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Évaluation de l’hyperémie réactive postocclusive dans la peau de la patte de rat à l’aide de l’imagerie par contraste de chatoiement laser

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DOI :

10.3791/68986

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3 octobre 2025

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1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole présente une méthode d’évaluation des paramètres de l’hyperémie réactive postocclusive dans la peau d’un rat anesthésié à l’aide de l’imagerie de contraste de chatoiement laser et de la mesure invasive de la pression artérielle.

Résumé

L’imagerie par contraste de chatoiement laser (LSCI) est une technique moderne et non invasive d’évaluation de la perfusion microvasculaire chez l’homme et les animaux de laboratoire. L’association de la LSCI avec une mesure invasive de la pression artérielle (PA) et d’un test d’occlusion vasculaire permet l’étude de l’hyperémie réactive post-occlusive (PORH), fournissant une évaluation de la réserve de débit sanguin microvasculaire et de la réactivité vasculaire. Cet article démontre la technique d’utilisation du LSCI pour enregistrer et visualiser la PORH dans la patte arrière d’un rat sous anesthésie générale. Un brassard pneumatique spécial est gonflé pour créer une occlusion vasculaire temporaire (180 s) au niveau du tibia. L’évaluation de l’hyperémie maximale et des indices cinétiques ultérieurs peut fournir des informations supplémentaires sur les mécanismes et la gravité du processus pathologique étudié (choc circulatoire, insuffisance cardiaque, hypertension, etc.) ou identifier des effets vasculaires d’un nouveau médicament qui ne sont pas apparents lors de l’évaluation de la perfusion au repos. La surveillance invasive de la PA permet de calculer la conductance vasculaire cutanée et de prendre en compte les changements de l’hémodynamique systémique, ce qui est particulièrement important dans les modèles expérimentaux de maladies critiques. L’utilisation de cette approche pour identifier un dysfonctionnement microvasculaire dans un modèle de choc hémorragique chez le rat sera également démontrée.

Introduction

Le dysfonctionnement microvasculaire est impliqué dans la pathogenèse de nombreuses maladies cardiovasculaires, endocriniennes et autres, compromettant la perfusion et l’oxygénation des tissus et perturbant les mécanismes de régulation vasomotrice de l’hémodynamique systémique (par exemple, dans l’hypertension)1. Les troubles de la microcirculation ont également une grande importance physiopathologique dans les mécanismes de dysfonctionnement des organes chez les patients gravement malades souffrant de traumatismes, de septicémie et de divers types de chocs (hémorragique, septique, cardiogénique, etc.)2. Aéroport

À l’heure actuelle, plusieurs méthodes laser sont utilisées dans les études cliniques et précliniques pour l’évaluation non invasive de la perfusion tissulaire et de la fonction microvasculaire : la débitmétrie laser Doppler (LDF), l’imagerie laser Doppler (LDI/LDPI) et l’imagerie par contraste laser Speckle (LSCI). Parmi eux, le LSCI est le plus prometteur pour l’évaluation non invasive de la perfusion cutanée en clinique. Elle présente des avantages évidents par rapport à LDF et LDI/LDPI, car la méthode est simple à mettre en pratique et offre une visualisation de l’ensemble de la zone d’investigation avec une résolution spatiale et temporelle élevée3. LSCI est une technique qui utilise la lumière laser pour créer des motifs de chatoiement, qui sont ensuite analysés pour visualiser la dynamique du flux sanguin. Des évaluations en temps réel et à haute résolution de la microcirculation sont fournies, ce qui est essentiel pour divers domaines de recherche, tels que les neurosciences4, la chirurgie abdominale5, la dermatologie6 et d’autres études de recherche vasculaire 7,8, tant dans des contextes cliniques qu’expérimentaux.

Une simple évaluation des valeurs de perfusion cutanée au repos est souvent peu informative pour identifier les troubles microvasculaires. Cela est dû à la fois aux caractéristiques fonctionnelles intrinsèques de la circulation cutanée (grande variabilité, dépendance à la température, au stress et à d’autres facteurs) et à la perfusion tissulaire « faussement normale » pendant la réponse compensatoire de l’organisme (par exemple, une augmentation du débit cardiaque dans les premiers stades du choc septique). L’utilisation supplémentaire de la charge fonctionnelle standard permet une meilleure évaluation de la microcirculation et l’identification d’un dysfonctionnement microvasculaire caché dans des conditions de repos1. Il est également connu que la LSCI est utile dans l’évaluation de la microcirculation cutanée sous des stimuli pharmacologiques9.

