Établissement et évaluation d’un modèle mouton d’un défaut ostéochondral à pleine épaisseur

Résumé

Nous présentons ici un protocole intégré pour générer des lésions ostéochondrales contrôlées dans les genoux de mouton afin d’établir un modèle expérimental adapté aux études de régénération des tissus osseux et cartilagineux. Le protocole décrit une méthode pour induire un défaut ostéochondral d’épaisseur complète dans le condyle fémoral, en utilisant des techniques minimisant les impacts sur le bien-être animal et la variabilité des résultats.

Résumé

Le vieillissement, les traumatismes, la prédisposition génétique et le mode de vie influencent la dégradation du cartilage du corps humain. Une fois blessé, des insultes continues résultant des activités quotidiennes peuvent déclencher des pathologies telles que l’arthrose, principale cause de handicap et de perte socioéconomique dans le monde. L’objectif principal de tous les chirurgiens orthopédistes traitant les lésions du cartilage articulaire a été de réduire anatomiquement l’étendue de la lésion, de réparer la surface du cartilage et de rétablir la stabilité articulaire. Les modèles animaux sont essentiels au développement de médicaments thérapeutiques, mais les modèles actuels pour les défauts du cartilage sont insatisfaisants. Les lésions ostéochondrales chez les moutons constituent un modèle précieux pour tester de nouvelles thérapies et biomatériaux pouvant aider à la récupération du cartilage et de l’os dans les articulations humaines. Cette étude a établi un protocole efficace pour induire des défauts ostéochondraux aigus chez les grands animaux. Une lésion standardisée a été créée dans les deux condyles fémoraux médians. Un genou a été assigné au hasard pour recevoir un traitement à la gélatine-méthacryloyle, tandis que le genou controlatéral servait de témoin. Six mois après l’intervention, la zone du condyle fémoral a été retirée, les articulations du genou disséquées ont été décalcifiées, incrustées dans la paraffine et coupées en sections, qui ont été colorées à l’hématoxyline et à l’éosine. Des scores ont été utilisés pour évaluer la lésion. Cette méthodologie permet une observation macroscopique immédiate après l’induction de la blessure. De plus, ce modèle reproduit efficacement les défauts cliniques du cartilage, offrant un modèle précieux pour étudier leur pathologie et développer des approches thérapeutiques innovantes.

Introduction

Le cartilage est essentiel pour préserver la compétence mécanique du système squelettique en fournissant une surface sans friction entre les os dans les articulations diarthrodiales, empêchant ainsi l’érosion de la surface^{articulaire 1}. La capacité du cartilage à accomplir ces fonctions mécaniques exigeantes dépend fortement de la composition et de l’organisation uniques de sa matrice extracellulaire — en particulier de sa teneur exceptionnellement élevée en eau. L’eau joue un rôle crucial dans la structure et la fonction du cartilage articulaire, représentant environ 70 à 80 % de sa composition. L’eau est l’élément principal responsable de la charge lors de la compression. La capacité du tissu à résister aux forces de compression dépend de la façon dont l’eau est structurée et restreinte dans la matrice. Cette organisation est possible grâce à l’interaction de l’eau avec les principales macromolécules du cartilage, telles que le collagène et les protéoglycans, en particulier les agrégats liés à l’acide^{hyaluronique 1}. Celles-ci agissent comme des structures de confinement qui ordonnent et limitent le mouvement de l’eau. Cette interaction confère au tissu non seulement une raideur, mais aussi une résilience et la capacité de récupérer après la déformation. L’interaction entre l’eau libre, l’eau liée et la matrice macromoléculaire constitue le cœur du comportement biomécanique^{du cartilage 2}.

