la bifurcation de l’ACC et de l’ECA. L’ICA est situé au-dessus de l’ACC. La dissection émoussée avec une pince cutanée est utilisée pour prévenir la rupture vasculaire et isoler les tissus mous et les nerfs environnants.
  10. Localisez une petite branche (artère thyroïde supérieure, STA) dépassant de l’ECA. Utilisez le cautériseur bipolaire pour brûler cette petite branche. Procéder à la coupe à travers le récipient brûlé ; cela isolera davantage la Cour.
    REMARQUE : STA est généralement la première branche de l’ECA émergeant sous le niveau de la grande corne de l’os hyoïde. Pour éviter les blessures, utilisez un cautériseur bipolaire pour brûler la branche du vaisseau afin d’obtenir l’hémostase.
  11. Placez deux sections de suture en soie 6-0 autour de l’ECA. Faites un nœud permanent sur la face distale de l’ECA et un nœud lâche sur le site de bifurcation.
  12. Placez la sonde à aiguille laser Doppler dans l’adaptateur de sonde situé sur le crâne. Assurez-vous que le logiciel d’acquisition affiche une valeur de lecture du débit sanguin cérébral (CBF). Enregistrez la lecture de référence.
    REMARQUE : La mesure normalisée du CBF obtenue par Doppler laser a été présentée sous forme d’unités de perfusion (PU), les valeurs de base étant généralement calibrées dans la plage de 350 à 450. Si des valeurs réduites de l’unité de perfusion (PU) sont observées, ajustez la position de l’adaptateur de sonde laser Doppler dans la souris pour assurer une mesure précise (voir étape 2.5).
  13. Clampez l’ICA à l’aide de la pince pour vaisseaux microvasculaires et utilisez la section de soie 6-0 autour de l’ACC pour faire un nœud coulant afin de ligaturer temporairement l’ACC.
    REMARQUE : Dans cette étape, une réduction de CBF est détectée sur le moniteur Laser Doppler.
  14. Préparez le monofilament de nylon recouvert de caoutchouc de silicone. Marquez le filament à l’aide du Sharpie argenté à 9-10 mm de l’extrémité de la tête en silicone et utilisez des ciseaux microchirurgicaux pour faire une petite incision entre la suture serrée et la suture lâche sur l’ECA.
    REMARQUE : Le sang résiduel dans le site d’incision doit être nettoyé et rincé avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pour préserver l’intégrité vasculaire.
  15. Insérez soigneusement le filament (tête en silicone) dans l’ECA par la petite incision.
    REMARQUE : Cette étape d’insertion de filament est omise chez les animaux factices.
  16. Lorsqu’environ la moitié de la tête en silicone a été insérée, resserrez légèrement la suture lâche autour de l’artère et du filament, et retirez la pince de l’ICA.
  17. Coupez l’ECA sous le premier nœud serré, tournez soigneusement le récipient ECA et le filament vers le bas (dans le sens inverse des aiguilles d’une montre) de sorte que la tête en silicone pointe vers le haut, et poussez la pointe du filament vers le haut vers l’ICA.
    REMARQUE : Cette étape est essentielle et doit être effectuée lentement dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour minimiser les perturbations vasculaires et réduire le risque d’enchevêtrement ou de rupture.
  18. Une fois que toute la partie en silicone est dans le vaisseau sanguin, serrez légèrement la suture de maintien, desserrez le nœud coulissant sur le CCA et continuez à enfoncer le filament, en utilisant le marquage argenté sur le filament pour guider la position.
  19. Surveillez en permanence le logiciel Laser Doppler et, lorsque la résistance empêche la progression du filament sous une force appropriée alors qu’une forte baisse du CBF est observée, terminez l’insertion dans l’artère cérébrale moyenne distale.
    REMARQUE : La réduction du CBF à moins de 30 % de l’état préischémique est une procédure standard connue sous le nom de méthode15 de Longa.
  20. Maintenez le filament à l’intérieur du MCA pendant 40 minutes pour induire une lésion ischémique cérébrale.
  21. Retirez le filament après la période ischémique désignée de 40 minutes pour rétablir le CBF, appliquez de la colle tissulaire pour obtenir l’hémostase, enregistrez la mesure correspondante du CBF restauré, détachez tous les écarteurs et retirez l’adaptateur monté sur le crâne.
  22. Fermez l’incision cutanée près du vaisseau à l’aide d’un clip pour plaie, maintenez une surveillance continue de la température corporelle à 37 °C et évaluez la fréquence respiratoire. Après avoir confirmé une pression artérielle stable et une respiration entre 160 et 200 BPM, arrêtez l’anesthésie et laissez la récupération.

