Article de méthode

Etude comparative sur la teneur en polysaccharides et l’activité antioxydante d’Hippophae rhamnoides subsp. sinensis et d’Hippophae gyantsensis

DOI :

10.3791/68855

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15 août 2025

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1State Key Laboratory of Southwestern Chinese Medicine Resources, School of Pharmacy, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2School of Ethnic Medicine, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a comparé les teneurs en polysaccharides d’Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi et d’Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian obtenues par extraction à l’eau chaude et quantifiées par colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique. Nous avons également étudié les activités antioxydantes in vitro des polysaccharides de ces deux espèces d’Hippophae par le biais d’expériences de piégeage des radicaux libres 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cet article fait état d’une étude comparative bien conçue et approfondie sur les rendements, le contenu et les activités antioxydantes en polysaccharides de deux espèces d’Hippophae de grande valeur pour la recherche, à savoir, Hippophae rhamnoides subsp. sinensis Rousi et Hippophae gyantsensis (Rousi) Y. S. Lian. Les polysaccharides totaux de H. rhamnoides subsp. sinensis et H. gyantsensis ont été obtenus par extraction à l’eau chaude. Les rendements ont été comparés et les teneurs en polysaccharides ont été déterminées avec précision par colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique et comparées. Pendant ce temps, l’activité antioxydante des polysaccharides a été évaluée par le piégeage des radicaux libres 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH). Les résultats ont montré que le rendement en polysaccharides (pourcentage d’extrait brut par rapport à la matière première) de H. rhamnoides subsp. sinensis (1,18 % ± 0,02 %) était significativement inférieur à celui de H. gyantsensis (3,12 % ± 0,06 %) (P < 0,01). La teneur en polysaccharides (définis comme des polysaccharides purs dans l’extrait) de H. rhamnoides subsp. sinensis (352,97±1,07 mg/g) était significativement plus élevée que celle de H. gyantsensis (300,21 ± 1,49 mg/g) (P < 0,01). La concentration semi-inhibitrice de l’activité de piégeage des radicaux libres DPPH des polysaccharides de H. rhamnoides subsp. sinensis (0,026 ± 0,004 mg/mL) était légèrement inférieure à celle des polysaccharides de H. gyantsensis (0,021 ± 0,004 mg/mL). Cependant, aucune différence significative n’a été observée entre les deux espèces d’Hippophae (P > 0,05). Cette expérience a permis de clarifier les différences de rendement, de teneur et d’activité antioxydante en polysaccharides entre H. rhamnoides subsp. sinensis et H. gyantsensis. Ce travail peut fournir une base scientifique pour l’évaluation de la qualité de l’argousier et le développement ultérieur de composants actifs polysaccharidiques.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’argousier est le fruit mûr et séché des plantes de la famille des Elaeagnaceae. C’est une matière médicinale et comestible couramment utilisée en Chine, ainsi qu’une source importante de compléments alimentaires et de produits de soins de santé en Inde, en Russie, en Finlande et dans d’autres pays européens en raison de ses propriétés de revigorer la rate pour faciliter la digestion, soulager la toux et expulser les mucosités, favoriser la circulation sanguine et dissiper la stase sanguine1. L’argousier contient un riche éventail de composants bioactifs, tels que des flavonoïdes, des composés phénoliques, des polysaccharides, des glycosides et des acides organiques, et a une longue histoire d’application dans la médecine traditionnelle chinoise 2,3. Généralement, les flavonoïdes sont considérés comme les composés bioactifs les plus importants de l’argousier. Cependant, il a été récemment reconnu que les polysaccharides possèdent également d’excellentes activités physiologiques et pharmacologiques et ont donc attiré l’attention des chercheurs scientifiques. Il a été démontré que les polysaccharides d’argousier ont des activités dans la régulation du système immunitaire, la protection du foie et la régulation des troubles du métabolisme des lipides et du microbiote intestinal, ainsi que des effets antioxydants, anti-inflammatoires, antitumoraux et hypoglycémiants 4,5,6. Ils peuvent agir comme des antioxydants naturels, permettant ainsi le développement de nouveaux aliments fonctionnels et de produits pharmaceutiques. Pendant ce temps, les polysaccharides d’argousier sont également susceptibles de se décomposer par l’acide gastrique, ce qui est bénéfique pour l’absorption et l’utilisation des nutriments dans le corps humain 7,8.