Malgré sa capacité remarquable à supporter et répartir les charges physiques et mécaniques atteignant les articulations, une fois blessé, le cartilage articulaire (CA) présente un potentiel limité de réparation spontanée en raison d’une faible activité mitotique des chondrocytes et d’une faible vascularisation^{tissulaire 2}. Les lésions articulaires sont généralement associées à la perte progressive de molécules et protéines de la matrice extracellulaire (ECM), qui constituent 95 % du tissu et confèrent des caractéristiques biomécaniques à l’AC³. Un déséquilibre entre la synthèse et la dégradation des composants de la MEC, évoluant vers des processus cataboliques, peut entraîner l’arthrose (OA), la maladie dégénérative articulaire la plus répandue dans le monde. L’arthrose touche environ 10 à 12 % de la population adulte, provoquant de la douleur, limitant la mobilité et réduisant considérablement l’autonomie des^{patients 4}. L’arthrose est plus répandue chez les populations vieillissantes en raison des insultes cumulées sur l’articulation au cours de la vie ; Cependant, divers facteurs de risque ont été associés à l’apparition de la condition clinique, tels que le sexe, la prédisposition génétique, l’obésité et les habitudes^{quotidiennes 4}. Jusqu’à présent, les approches thérapeutiques pour traiter l’arthrose consistaient en la gestion clinique des symptômes et le remplacement total des articulations dans les cas les^{plus graves 5}. Sans une stratégie thérapeutique robuste, reproductible et fiable pour traiter efficacement l’arthrose, des approches innovantes pour comprendre et traiter les problèmes liés aux lésions du cartilage articulaire sont étudiées.

Pour réparer, régénérer et améliorer le mouvement articulaire des articulations arthritiques, les progrès en médecine régénérative ont émergé comme un nouvel espoir pour restaurer les AC ^6,7 endommagés. L’utilisation de chondrocytes autologues combinée à l’implantation de la ME et à l’injection intra-articulaire de cellules souches représente l’état actuel de l’art dans ce^{domaine 8,9,10}. Le principal défi de ces approches est d’assurer une différenciation appropriée et une synthèse fonctionnelle de la ME par les cellules implantées. Les chondrocytes autologues ont tendance à former du fibrocartilage ou à évoluer vers un état hypertrophique, créant de nouveaux tissus dysfonctionnels qui ne reproduisent pas les caractéristiques physiologiques de la CC, conduisant à une récupération incomplète et souvent à une détérioration^{tardive 11}. Les biomatériaux peuvent être utilisés pour guider le comportement cellulaire lors de la régénération tissulaire, fournissant un échafaudage temporaire permettant aux cellules d’adhérer et de synthétiser une nouvelle matrice extracellulaire naturelle et^{fonctionnelle} 12,13,14. Le biomatériau idéal pour l’ingénierie du cartilage doit assurer une forte intégration avec les tissus environnants, en particulier l’os sous-chondral, car la défaillance à cette interface compromet la réparation à long terme. Cependant, une faible liaison entre le cartilage et les couches osseuses des échafaudages ostéochondraux et une mauvaise intégration avec le tissu hôte restent des défis^{majeurs 15}. Bien que les échafaudages tentent d’imiter l’architecture ostéochondrale native, reproduire la microstructure complexe de l’interface reste difficile. Cela renforce l’importance de la recherche et du développement d’échafaudages dotés de propriétés biologiques capables de soutenir simultanément la régénération du cartilage et des os tout en maintenant la stabilité de l’interface¹⁶. La gélatine, dérivée du collagène — un composant clé du tissu cartilagineux — possède des propriétés telles que des motifs de liaison cellulaire et une biodégradabilité, ce qui suggère son potentiel comme biomatériau de soutien lorsqu’elle est combinée à des facteurs régénérateurs pour le traitement des lésions ostéochondrales. Lorsqu’il est chimiquement modifié avec de l’anhydride méthacrylique pour former de la gélatine méthacryloyle (GelMA), il devient réticulable par photo-réticulation, permettant l’injection et la photopolymérisation in situ, ce qui améliore la stabilité mécanique pour des applications en médecine^{régénérative 17}.

Les lésions ostéochondrales ont une capacité régénérative limitée, ce qui représente un défi clinique. Les études précliniques utilisant des modèles animaux de grande taille de lésions articulaires du genou sont essentielles pour la recherche translationnelle car elles permettent une évaluation systématique des variables affectant les mécanismes de la maladie et les résultats thérapeutiques. Les espèces couramment utilisées incluent les porcs, les chèvres, les chiens, les chevaux et les moutons, chacune présentant des avantages et des limites spécifiques qui doivent être pris en compte dans la conception expérimentale. De plus, toutes ces espèces présentent une réparation endogène limitée des défauts chondrales et ostéochondrals, comme observé chez^{l’humain 18}. Pour garantir que ces modèles prédisent les résultats humains, ils doivent reproduire des paramètres pertinents tels que l’anatomie, la physiologie et les propriétés^{biomécaniques 18}. À titre de comparaison, l’épaisseur du cartilage articulaire humain dans les condyles fémoraux varie de 1,8 à 2^{mm 19}, et le diamètre des lésions cartilagineuses nécessitant généralement un traitement est de 10 mm ou^{plus 20}.