3. Deuxième administration du MCAO

  1. Retirez les clips de la plaie 14 jours après la chirurgie MCAO initiale, puis répétez les étapes 2.1 à 2.9 pour préparer le crâne, sécuriser le placement de la sonde laser Doppler et exposer le CCA.
  2. Isolez l’ACC des tissus environnants et placez trois segments de suture en soie 6-0 autour de l’ACC.
  3. Placez la sonde laser Doppler dans l’adaptateur et enregistrez la ligne de base CBF.
  4. Faites un nœud coulant sur le côté distal de l’ACC, un nœud permanent sur l’extrémité proximale et un nœud lâche entre les deux.
  5. Préparez le nylon recouvert de caoutchouc de silicone du filament d’occlusion pour l’administration de MCAO conformément à l’étape 2.14 décrite.
  6. Faites une petite incision sur le CCA près du permanent et insérez le filament dans le CCA.
    REMARQUE : Le sang résiduel dans le site d’incision doit également être nettoyé et rincé avec du PBS pour préserver l’intégrité vasculaire. C’est très important.
  7. Serrez légèrement le nœud lâche et relâchez le nœud coulant. Avancez le filament dans l’ICA jusqu’à ce que le filament soit soumis à une force appropriée et qu’une réduction marquée du CBF soit détectée.
    REMARQUE : La réduction de la FCB à moins de 30 % de l’état préischémique est également considérée comme une procédure standard.
  8. Maintenir le filament en position pendant 40 minutes pour induire une lésion ischémique, comme spécifié à l’étape 2.20.
  9. Une fois l’intervalle ischémique désigné terminé, retirer le filament et fermer l’incision cutanée en suivant les procédures décrites aux étapes 2.21 et 2.22 de l’intervention chirurgicale initiale MCAO.

4. Soins post-opératoires

  1. Administrer une solution saline normale chaude par voie sous-cutanée à raison de 10 mL·kg-1·day-1 deux fois par jour pendant 3 jours consécutifs pour prévenir la déshydratation après une chirurgie MCAO. Appliquez une solution de povidone iodée à 10 % sur le site chirurgical et administrez de l’amoxicilline (10 mg/kg) pour prévenir l’infection. Administrer du carprofène (5 mg/kg) par voie orale pendant 3 jours pour atténuer le stress postopératoire et faciliter la récupération sous surveillance vétérinaire après la première et la deuxième procédure MCAO.
  2. Effectuer des évaluations quotidiennes de l’état de santé des souris. Notez les changements d’apparence, ainsi que la consommation de nourriture et d’eau au cours de la première et de la deuxième procédure.

5. Évaluation de l’activité locomotrice animale et des lésions neurobiologiques

  1. Évaluez l’activité locomotrice en évaluant la trajectoire du mouvement, la distance et la vitesse. Positionnez les souris dans des boîtes de test (10 x 20 x 15 cm) et configurez-les dans des conditions de faible luminosité.
  2. Acclimatez la souris à l’environnement d’essai pendant une période de stabilisation de 30 minutes, suivie d’une évaluation formelle de 10 minutes. Enregistrez et analysez tous les paramètres, y compris la distance parcourue (cm), la vitesse (cm/s), la durée du mouvement (s), la durée totale dans la zone (s), la latence de la première occurrence (s) et les degrés de cap (temps) pour déterminer l’activité locomotrice.
  3. Évaluer les lésions neurobiologiques à l’aide d’un système de notation de la fonction motrice modifié (0-6 points)16 et en se référant aux scores mNSS (dans une partie de l’évaluation de la fonction motrice, 6 points)17.
  4. Définissez les niveaux de blessure comme suit : score 0 pour l’absence de déficit neurologique, score 1 pour la flexion du membre antérieur affectant le poignet ou l’épaule, score 2 pour la flexion du membre antérieur accompagnée d’une résistance réduite à la poussée latérale, score 3 pour le cercle unidirectionnel vers le côté déficitaire, score 4 pour la rotation longitudinale vers le côté déficitaire, score 5 pour la rotation longitudinale accompagnée d’une activité convulsive, et un score de 6 pour la perte totale de mouvement.