L’extraction à l’eau chaude (HWE), l’extraction assistée par micro-ondes et l’extraction assistée par ultrasons sont les méthodes couramment utilisées pour l’extraction des polysaccharides d’argousier9. Les structures des polysaccharides obtenues par différentes méthodes d’extraction varient10en termes de composition en monosaccharides, de poids moléculaire (Mw), de degré de ramification, de teneur en acide uronique, de types de liaison glycosidique et de conformation en trihélice11,12. En général, les solutions de polysaccharides à haute teneur en Mw possèdent une viscosité élevée et une faible solubilité, ce qui peut affecter leurs activités biologiques et leurs applications13. HWE est la technique la plus couramment utilisée pour l’extraction des polysaccharides en laboratoire et dans l’industrie en raison de son avantage de simplicité14,15. De plus, c’est l’une des méthodes d’extraction les plus couramment utilisées pour les polysaccharides d’argousier9. Par conséquent, dans cette étude, les polysaccharides ont été extraits par HWE. Les principales méthodes de détermination de la teneur en polysaccharides comprennent les méthodes de l’acide phénol-sulfurique et de l’acide anthrone-sulfurique 16,17,18,19. La méthode de l’acide phénol-sulfurique est largement appliquée en raison de sa procédure de détection simple, de sa bonne stabilité et de sa haute sensibilité20. Wen et al. ont déterminé la teneur en polysaccharides extraits de l’argousier par la méthode de l’acide phénol-sulfurique21. Par conséquent, dans cette expérience, la teneur en polysaccharides a été déterminée à l’aide de la méthode de l’acide phénol-sulfurique. La profondeur de la solution de composé orange formée après la réaction de l’acide phénol-sulfurique est proportionnelle à la teneur en polysaccharides et peut être déterminée à une longueur d’onde de 490 nm22.

Les polysaccharides naturels présentent des activités antioxydantes remarquables in vivo et in vitro. Les polysaccharides de framboise peuvent atténuer le stress oxydatif dans les modèles de régime riche en graisses en régulant le microbiote intestinal23. Les polysaccharides sont les principaux composants actifs de Pueraria lobata et présentent diverses activités biologiques, y compris l’antioxydant24. Dou et al. ont découvert que les polysaccharides de mûre ont des fonctions physiologiques, telles que l’antioxydant25. L’activité antioxydante des polysaccharides est généralement évaluée sur la base de leur capacité à piéger divers radicaux libres, y compris les radicaux anioniques 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH), hydroxyle et superoxyde, ainsi que leur capacité de piégeage des cations radicaux ABTS26. L’analyse DPPH est largement utilisée car elle mesure la capacité des antioxydants à réduire les radicaux DPPH violets en molécules stables jaune pâle par transfert d’atomes d’hydrogène27. Les radicaux violets DPPH restants sont quantifiés à l’aide d’un spectrophotomètre ultraviolet (UV)-visible (Vis) à environ 515-520 nm pour déterminer l’activité antioxydante28,29.

Des études antérieures ont examiné le contenu et l’activité antioxydante des polysaccharides d’argousier21. Cependant, la grande majorité de ces études se sont limitées à Hippophae rhamnoides subsp. sinensis. C’est l’espèce d’Hippophae la plus fréquemment utilisée et la plus largement répandue en Chine et elle est officiellement enregistrée dans la pharmacopée chinoise. Les études sur Hipphophae gyantsensis, une espèce endémique de Xizang, en Chine, qui est fréquemment utilisée dans la médecine tibétaine et documentée dans le Catalogue provincial du Sichuan des matériaux médicinaux tibétains, ont rarement été rapportées. De plus, aucune recherche n’a comparé le contenu et les activités antioxydantes des polysaccharides de différentes espèces d’Hippophae , à savoir H. rhamnoides subsp. sinensis et H. gyantsensis. Par conséquent, cette étude compare d’abord les teneurs en polysaccharides de H. rhamnoides subsp. sinensis et de H. gyantsensis extraits par HWE et quantifiés par colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique. Les activités antioxydantes des polysaccharides de ces deux espèces d’Hippophae ont été étudiées plus en détail par des tests de piégeage des radicaux libres DPPH. La présente étude devrait fournir des données scientifiques pour l’évaluation de la qualité et le développement ultérieur des composants polysaccharidiques actifs des deux espèces d’Hippophae ci-dessus.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Echantillons et matériaux