Le modèle porcine offre des avantages pour les études de régénération cartilage et ostéochondrale, car la taille des articulations, l’épaisseur du cartilage et les besoins en charge ressemblent étroitement à ceux observés chez^{l’humain 18}. Certaines races de cochons miniatures, comme le petit cochon de Göttingen, sont faciles à manipuler et atteignent la maturité squelettique entre 18 et 22 mois de²¹ ans. L’épaisseur de leur cartilage varie de 1 à 2 mm, et des défauts de 6 à 8 mm peuvent être créés^{à 18}. Les caractéristiques osseuses, notamment l’épaisseur du trabéculaire, le taux d’apposition osseuse et l’organisation des fibres de collagène, sont comparables à celles de l’humain^. Cependant, le modèle porcin présente aussi des limites : même chez les races miniatures, l’articulation du genou (stifle) est plus petite que chez l’humain, limitant la création de grands défauts expérimentaux. De plus, la plupart des études utilisent des animaux squelettiquement immatures en raison des coûts d’entretien associés, qui peuvent surestimer le potentiel de réparation²³.

Les chèvres présentent une anatomie articulaire, une biomécanique et une épaisseur de cartilage similaires à celles des^humains. Ils ne nécessitent pas d’installations spécialisées, sont faciles à manipuler et sont relativement peu coûteux²⁵. L’épaisseur du cartilage de chèvre varie de 0,8 à 2,0 mm, et la taille de défaut critique la plus signalée est de 6^{mm 26}. Cependant, il existe une variation significative de l’épaisseur du cartilage selon les races, tailles et sexes, ce qui peut entraîner des résultats^{incohérents 27}. Le ratio cartilage/os sous-chondral ainsi que la structure osseuse trabéculaire sont également comparables à ceux de^{l’humain 28}. La maturité squelettique se produit relativement tard, entre 24 et 36 mois de²⁹ ans. D’un point de vue biomécanique, le genou de chèvre subit des pressions articulaires et des charges cycliques similaires à celles des^humains, bien que la flexion du genou lors de la marche soit plus importante (50°-70° chez les chèvres contre <30° chez l’humain), ce qui entraîne des zones de contact^{distinctes 30}. Cette différence, combinée à des pressions de pic plus élevées, peut contribuer à une réparation du cartilage moins^{efficace 30}.

Parmi les grands modèles animaux, les chiens se distinguent par leur capacité à tolérer les programmes de rééducation, l’immobilisation articulaire et l’entraînement à la marche sur tapis roulant, à la natation et aux exercices contrôlés de charge¹⁸. L’épaisseur du cartilage articulaire varie de 0,9 à 1,3 mm, et la taille critique du défaut est d’environ 4 mm, limitant la comparaison directe avec le modèle^{humain 25}. La maturité squelettique se situe entre 8,5 et 13,7 mois de³¹ ans. Anatomiquement, le genou canin diffère du genou humain, et les variations de biomécanique, de schémas de charge et de maturité selon les races compliquent l’extrapolation des^{résultats 32}. Malgré ces différences anatomiques et la petite taille des défauts, le modèle canin reste précieux pour des études telles que des protocoles de rééducation ou des pathologies spontanées du cartilage similaires à celles chez l’humain. Cependant, son usage expérimental est limité par des considérations^{éthiques 29}.