L’association de la LSCI avec un test d’occlusion vasculaire permet une évaluation non invasive du phénomène d’hyperémie réactive post-occlusive (PORH), qui reflète des paramètres fonctionnels importants de la microcirculation, en particulier la réserve de débit sanguin et la réactivité de la microvascularisation10. Cette approche est largement utilisée dans les études cliniques pour identifier les anomalies microcirculatoires fonctionnelles qui ne sont pas apparentes lors des mesures de perfusion de base11, mais l’évaluation de la PORH est rare dans les études précliniques chez l’animal12,13. Par rapport aux études cliniques, l’utilisation d’un test d’occlusion vasculaire dans une expérience in vivo offre au chercheur des opportunités supplémentaires pour évaluer les mécanismes du PORH, la pathogenèse des maladies graves et la pharmacodynamique des médicaments vasoactifs. Bien sûr, ces opportunités doivent être dans les limites des normes bioéthiques modernes pour le traitement humain des animaux.

Ce protocole présente une méthode d’évaluation des paramètres de la PORH dans la peau d’un rat anesthésié à l’aide de LSCI et d’une mesure invasive de la pression artérielle. Ce dernier implique un cathétérisme de l’artère carotide du rat et permet de mesurer la pression artérielle moyenne (MAP) et le pouls. De plus, des échantillons de sang artériel peuvent être prélevés pour des analyses de laboratoire (par exemple, analyse des gaz du sang artériel). Il convient de noter que ce protocole est principalement orienté vers une expérience aiguë qui n’implique pas de réveiller l’animal de l’anesthésie après la fin des procédures expérimentales (par exemple, la modélisation d’une maladie critique). La méthode que nous proposons pour évaluer la microcirculation chez le rat est relativement simple et sera particulièrement utile dans les études comparatives de physiologie vasculaire et de physiopathologie, y compris l’évaluation de la dysfonction endothéliale, ainsi que dans les essais précliniques de nouveaux médicaments vasoactifs.

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Protocole

Les procédures décrites ci-dessous ont été effectuées dans le cadre d’un protocole approuvé par le Comité d’éthique du Centre fédéral de recherche et clinique de médecine intensive et de réadaptation.

1. Préparation du ballonnet pneumatique pour l’occlusion vasculaire

  1. Utilisez un brassard pneumatique d’un système de mesure de la pression artérielle non invasive (PNI) pour rats afin de créer une occlusion vasculaire transitoire sur la patte arrière d’un rat.
  2. Connectez le brassard au manomètre anéroïde et à la pompe en caoutchouc d’un tonomètre mécanique conventionnel pour mesurer la pression artérielle chez l’homme. Utilisez trois segments de tube en plastique transparent de 3 mm (dont 1 m est inclus dans le système de PNI) et un connecteur en T de la taille appropriée (Figure 1).
  3. Vérifiez la fonctionnalité et l’étanchéité du système pneumatique assemblé avant de l’utiliser sur un animal. Confirmez que la pression du ballonnet est maintenue à 200-220 mmHg pendant plusieurs minutes lorsqu’il est gonflé.

2. Préparation du cathéter artériel, du poste de travail et des instruments chirurgicaux

  1. Traitez la zone de travail avec de l’alcool à 70 %. Couvrez la table d’opération avec un champ stérile. Stériliser au gaz les cathéters et les instruments (dans les procédures de survie et les expériences chroniques).
  2. Pour le cathétérisme de l’artère carotide, utilisez un cathéter PE-50 (OD 0,9 mm, ID 0,6 mm) de 12 cm de long avec une bague de verrouillage à 25 mm de l’extrémité. Pour prévenir la perforation artérielle, utilisez un cathéter à bords lisses.
  3. Fixez une aiguille émoussée de 22 g et une seringue de 2 ml remplie de solution saline héparinée (5 UI d’héparine/1 ml) à l’extrémité externe du cathéter. Rincer le cathéter avec une solution saline héparinée (0,1 à 0,2 ml) pour assurer la perméabilité et prévenir la formation de caillots.