  1. Collectez des échantillons d’argousier de différents hippophes du plateau de Qinghai-Xizang.
    REMARQUE : Les échantillons ont été identifiés par le professeur agrégé Yue Liu de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu. Des spécimens de référence ont été déposés à l’École de médecine ethnique de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu. Les renseignements sur l’échantillonnage sont présentés dans le tableau 1. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.
  2. Sécher les échantillons dans un four à 40 °C pendant 72 h.
  3. Broyez 20 g de chaque échantillon d’argousier en poudre et passez-le dans un tamis n° 3. Traitez chaque échantillon avec trois répétitions parallèles. Continuez à écraser les échantillons qui ne sont pas passés au tamis, puis tamisez-les jusqu’à ce qu’ils aient tous été tamisés.
  4. Conservez les échantillons à −20 °C pour les études de suivi.

2. Extraction des polysaccharides d’argousier

REMARQUE : Cette étude a adopté la méthode d’extraction précédemment établie pour l’argousier avec quelques modifications pour obtenir des polysaccharides30.

  1. Pesez 5,0 g de poudre d’échantillon d’argousier et placez-le dans une fiole à fond rond de 250 ml. Ajoutez 50 ml d’éthanol anhydre à la poudre et faites-la tremper à température ambiante (RT ; 25 °C) pendant 24 h pour éliminer les composants lipophiles. Traitez chaque échantillon avec trois répétitions parallèles.
  2. Filtrez la poudre de l’échantillon, qui a été trempée pendant la nuit, à l’aide d’un entonnoir Buchner, puis jetez le filtrat pour obtenir le résidu de filtre. Lavez les résidus de filtre trois fois avec 50 mL d’eau déminéralisée et séchez-les à un poids constant à 40 °C.
  3. Transvaser les résidus de filtre dégraissés dans une fiole à fond rond séchée de 250 ml, ajouter 150 ml d’eau déminéralisée dans un rapport solide/liquide de 1:30 (g/mL) et effectuer l’extraction par reflux dans un bain-marie à 80 °C deux fois pendant 2 h à chaque fois. Séparez le filtrat pour obtenir la solution brute de polysaccharide d’argousier.
  4. Concentrer l’extrait à l’aide d’un évaporateur rotatif à 50 °C pendant 1,5 h. Conservez la solution concentrée au réfrigérateur à 4 °C pour une utilisation ultérieure.
  5. Ajouter le réactif Sevage (CHCl3 :C4H9OH = 4:1, v :v) à la solution de polysaccharide brut à un rapport de volume de 1:4 entre le réactif de Sevage et la solution de polysaccharide brut. Mélangez avec un agitateur magnétique à une vitesse de 1050 tr/min pendant 20 min.
  6. Transférez le liquide dans un tube à centrifuger de 50 ml et centrifugez-le à 4000 × g pendant 15 min, puis récupérez le surnageant. Répétez l’opération ci-dessus trois fois jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de précipité floculant blanc à l’interface entre les deux phases.
  7. Concentrez l’extrait de polysaccharide d’argousier après élimination des protéines. Ajouter de l’éthanol anhydre dans un rapport de volume de 1:3 pour une précipitation d’éthanol anhydre et placer le mélange à 4 °C pendant la nuit.
  8. Retirez la couche supérieure d’éthanol anhydre, transférez le mélange dans un tube à centrifuger de 50 mL et centrifugez-le à 4000 × g pendant 15 min pour obtenir le précipité. Lyophiliser le précipité pour obtenir des polysaccharides totaux.
  9. Calculez les rendements totaux en polysaccharides à l’aide de l’équation (1) ci-dessous :
    figure-protocol-1
    REMARQUE : Dans l’équation (1), m représente le poids (g) des polysaccharides d’argousier, et M représente la masse (g) de l’échantillon d’argousier.