Le modèle équin est le plus grand modèle animal disponible pour la recherche sur la réparation du cartilage et développe naturellement des lésions condrales liées à l’âge ou aux traumatismes ainsi qu’à l’arthrose, similaires à celles chez^{l’humain 33}. Les chevaux présentent des caractéristiques anatomiques et biomécaniques comparables à celles des humains, telles qu’une articulation du genou dressée, une grande taille articulaire, une épaisseur du cartilage entre 2 et 3 mm plus proche du cartilage humain — extension complète du genou lors de la marche, et une densité minérale^{osseuse comparable de 34}. La maturité squelettique se situe entre 24 et 48 mois, et les tailles des défauts couramment étudiés varient de 6 à 20 mm^32,33. Les limitations incluent la forte charge verticale sur l’articulation de la strophe équine lors de la locomotion, qui expose les implants à des forces plus importantes que chez l’humain et entrave la guérison à long^{terme 35}. De plus, les coûts d’acquisition et de maintenance sont élevés, et des installations spécialisées sont^{requises 36}.

Les moutons sont largement utilisés comme modèle dans les études de réparation du cartilage en raison de leur disponibilité, de leur tempérament docile, de leur bonne tolérance à la chirurgie articulaire et de leur facilité de^{manipulation.} La maturité squelettique chez les moutons est généralement atteinte vers 2 à 3 ans vers^{l’âge de 25} ans. De plus, le genou ovine présente des similitudes anatomiques et biomécaniques avec l’articulation humaine^{du genou 38}. L’épaisseur du cartilage dans le condyle fémoral médian varie de 0,7 à 1,7 mm, et la densité minérale osseuse ainsi que les pressions de contact sont également comparables, bien que la fraction de volume osseuse soit plus élevée chez le^{mouton 39}. En raison de la réduction de l’épaisseur du cartilage, les défauts induits s’étendent souvent jusqu’à l’os sous-chondral, ce qui rend ce modèle plus adapté aux études sur les défauts^{ostéochondrales 32}. Des lésions de 6 à 8 mm de diamètre se forment généralement dans des endroits tels que les condyles fémoraux et le trochlée³². De plus, le modèle ovine offre des avantages pour les études bilatérales, permettant de comparer les sites traités et témoins au sein d’un même animal, réduisant ainsi la variabilité liée à l’hôte, améliorant la cohérence et la reproductibilité, et minimisant le nombre d’animaux^{requis à 40}. Chaque modèle présente différents degrés de similarité avec la physiologie humaine et la biomécanique. Par conséquent, la sélection du modèle doit équilibrer la pertinence biologique, la faisabilité pratique et les considérations éthiques. Dans la présente étude, des moutons nulipares âgés de 12 mois, évalués pendant la période saisonnière de l’anestestre, ont été incluses.

Cette étude visait à concevoir un protocole efficace pour générer des défauts ostéochondraux aigus chez les grands animaux. Le protocole consiste à créer une lésion ostéochondrale d’épaisseur complète afin d’établir un modèle adapté aux études en médecine régénérative. De plus, l’application de l’hydrogel GelMA est explorée comme guide pour la guérison des tissus et comme méthode prospective pour délivrer des molécules et des cellules régénératrices. Le protocole décrit la procédure chirurgicale pour créer des lésions ostéochondrales dans le cartilage articulaire du genou du mouton. Il est adaptable à diverses applications en ingénierie tissulaire, y compris l’induction de blessures similaires dans d’autres modèles animaux de grande taille pour la médecine régénérative.

Protocole

L’étude a reçu l’approbation du Comité d’éthique en recherche et a été certifiée par un certificat de présentation éthique numéroté 6092250823/2023. Dans la présente étude, neuf moutons blancs du Suffolk âgés de 12 mois ont été sélectionnés. Le défaut a été créé dans les deux condyles fémoraux médians de chaque animal. Des défauts vides étaient utilisés comme contrôles. Chaque animal a reçu un genou randomisé pour un traitement avec GelMA et l’autre en témoin. Cette stratégie nous a permis d’évaluer la capacité régénérative naturelle et de réduire l’impact des variations individuelles, telles que les facteurs génétiques et la maturité squelettique. Les animaux ont été suivis pendant 6 mois pour évaluer la formation du cartilage hyaline.