3. Anesthésie et manipulation préopératoire

REMARQUE : Tous les agents anesthésiques peuvent déprimer la respiration et la circulation. Un dosage approprié en fonction de l’espèce animale, de la souche, de l’âge et de l’état de santé est essentiel pour éviter une surdose mortelle. Le personnel doit être formé à l’anesthésie animale et à la surveillance des signes vitaux. Les procédures doivent être approuvées par le comité institutionnel compétent pour le soin et l’utilisation des animaux (IACUC) ou un organisme d’éthique équivalent. Il faut faire preuve de prudence lors de la manipulation d’aiguilles, de scalpels et d’autres instruments tranchants. Utilisez toujours un récipient pour objets tranchants pour une élimination immédiate. Ne recapuchonnez jamais les aiguilles. Soyez conscient du risque de blessures par piqûre d’aiguille, qui peuvent transmettre des agents zoonotiques ou causer des traumatismes physiques.

  1. Anesthésier le rat par une injection intrapéritonéale (IP) d’un mélange de solution de tilétamine (10 mg/kg) + zolazépam (10 mg/kg) à 2 % dans une solution saline et de xylazine (5 mg/kg) solution à 0,5 % dans une solution saline. Assurez-vous que l’anesthésie est adéquate en vérifiant l’absence de réflexes (pincement de l’orteil).
  2. Rasez la fourrure des zones antérieures et postérieures du cou (y compris la région interscapulaire). Traitez la peau de ces zones avec un antiseptique cutané (70 % d’alcool). Placez l’animal en position couchée sur une table d’opération chauffée.
  3. Surveiller l’état de l’animal anesthésié en évaluant régulièrement la profondeur de l’anesthésie (mouvements spontanés, réponse à des stimuli douloureux), le schéma respiratoire (fréquence, profondeur, rythme, respiration sifflante), la couleur de la peau et des muqueuses. Utiliser des injections supplémentaires de tilétamine + zolazépam 10 mg/kg IP au besoin.
  4. Évitez l’hypothermie importante en maintenant la température rectale de l’animal à 36,5-37,0 °C à l’aide d’une table chauffante et de couvertures isolantes.

4. Cathétérisme de l’artère carotide gauche

  1. Faites une incision cutanée médiane de 2 cm sur la surface ventrale du cou. À l’aide d’un hémostat et d’une pince, disséquez longitudinalement les muscles et le fascia du cou pour exposer l’artère carotide gauche et isoler une section de 5 à 7 mm du vaisseau. Séparez soigneusement le nerf vague de l’artère carotide, en évitant de l’endommager.
  2. À l’aide d’une suture en soie 4-0, placez une attache lâche sur la partie caudale de l’artère et ligaturez l’extrémité crânienne du vaisseau. À l’aide des mâchoires d’une pince microchirurgicale placée sous l’artère, étirez doucement celle-ci afin d’éviter les saignements suite à l’incision.
  3. À l’aide d’un ciseau microchirurgical incliné à 45° crânien, faites une incision transversale sur l’artère entre les deux ligatures (à une profondeur ne dépassant pas la moitié du diamètre du vaisseau).
  4. Après avoir fait une petite incision dans l’artère, insérez le cathéter vers le cœur jusqu’à l’anneau de fixation à l’aide d’une pince. Tout en tenant le cathéter dans la lumière du vaisseau, serrez la ligature caudale et faites des nœuds supplémentaires au-dessus de l’anneau de fixation du cathéter.
  5. Vérifiez la perméabilité du cathéter en aspirant une petite quantité de sang dans une seringue et rincez à nouveau le cathéter. Clampez le cathéter à l’aide d’un porte-aiguille lisse à 2-3 cm de la bague de fixation. Retirez l’aiguille émoussée et la seringue du cathéter.
  6. Tournez soigneusement le rat en position couchée. Faites une incision cutanée médiane de 0,5 à 1,0 cm entre les omoplates à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Tunnelisez la pince hémostatique par voie sous-cutanée à travers l’incision dorsale vers l’incision ventrale. Saisissez l’extrémité externe du cathéter et, en le faisant passer soigneusement dans le tunnel sous-cutané, faites-le sortir dans la région interscapulaire.
  7. Insérez une aiguille émoussée à l’aide d’une seringue de 2 ml fixée à l’extrémité extérieure du cathéter.
  8. Fermez les plaies chirurgicales ventrales et dorsales à l’aide d’une aiguille atraumatique et d’une suture monofilament 4-0.