3. Détermination de la teneur en polysaccharides

  1. Préparation de la solution
    1. Préparation de la solution de réactif phénolique
      1. Pesez avec précision 3 g de phénol et transférez-le dans une fiole jaugée brune. Ajouter 50 mL d’eau déminéralisée pour dissoudre le phénol.
      2. Secouez bien le mélange jusqu’à ce qu’il soit homogène. Étiquetez le ballon et rangez-le pour une utilisation ultérieure.
    2. Préparation de la solution étalon de glucose
      1. Pesez avec précision 10 mg de glucose anhydre et transférez-le dans une fiole jaugée de 10 ml. Ajoutez de l’eau déminéralisée pour dissoudre le glucose et secouez bien le mélange.
      2. Diluez le mélange au volume désiré avec de l’eau désionisée pour obtenir une solution étalon de glucose.
    3. Préparation de la solution de l’échantillon d’essai.
      1. Peser avec précision 5 mg de polysaccharides d’argousier lyophilisés (ZG1-ZG5 et JZ1-JZ5) dans des fioles jaugées (n = 10). Ajouter de l’eau déminéralisée dans chaque fiole jusqu’à un volume final de 50 mL.
      2. Sonicez le mélange pendant 20 minutes jusqu’à ce que les polysaccharides soient complètement dissous. Traitez chaque échantillon avec trois répétitions parallèles.
  2. Construction de la courbe standard
    REMARQUE : Dans la méthode à l’acide phénol-sulfurique, les polysaccharides réagissent avec l’acide sulfurique concentré pour générer des dérivés de furfural, qui se condensent ensuite avec le phénol pour former un composé jaune orangé. La longueur d’onde d’absorption maximale de ce composé est d’environ 490 nm. Par conséquent, la longueur d’onde de détection de cette expérience a été fixée à 490 nm22.
    1. Diluer la solution étalon de glucose avec de l’eau désionisée à une concentration de 0,1 mg/mL. À l’aide d’une micropipette, transvasez soigneusement 200, 300, 400, 500, 600 et 700 μL de la solution étalon de glucose dans six tubes à essai propres et distincts. Ajouter de l’eau pure à un volume total de 1,0 mL, puis mélanger délicatement chaque solution pour assurer une dilution uniforme.
    2. Ajouter 1,0 mL de solution de phénol à 6 % et 5,0 mL d’acide sulfurique dans les tubes à essai mentionnés ci-dessus. Bien mélanger, laisser refroidir, puis laisser reposer à RT pendant 30 min.
      REMARQUE : Le phénol est un composé chimique toxique et l’acide sulfurique concentré est corrosif. Des gants doivent être portés lors de la préparation de solutions de phénol et d’acide sulfurique, et la procédure doit être effectuée à l’intérieur d’une hotte.
    3. Transférez les échantillons susmentionnés dans des cuvettes et utilisez de l’eau pure à blanc à la place de l’échantillon. Mesurez leur absorbance à 490 nm à l’aide d’un spectrophotomètre UV-Vis et de trois répétitions.
    4. Tracez la courbe standard avec les concentrations de glucose sur l’axe des x et les valeurs d’absorbance sur l’axe des y. Obtenez l’équation de régression et calculez le coefficient de corrélation (R²).
      REMARQUE : Le spectrophotomètre UV-Vis doit être préchauffé une demi-heure à l’avance. Lors de la mesure de l’absorbance dans cette étape, l’absorbance doit être comprise entre 0,2 et 0,8. Par conséquent, la concentration de l’échantillon doit être quantifiée.
  3. Etude méthodologique
    1. Test de précision :
      1. Prenez JZ2 et préparez la solution d’essai conformément à la méthode décrite à l’étape 3.1.3. Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique en suivant la méthode décrite à l’étape 3.2.2.
      2. Par la suite, déterminer l’absorbance conformément à la procédure décrite à l’étape 3.2.3. Répétez cette procédure six fois et calculez l’écart-type relatif (RSD).
    2. Test de stabilité :
      1. Préparez la solution d’échantillon JZ2 en suivant la méthode décrite à l’étape 3.1.3. À 0, 2, 4, 6, 8 et 10 h après la préparation de l’échantillon, effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique conformément à la méthode spécifiée à l’étape 3.2.2.
      2. Ensuite, déterminez l’absorbance en suivant la procédure décrite à l’étape 3.2.3 et calculez la DSR.
    3. Test de répétabilité :
      1. Préparez la solution d’échantillon JZ2 en suivant la méthode décrite à l’étape 3.1.3. Préparez six répétitions en parallèle. Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique conformément à la méthode spécifiée à l’étape 3.2.2.
      2. Ensuite, déterminez l’absorbance en suivant la procédure décrite à l’étape 3.2.3 et calculez la DSR.
    4. Test de récupération :
      1. Prenez JZ2 et préparez la solution d’essai conformément à la méthode décrite à l’étape 3.1.3. Préparez neuf répétitions en parallèle. Ajouter les solutions de référence équivalant à 80 %, 100 % et 120 % de la teneur totale en polysaccharides de l’échantillon et préparer trois échantillons parallèles.
      2. Effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique conformément à la méthode spécifiée à l’étape 3.2.2. Par la suite, déterminer l’absorbance en suivant la procédure décrite à l’étape 3.2.3 et calculer le taux de récupération à l’aide de l’équation (2).
        figure-protocol-2
        REMARQUE : Dans l’équation (2), A représente la quantité de glucose contenue dans la solution d’échantillon d’argousier, B représente la quantité de glucose ajoutée et C représente la valeur mesurée de la solution contenant du glucose et de la solution d’échantillon d’argousier.
  4. Détermination du contenu
    1. Préparer la solution d’échantillon comme décrit à l’étape 3.1.3 et effectuer la colorimétrie à l’acide phénol-sulfurique conformément à la méthode spécifiée à l’étape 3.2.2.
    2. Déterminer l’absorbance en suivant la procédure décrite à l’étape 3.2.3 et calculer la teneur en polysaccharides à l’aide de la méthode de la courbe standard. Effectuez ces opérations en parallèle trois fois pour chaque échantillon.