1. Procédure anesthésique

1. Privez les animaux de nourriture et d’eau pendant environ 24 heures avant l’intervention chirurgicale.
2. Prémédicamentez les animaux avec de la mépéridine intramusculaire 4 mg/kg combinée à du midazolam 0,3 mg/kg.
3. Remplissez le vaporisateur anesthésique un jour avant utilisation, la pièce vide, et portez des gants protecteurs pour minimiser le risque d’exposition professionnelle.
4. Vérifiez le circuit anesthésique pour détecter des fuites avant chaque intervention, et effectuez toutes les manipulations dans un espace bien ventilé, en suivant les directives institutionnelles de biosécurité.
5. Après 15 minutes, canulez les animaux avec un cathéter de 18 g et administrez la solution lactée de Ringer à un rythme de 10 mL^∙kg-1∙^h-1.
6. Administrez une anesthésie intraveineuse à 1 % de propofol à une dose de 4 mg/kg.
7. Intubez les animaux avec un tube endotrachéal menotté de 7,5 à 8,0 mm et maintenez-les sous ventilation spontanée à l’aide d’un système respiratoire circulaire semi-fermé qui délivre de l’oxygène à un FiO₂ de 1,0 et un débit de 50 mL/kg.
8. Utilisez la technique d’anesthésie intraveineuse partielle (PIVA), maintenez le propofol en perfusion continue à 0,1 mg∙^{kg-1 min-1}, et ajustez uniquement la concentration d’isoflurane pour obtenir un plan chirurgical d’anesthésie adéquat. Surveillez la profondeur de l’anesthésie tout au long de la procédure.
9. Effectuer des blocs périneuraux des nerfs fémoral et sciatique, guidés par un neurolocalisateur. Administrez 0,2 mL/kg de lidocaïne à 2 % pour chaque blocus.
   REMARQUE : L’opération ne doit commencer qu’une fois que l’animal est confirmé sous anesthésie chirurgicale (aucune réponse à une pincement ferme des sabots et aucun tonus de la mâchoire).

2. Intervention chirurgicale in vivo

1. Désinfectez le genou rasé à l’aide d’un gluconate de chlorhexidine antiseptique topique et placez l’animal en position décubitus dorsale dans la salle d’opération.
2. Localisez la cavité articulaire en touchant le genou de l’animal pour déterminer le site précis de l’incision. Réaliser une incision cutanée double courbe (commençant distalement par rapport à l’épicondyle latéral du fémur et se terminant médialement au niveau de la tubérosité tibiale).
3. Identifiez le tendon rotulien, la rotule, le ligament rotulien et la partie médiale de la capsule articulaire. Incisez la capsule pour exposer le condyle fémoral médian. Hyperflexionnez le genou pour visualiser la région la plus distale du cartilage articulaire du condyle.
4. Réaliser une incision chirurgicale d’environ 3 à 5 cm dans la région du condyle de l’animal. Retirez les couches tissulaires sous la peau pour accéder au condyle et gardez la zone de l’incision propre pour éviter toute contamination.
5. Collectez le liquide synovial à l’aide d’une seringue et d’une aiguille. Transférez une partie de l’échantillon dans un tube EDTA pour analyse et utilisez le reste du matériau pour préparer des lames de frottement.
6. Positionnez les écarteurs pour exposer complètement la surface condylaire. Plus le condyle est exposé, plus il sera facile d’induire une blessure à l’étape suivante.
   REMARQUE : À ce moment-là, soyez attentif à la patte de l’animal. La flexion ou l’extension du genou peut aider à exposer le condyle.
7. Percer un défaut de 8 mm de diamètre et 5 mm de profondeur au centre du condyle fémoral médial à l’aide d’une foreuse orthopédique équipée d’une mèche tréphine de 8 mm, en assurant un alignement correct pour éviter des dimensions ou formes inattendues, et maintenir un angle de 0° par rapport à la région la plus distale du cartilage articulaire.
   REMARQUE : Effectuer la trépanation à la vitesse la plus basse possible, en actionnant doucement le contrôle de la foreuse et en utilisant seulement assez de rotation pour couper le cartilage et l’os sous-chondral, tout en effectuant également un refroidissement local avec 0,9 % de NaCl à température ambiante, même à basse vitesse.
8. Effectuer l’extraction chirurgicale du bouchon ostéochondral à l’aide du marteau orthopédique et de l’ostéotome.
9. Nettoyez l’extension de la plaie avec une gaze stérile, en veillant à ce que l’intérieur de la lésion soit exempt de sang et de débris tissulaires.
10. Appliquez 200 μL de la formulation liquide GelMA à 20 % (p/v), contenant 0,25 % (p/v) de lithium phényl-2,4,6-triméthylbenzoylphosphinate (LAP), à l’intérieur de la blessure jusqu’à ce qu’elle atteigne la surface.
11. Photocroisez l’hydrogel GelMA sous une LED de 395-405 nm (puissance totale de 9 W) positionnée à environ 5 cm de l’échantillon pendant 180 s. Dans ces conditions, l’irradiance estimée à la surface est de ~10 mW/cm², ce qui donne une énergie d’exposition totale d’environ 1,8 J/cm².
    REMARQUE : Utilisez des lunettes de protection lorsque vous utilisez la lumière ultraviolette.
12. Retirez soigneusement les écarteurs.
13. Fermez la lésion par des sutures indépendantes dans les différentes couches tissulaires pour empêcher la formation du sérome. Le nombre de points de suture nécessaires dépendra de l’étendue de l’incision chirurgicale.
14. Appliquez un pansement stérile sur les points de suture pour prévenir les infections.