6. Protocole de coloration à l’hématoxyline et à l’éosine

  1. Fixez le MCAO et le tissu cérébral récurrent du MCAO dans un tampon de formaldéhyde à 10 %, et disséquez l’échantillon en quatre parties égales à l’aide d’un slicer de cerveau de souris coronaire de 1 mm. Traitez la troisième partie antérieure pour une évaluation pathologique.
  2. Effectuer la réhydratation d’échantillons enrobés de paraffine : xylène pendant 10 min, éthanol à 95 % pendant 10 min, éthanol à 75 % pendant 10 min, éthanol à 50 % pendant 10 min, eau distillée (ddH2O) pendant 10 min et PBS pendant 10 min.
  3. Teindre les échantillons : coloration à l’hématoxyline pendant 45 s et rinçage à la ddH2O tiède à 30 °C pendant 1 min ; coloration à l’éosine pendant 30 s et à froid ddH2O pendant 45 s.
  4. Déshydrater et sécher les échantillons dans 75 %, 95 %, 100 % éthanol et xylène pendant 45 s chacun, puis sécher à l’air libre pendant 60 s.
  5. Montez les lames et rangez-les dans une chambre sombre.
  6. Évaluer la gravité des lésions selon un critère établi sur une échelle de cinq points : 1 = minime (<1 %) ; 2 = légère (1-25 %) ; 3 = modérée (26-50 %) ; 4 = modérée à sévère (51 à 75 %) ; 5 = sévère (76-100 %). Effectuer un examen pathologique du tissu cérébral sous l’insu d’un pathologiste vétérinaire.

7. Protocole de transfert Western

  1. Homogénéiser les tissus cérébraux des souris MCAO et récurrentes dans un tampon RIPA complété par un inhibiteur de la protéase et de la phosphatase (fluorure de sodium 30 mM, orthovanadate de sodium 30 mM et pyrophosphate de sodium 30 mM).
  2. Centrifuger les lysats à 10 000 x g et recueillir le surnageant. Quantifiez la concentration en protéines surnageantes à l’aide d’un test d’acide bicinchoninique (BCA).
  3. 18 : Chargez 20 μg de protéines totales dénaturées, préparées par ébullition dans de l’eau bouillante à 100 °C, dans des gels de dodécylsulfate-polyacrylamide de sodium à 8-12 % (SDS-PAGE).
  4. Transvaser à 100 V pendant 90 min pour séparer les protéines sur les membranes PVDF dans la chambre froide et bloquer les membranes avec 3 % d’albumine sérique bovine pendant 60 min.
  5. Incuber pendant la nuit à 4 °C avec le facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α, dilutions 1:1000), la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase (GAPDH, dilutions 1:2 000) et le facteur 1 alpha induit par l’hypoxie (HIF-1α, dilutions 1:1 000). Incuber des membranes avec des anticorps secondaires appropriés pendant 1 h.
  6. Détectez l’expression des protéines à l’aide d’un kit de substrat de chimiluminescence (ECL) amélioré et visualisez-le avec un système de photo-imagerie numérique.

8. Analyse statistique

  1. Présentez les données sous forme de moyenne ± d’erreur type de la moyenne (SEM) et effectuez une analyse statistique à l’aide de l’analyse de variance à un facteur (ANOVA), suivie du test post hoc de Tukey pour déterminer les différences entre plusieurs groupes. Interpréter les résultats comme statistiquement significatifs lorsque p < 0,05.