4. Activité de piégeage des radicaux DPPH31,32

  1. Peser avec précision 2,7 mg de DPPH dans une fiole jaugée vide de 50 ml. Le dissoudre dans 50 mL d’éthanol anhydre pour préparer une solution mère de DPPH à une concentration de 0,054 mg/mL et obtenir la solution de travail DPPH.
    REMARQUE : La solution DPPH doit être stockée dans l’obscurité.
  2. Peser avec précision 5 mg de vitamine C (Vc) dans une fiole jaugée vide de 10 mL et la dissoudre dans 10 mL d’eau déminéralisée pour préparer une solution de Vc à une concentration de 0,5 mg/mL. Diluer successivement pour préparer des solutions d’essai de Vc à des concentrations de 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 et 0,001953 mg/mL.
  3. Pesez avec précision 5 mg de chaque polysaccharide d’argousier (ZG1-ZG5 et JZ1-JZ5). Dissoudre chaque échantillon dans 10 mL d’eau déminéralisée pour préparer des solutions d’échantillon de polysaccharide d’argousier à une concentration de 0,5 mg/mL. Diluer successivement les solutions ci-dessus pour préparer des solutions d’essai de polysaccharidique d’argousier à des concentrations de 0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 et 0,001953 mg/mL.
  4. En utilisant la solution de DPPH comme substrat, préparer les groupes suivants dans une plaque à 96 puits : groupe témoin négatif A0 (150 μL d’eau et 50 μL de solution de DPPH), groupe d’échantillons A1 (150 μL d’échantillon ou de solution de Vc et 50 μL de solution de DPPH) et groupe de contrôle d’échantillon A2 (150 μL d’échantillon et 50 μL d’éthanol anhydre). Effectuez cette procédure en trois exemplaires.
  5. Laissez la réaction se poursuivre pendant 30 minutes dans l’obscurité. Ensuite, mesurez l’absorbance à 517 nm. Répétez l’expérience trois fois et calculez le taux de piégeage des radicaux libres DPPH à l’aide de l’équation (3).
    REMARQUE : L’absorbance de la solution de DPPH doit être maintenue à 0,7 ± 0,02. Des concentrations excessivement élevées et trop faibles peuvent entraîner des lectures d’absorbance inexactes, affectant ainsi les résultats expérimentaux finaux.
    figure-protocol-3
    Dans l’équation (3), A0 est l’absorbance de l’eau désionisée et de la solution de DPPH, A1 est l’absorbance de l’échantillon ou de la solution de Vc et de DPPH, et A2 est l’absorbance de l’échantillon et de l’éthanol anhydre.
  6. Calcul de la concentration demi-inhibitrice (Ic50)
    1. Générer un tableau de données visuellement organisé illustrant la corrélation entre les concentrations de composés d’essai de réaction (0,5, 0,125, 0,03125, 0,0078125 et 0,001953 mg/mL) et leurs valeurs de réaction en pourcentage correspondantes.
    2. Utilisez l’ajustement de courbe non linéaire (avec GraphPad Prism) pour déterminer l’IC50 et l’erreur standard.