3. Soins postopératoires

1. Surveillez les animaux pendant la récupération anesthésique, y compris les signes vitaux tels que la fréquence cardiaque (70-90 battements/minute), la fréquence respiratoire (12-20 respirations/min), la température corporelle (39 °C à 40,5 °C) et les muqueuses normales avec un temps de remplissage capillaire de 1 à 2 s. Palpez régulièrement les artères faciale et fémorale pour vérifier si le pouls est facilement perceptible.
   REMARQUE : La récupération anesthésique doit avoir lieu dans un environnement calme, propre, chaud et rembourré, avec un éclairage minimal et un faible niveau sonore.
2. Effectuer des pansements chirurgicaux avec de la pénicilline topique (pénicilline benzathine G : 1 250 000 UI ; pénicilline procaïne G : 1 250 000 UI ; sulfate de dihydrostreptomycine : 1,25 g ; urée : 2,50 g), une fois par jour pendant 10 jours.
3. Assurez-vous que les animaux restent en position quadrupède immédiatement après leur réveil de l’anesthésie, mettez du poids sur le membre opéré et ne montrent aucun signe d’inconfort.
4. L’analgésie postopératoire comprenait du méloxicam (0,4 mg/kg toutes les 24 heures) et du tramadol (2 mg/kg toutes les 12 heures) pendant 5 jours. Une dose supplémentaire de tramadol pour sauvetage a été administrée lorsque des expressions faciales liées à la douleur ont été identifiées à l’aide de l’échelle Sheep^{Grimace 41}, un outil validé basé sur des unités d’action faciales spécifiques (y compris le raffermissement orbital, la réponse de Flehmen, la position de l’oreille et la position de la tête) pour évaluer la douleur et la détresse postopératoires chez les moutons.