5. Mesure invasive de la pression artérielle

  1. Remplissez la sonde calibrée du système de mesure de la tension artérielle invasive avec une solution saline héparinée (5 UI d’héparine/1 mL).
  2. Placez l’animal en position ventrale. Débranchez la seringue de 2 ml de l’aiguille émoussée et connectez le cathéter à la sonde (Figure 2). Retirez la pince du cathéter et rincez la ligne de pression artérielle avec 0,1 à 0,2 mL de solution saline héparinisée.
  3. Utilisez un système d’acquisition de données pour mesurer et enregistrer la tension artérielle et la fréquence cardiaque. Une pulsation bien définie sur la forme d’onde de la pression artérielle (amplitude de 10-15 mm Hg et plus) indique la perméabilité et le positionnement correct du cathéter.
    REMARQUE : Pour mesurer avec précision la pression artérielle, le transducteur doit être positionné au niveau du cœur de l’animal. Si des bulles d’air apparaissent dans la ligne de mesure de la tension artérielle, retirez-les pour éviter l’embolie gazeuse des organes internes.
  4. Stabiliser l’animal anesthésié pendant 15 à 20 minutes avant de mesurer la pression artérielle moyenne (MAP) et d’autres variables physiologiques de base.
  5. Ouvrez l’application logicielle d’acquisition de données. Dans le menu Fichier , sélectionnez Nouveau.
  6. Assurez-vous que l’entrée physique correcte (par exemple, l’entrée 1) est sélectionnée. Cliquez sur la flèche du menu déroulant sur l’en-tête du canal correspondant (par exemple, Canal 1) et sélectionnez Paramètres du canal.
  7. Dans la boîte de dialogue, ajustez la plage de tension (±100 mV) pour prendre en charge le signal attendu. Réglez les unités d’affichage sur mmHg.
  8. Ajuster la fréquence d’échantillonnage : Cliquez sur le bouton Fréquence d’échantillonnage dans la barre d’outils. Pour une PA invasive, réglez la fréquence d’échantillonnage sur 200 Hz (200 échantillons/seconde). Si les objectifs de l’étude comprennent l’analyse de la morphologie des ondes de pouls, augmenter la fréquence d’échantillonnage à 1 kHz.
  9. Cliquez sur le bouton Démarrer pour commencer à enregistrer les données expérimentales.
  10. Une fois le segment de données souhaité capturé, cliquez sur le bouton Arrêter . Enregistrer le fichier de données via Fichier | Enregistrer sous... Donnez-lui un nom de fichier unique.