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Résultats

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Rendement en polysaccharides bruts
Les polysaccharides ont été extraits par HWE. Le reflux du bain d’eau est illustré à la figure supplémentaire 1. La concentration de la solution d’extrait polysaccharidique est illustrée à la figure supplémentaire 2. L’effet de stratification de la centrifugation après déprotéination est présenté dans la figure supplémentaire 3. Les cinq lots de H. rhamnoides subsp. sinensis ont des rendements en po...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’argousier est une médecine traditionnelle tibétaine. Les polysaccharides sont des composants importants de l’argousier. De nombreuses études ont été menées sur la détermination de la teneur en polysaccharides et de l’activité antioxydante21. Cependant, seuls quelques-uns ont comparé les teneurs en polysaccharides et les activités antioxydantes de différentes espèces d’Hippophae , telles que les espèces médicinales H. rhamnoides subsp. sinen...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu financièrement par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n° 82374145), la Fondation des sciences naturelles de la province du Sichuan (n° 2025ZNSFSC0608) et la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n° U23A20520)

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Balance analytique (avec une précision de 0,0001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pékin) Co., Ltd.BSA224S-CW
Balance analytique (avec une précision de 0,00001 g)Sartorius Scientific Instruments (Pékin) Co., Ltd.CPA225D
Centrifugeuse de paillasse à basse vitesseShanghai Zigui Instrument Co., Ltd.TD4K-Z
DPPHShanghai Yuanye Bio-Technology Co., Ltd.CAS 1898-66-4
ÉthanolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.NCA 64-17-5
Tube EPHunan BKMAK Holding Co., Ltd.BS-20-M2 mL
LyophilisateurSociété LabconcoLABCONCO
Glucose anhydreChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.NCA 50-99-7Étalon de référence
Bloc-notes graphique  ; Prim 9.5.0  ;Logiciel GraphPadN/ADéterminez la valeur IC50 et la valeur P.
Four de séchage à circulation d’air chaudShanghai Yiheng Technology Instrument Co., Ltd.NB-DGG-9070A
Acide L-ascorbiqueBeijing Labgic Technology Co., Ltd.NCA 50-81-7médicament témoin positif
Lecteur de microplaquesShanghai Shanpu Biotechnology Co., Ltd.Lecture Max 1500
Plaque à 96 puitsBeijing Labgic Technology Co., Ltd.11512
OriginPro 2025Laboratoire d’origineN/ACréer un graphique linéaire du taux de liquidation
POINTES DE PIPETTEBeijing Labgic Technology Co., Ltd.BS-200-T200 &mu ; L
POINTES DE PIPETTEBeijing Labgic Technology Co., Ltd.T-1000-B1000 &mu ; L
PhénolChengdu Kelong Chemical Products Co., Ltd.NCA 108-95-2
Évaporateur rotatif  ; BUCHI Laboratory Equipment Trading (Shanghai) Ltd.Buchi R-100
Système d’eau pure de type réactif standardQingdao Flom Technology Co., Ltd.FBZ2001-up-p
Bain-marie thermostatique à affichage numériqueGuan’an Scientific Instruments (Zhejiang) Co., Ltd.WB100-6F
Spectrophotomètre UV-VisibleShanghai Mapada Instruments Co., Ltd.  ;V-1100D
Nettoyeur à ultrasonsSheng Zheng ChaoJie Industrial Co., Ltd.CJ-060SDNettoyeur à ultrasons 360 W 50 Hz

Références

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