4. Analyse histologique

1. Six mois après l’opération, pratiquez l’euthanasie. Pour obtenir une sédation profonde avant l’administration de l’agent d’euthanasie, il faut prémédiquer les animaux par voie intraveineuse avec de la kétamine (10 mg/kg) et de la xylazine (1 mg/kg), en utilisant des doses intentionnellement supérieures à celles généralement recommandées pour les procédures cliniques afin d’assurer un début rapide de sédation profonde, comme le confirment les protocoles d’euthanasie acceptés. Ensuite, administrez du propofol pour induire un coma anesthésique. Ensuite, administrez du chlorure de potassium à 2 mEq/kg IV jusqu’à ce qu’un arrêt respiratoire et cardiovasculaire survienne et que tous les réflexes protecteurs soient absents.
2. Sectionner l’épiphyse distale du fémur pour retirer la zone des condyles. Fixez les articulations du genou disséquées avec du formalin tampon neutre à 10 % et décalcifiez en EDTA (acide éthylédidiaminetétraacétique) à 5 % à 34 °C, en changeant la solution d’EDTA tous les 3 jours.
3. Enfoncez le matériau dans de la paraffine et découpez en sections de 4 μm. Retirez la paraffine des lames en les faisant tremper dans du xylène à 65 °C pendant 3 x 5 minutes. Hydratez avec 10 à 20 immersions dans l’éthanol (99 %, 95 %, 70 %), suivies d’eau déionisée pendant 5^{minutes 42} minutes.
4. Pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E), colorez les sections avec de l’hématoxyline Harris et contre-colorez avec de l’éosine, scannez à un grossissement de 20× à l’aide d’un microscope automatisé à lames, puis analysez à l’aide du logiciel lié.
5. Évaluer la lésion selon^{l’initiative} d’histopathologie 43 de l’Osteoarthritis Research Society International (OARSI) : un score de 0 indique un cartilage normal ; un score de 1 reflète une fibrillation superficielle sans perte de cartilage ; un score de 2 correspond à des fentes verticales atteignant la couche immédiatement sous la zone superficielle, accompagnées d’une perte partielle de la lame de surface ; un score de 3 indique des fentes verticales ou une érosion qui s’étendent dans le cartilage calcifié et affectent moins de 25 % de la surface articulaire ; Les scores de 4, 5 et 6 représentent des fentes verticales ou érosions qui atteignent respectivement le cartilage calcifié et impliquent respectivement 25-50 %, 50-75 % et plus de 75 % de la surface articulaire.
   REMARQUE : Pour cette étude, les lésions présentant des fentes verticales ou érosions s’étendant dans le cartilage calcifié et impliquant plus de 25 % de la surface articulaire ont reçu un score de 4.

Résultats

Induction d’un défaut ostéochondral

Cette étude visait à développer un protocole efficace pour induire des défauts ostéochondrales aigus chez les grands animaux. Les blessures ont été créées mécaniquement lors d’une intervention chirurgicale, aboutissant à une lésion mesurant environ 8 mm de diamètre et 5 mm de profondeur (Figure 1). Compte tenu des scores établis par l’International Cartilage Regeneration & Joint...