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Résultats

Évaluation de l’activité locomotrice et des lésions neuronales chez les souris MCAO primaires et récurrentes
Dans les premières procédures MCAO, un monofilament de nylon recouvert de caoutchouc de silicone a été inséré de l’ECA, de l’ICA au MCA pendant 40 min. Le débit sanguin cérébral (CBF) a pu être détecté comme chutant de manière notable (chutes <30 % de la ligne de base) par l’équipement Laser Doppler, lorsque le filament restait dans la zone MCA. Dans cette proc...

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Discussion

L’AVC reste la deuxième cause de mortalité et d’invalidité dans le monde, avec un risque élevé d’AVC récurrent. Actuellement, malgré les progrès dans le développement de la technologie et des stratégies médicales, la prévention de l’AVC et sa récurrence restent insuffisantes pour être améliorées. Au cours des dernières décennies, divers modèles d’étude de l’AVC ont été largement utilisés dans la recherche sur les lésions et les mécanismes de l’AVC ischémique. Parmi elles, la méthode chir...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu techniquement par les équipes du National Laboratory Animal Center et soutenu financièrement par des subventions de la Fondation nationale de l’hôpital universitaire de Taïwan, Taïwan (112-S0074), de l’Hôpital universitaire médical de Chine, Taïwan (CMU113-S-06) et du Conseil national des sciences et de la technologie, Taipei, Taïwan (112-2314-B-002-219).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Suture en soie 6-0   ;Shin-Teh Inc. AVERTISSEMENT.ST1N-ST6
Trancheur de cerveau de souris coronale de 1 mmThermo Fisher Scientific Inc., États-UnisV11335
Tondeuse à poils d’animauxPLUS URBAIN. Inc. TWMB033
Découpeuse cérébrale coronale de sourisInstrument Zivic. Inc USA  ;BSMAS001-1
Système photo-image numériqueAzure Biosystem, Inc., Dublin, CA, États-UnisAzure -300
Cautériseur bipolaire électroniqueIndiamartAARON 940
Plaque chauffante électroniqueReptizooAHM23
Pommade oculaireLodi Veterinary Care. NOUS17033-21-38
Détecteur Doppler laserInstruments de la Lande UK & NBSP ;moorVMS-LDF1-HP
Adaptateur de sonde Doppler laserThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Détecteur d’activité locomotrice   ;Orchid scientific Inc.Tous les logiciels de suivi labyrinthe.
(Système de tous les labyrinthes)Orchid scientific Inc.Trackezi. Voir 7.39
Pince microvasculaireShin-Teh Inc. AVERTISSEMENT.ST-M104
Ciseaux microchirurgicaux pour vaisseauxShin-Teh Inc. AVERTISSEMENT.ST-V108
Moniteur de fréquence respiratoireSDR scientific Ltd. USSAR-830/AP
Nylon monofilament recouvert de silicone en caoutchoucFisher scientifiqueNC1773962
Pinces cutanéesShin-Teh Inc. AVERTISSEMENT.ST-H212
Ciseaux de peauShin-Teh Inc. AVERTISSEMENT.ST-S014PK
Coton-tige stérileVainqueur : Médecine401 003
Système de transfertSystème semi-sec. Laboratoire Bio-rad, États-Unis)1703940
Chimiques
10 % povidone&ndash ; Solution d’iodeYoshida Pharmaceutical Co., Ltd JAPPVP&ndash ; I  ; 10%
Solution à 75 % d’éthanol   ;Sigma-Aldrich. ÉTATS-UNIS111727
AmoxicillineSigma-Aldrich, États-Unis & nbsp ;A5955
Albumine sérique bovineSigma-Aldrich, États-Unis.A2153
CarprofènePlexx Inc. Royaume-UniMD150-2
Anticorps GAPDHSanta Cruz Biotechnology, CA, États-UnisSC-32233
H& Solution EBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Anticorps alpha du facteur 1 inductible par hypoxieTechnologie de signalisation cellulaire, MA, États-Unis#36169
Isoflurane (anesthésique)Sciences de la vieR510-22-10
Solution physiologique normale stérileNova-Tech Inc. USA1760RX
Facteur de nécrose tumorale alphaTechnologie de signalisation cellulaire, MA, États-Unis#3707

Références

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Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

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