Discussion

Pour surmonter les défis de la thérapie du cartilage, tels que l’insuffisance de la différenciation chondrogénique et la maturation de la CLE, les études non cliniques restent essentielles pour évaluer les stratégies thérapeutiques. Des méthodes pour des modèles non cliniques de tissu cartilagineux lésé ont déjà été rapportées en utilisant diverses techniques⁴⁵. Cependant, la littérature manque encore de rapports détaillés ni de procédures standardisées pour indui...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Fil de suture poliglecaprone 25, n° 2-0	Ethicon		Le fil de suture pour la fermeture générale des tissus mous était utilisé pour suturer la capsule articulaire et les tissus cellulaires sous-cutanés.
Anticorps anti-&bêta ;-Tubuline	Invitrogen	PA516863	Anticorps contre la &bêta ;-tubuline, deux sous-unités (&alpha ;/&bêta ;) qui composent les microtubules du cytosquelette
Dispositif d’anesthésie	HB hospitalier		Équipement d’anesthésie inhalatoire
Axio Scan Z1	Zeiss, Munich, Allemagne		Microscope
Pénicilline benzathine G	Ourofino		Antibiotiques
Cathéter 18 G  ;	Solidor		Cathéter intraveineux
Céphalexine	Virbac		Thérapie antimicrobienne
Solution aqueuse de chlorhexidine digluconate	RIOQUÍ ; MICA		Antiseptique utilisé pour les antisepties cutanées
Tube endotrachéal menotté 7,5 & ndash ; 8,0 mm	Solidor		Tube endotrachéal menotté
DAPI	Sigma	D9542	Colorant fluorescent
Eagle Medium modifié de Dulbecco	Gibco	12100-046	Milieu de culture cellulaire
Sulfate de dihydrostreptomycine	Ourofino		Antibiotiques
Tube EDTA	Becton Dickinson	362788	Tube de collecte
Éosine	Neon	1795	Un colorant utilisé pour visualiser la morphologie cellulaire, la coloration & nbsp ; cytoplasme.
Acide éthylédiaminétique tétraacétique	Sigma	E5134	Favorise la déminéralisation progressive du tissu osseux
Sérum fœtal bovin	Gibco	12657-029	Complément pour culture cellulaire avec des facteurs de croissance
Formol	Sigma-Aldrich	47608	Préservation de la morphologie tissulaire
GelMA lyophilisée	TissueLabs	GLMA-LYO-1	Hydrogel réticulable
Hématoxyline de Harris & nbsp ;	Laborclin	620503	Un colorant utilisé pour visualiser la morphologie cellulaire, colorant les noyaux.
Isoflurano	Crist & aacute ; Lia		Entretien anesthésique
Kétamine 10 %	VETNIL		Procédure d’euthanasie
Solution de Ringer lactée	Fresenius Kabi		Thérapie des fluides
L-Glutamine 200 mM	Gibco	25030-081	Acides aminés essentiels pour la culture cellulaire
Chlorhydrate de lidocaïne   ;	Crist & aacute ; Lia		Anesthésie locale
Kit de viabilité VIVANT/MORT / citotoxité	Invitrogen	L3224	Kit de test fluorescent pour évaluer la viabilité cellulaire
Méloxicam	Ouro fino		Anti-inflammatoires et analgésiques pour la période postopératoire
Chlorhydrate de midazolam	Crist & aacute ; Lia		Médicaments préanesthésiques
Fil de suture en mononylon, n° 3-0	Ethicon		Suture utilisée pour la fermeture de la peau
NaCl 0,9 %	Cristalia		Solution saline
Neurolocalisateur	Neurolocalizador DL 250 DeltaLife		Anesthésie locale guidée par un neurolocalisateur et un électrostimulateur nerveux périphérique.
Exercice orthopédique	Perceuse orthopédique mini canulée (délicate) - Mandrin chromé - Marque Makita		Utilisé pour les chirurgies orthopédiques.
Marteau orthopédique   ;	Edlo	Hammer Neufield (10-3155)	Caractéristiques générales : 20 cm de long et 560 grains de poids ; matériau : acier inoxydable de haute qualité ; Utilisation : Indiquée pour les interventions de traumatologie et d’orthopédie nécessitant un impact contrôlé. Certifications : les produits bénéficient de certifications qualité telles que ISO (Organisation internationale de normalisation) : 13485:2016, conformes à la conformité européenne et aux bonnes pratiques de fabrication.
Ostéotôme de Lambotte	Edlo	Ostétotome de Lambotte (10-0749)	L’ostéotôme de Lambotte (6 mm x 17 cm / 6 3/4") est un instrument chirurgical de haute précision principalement utilisé dans les chirurgies orthopédiques et les neurochirurgies impliquant la manipulation osseuse. Doté d’une pointe large de 6 mm, il est idéal pour les coupures délicates, le remodelage et l’ablation du cartilage compact et de l’os sous-chondral.
Pénicilline Streptomycine	Gibco	15140-122	Antibiotique à large spectre largement utilisé en culture cellulaire
Hydrochlorure de péthidine   ;	Crist & aacute ; Lia		Médicaments préanesthésiques
Chlorure de potassium 19,1 %	Samtec		Procédure d’euthanasie
Procaïne, pénicilline G	Ourofino		Antibiotiques
Propofol	Crist & aacute ; Lia		Induction et maintien anesthésique
Lactate de Ringer	Crist & aacute ; Lia		Thérapie des fluides
Système respiratoire circulaire semi-fermé   ;	HB hospitalier		Circuit respiratoire pour l’anesthésie
Pansement stérile en crêpe	Cremer		Bandage stérile en crêpe, utilisé pour couvrir les extrémités distales des membres opérés.
Stimuplex D, 22 Ga. x 2 in. (50 mm) Aiguille isolée avec ensemble d’extension, 30 degrés ; Biseau (STIMD2250/30)	BBRAUN		Anesthésie locale périneurale
Chlorhydrate de tramadol	Crist & aacute ; Lia		Analgésie postopératoire
Trephine Drill	Perceuse à tréphine en os, diamètre en mm et ndash ; modèle : contra-angle, marque : surgical WF		Perceuse tréphine de collecte d’os 8,0 mm ; produite en acier chirurgical ; utilisé lors des greffes osseuses ; sert à retirer le bloc osseux pour une analyse histologique ou une autogreffe.
Xylazine 10 %	VETNIL		Procédure d’euthanasie