6. Mesure de la perfusion cutanée à l’aide du LSCI

  1. Essuyez la surface plantaire de la patte arrière du rat avec de la gaze imbibée d’eau pour nettoyer la peau.
    REMARQUE : N’utilisez pas d’alcool ou d’autres solutions qui peuvent provoquer une hyperémie de la peau.
  2. Placez le brassard pneumatique sur la patte arrière du rat au niveau du tibia et du muscle gastrocnémien.
    REMARQUE : Soyez prudent lorsque vous insérez les doigts et la cheville dans la lumière du brassard pour éviter d’endommager la membrane gonflable et de comprimer les tissus mous du genou.
  3. Placez la patte du rat sur un morceau de gaze et fixez également les orteils avec une bande de ruban adhésif pour minimiser les artefacts de mouvement (figure 2).
  4. Préparez le matériel et les logiciels d’acquisition de données pour enregistrer la perfusion cutanée à l’aide de la méthode LSCI.
    REMARQUE : Dans l’œuvre présentée, le matériel se compose d’une caméra monochrome proche infrarouge (NIR) à grande vitesse, d’un objectif de caméra, d’un polariseur linéaire NIR et d’une source laser avec l’ensemble des diffuseurs. Le logiciel se compose d’un outil d’enregistrement vidéo qui capture des images à une fréquence d’images spécifiée (90 images par seconde) et à un temps d’exposition (11 ms). Les dimensions réelles de la zone qui est le champ de vision de la caméra sont de 16 x 16 mm.
  5. Assurez-vous que la zone d’intérêt (tarse et métatarse) se trouve au point focal de l’objectif de la caméra.
  6. Ajustez la source laser de manière à ce que l’éclairage soit uniforme et non excessif sur toute la zone d’intérêt.
  7. Ajustez le polariseur linéaire de manière à ce que la réflexion spéculaire de l’objet mesuré soit minimisée.
  8. Assurez-vous que les paramètres d’un outil d’enregistrement vidéo sont correctement définis, puis cliquez sur le bouton Capturer pour enregistrer des images monochromes brutes pendant 30 s (enregistrement de base, peut être plus ou moins). Utilisez les images pour calculer les valeurs de perfusion Speckle (voir la formule (2) ci-dessous).
    REMARQUE : Dans cette étude, un dispositif expérimental spécialement développé a été utilisé, mais tout appareil disponible dans le commerce qui met en œuvre la méthode LSCI peut être utilisé pour effectuer des mesures conformément à ce protocole. Il est recommandé d’effectuer des mesures LSCI dans une pièce sombre afin de minimiser l’influence de l’éclairage extérieur sur les résultats obtenus.

7. Test d’occlusion vasculaire et évaluation PORH

  1. Fermez la soupape de décharge de la pompe en caoutchouc.
  2. Après avoir capturé la perfusion cutanée de base (au repos), gonflez rapidement le brassard pneumatique sur le membre de l’animal à une pression supérieure à la pression artérielle systolique de l’animal (généralement de 200 à 220 mmHg pour obstruer de manière fiable le flux sanguin artériel et veineux sans causer de blessure au membre).
  3. Continuer l’enregistrement du signal LSCI cutané pendant 180 s (30-300 s selon les objectifs de l’étude) pour confirmer l’occlusion vasculaire et déterminer par la suite le « zéro biologique » de la perfusion du chatoiement.
  4. Dégonflez rapidement le ballonnet après avoir atteint le temps d’occlusion cible et continuez à enregistrer le signal LSCI cutané pendant encore 180 secondes (peut être plus ou moins) pour enregistrer la dynamique PORH.
  5. Enregistrez la forme d’onde de pression artérielle invasive en même temps que l’évaluation de la perfusion cutanée avant, pendant et après l’occlusion vasculaire. Utilisez ces données pour calculer la PMA et la conductance vasculaire cutanée (voir ci-dessous).
  6. Obtenez les valeurs de perfusion Speckle à l’aide d’un algorithme écrit dans un environnement logiciel. La première étape consiste à transformer des images monochromes brutes en images à contraste chatoié. Calculez le contraste moyen du chatoiement à l’aide de la formule ( 1) :
    figure-protocol-1    (1)
    Où Intensité est l’intensité de chaque pixel à un moment donné.
    REMARQUE : Le nombre d’images sur lesquelles le contraste est calculé peut grandement influencer le résultat du traitement. Dans cette étude, un algorithme temporel LSCI qui fait la moyenne de plus de 90 images a été utilisé.
  7. Convertissez les valeurs de contraste Speckle en valeurs de Perfusion Speckle à l’aide de la formule (2) :
    figure-protocol-2  (2)
  8. Sélectionnez une région rectangulaire qui inclut la zone d’intérêt (tarse et métatarse) pour calculer la moyenne des valeurs de perfusion de moucheture (à l’intérieur de cette région rectangulaire). Utilisez l’évolution temporelle (graphique) de la perfusion de moucheture obtenue par une telle procédure pour le calcul ultérieur des paramètres étudiés.
  9. Sur la base des valeurs de perfusion cutanée mesurées, calculez les principaux paramètres PORH ( Figure 3).
  10. Calculer la conductance vasculaire cutanée (CVC) à l’aide de la formule (3) :
    figure-protocol-3   (3)
    où LSCIrest est la valeur moyenne de la perfusion de mouchetures cutanées enregistrée au départ (unités arbitraires = AU) ; La PAM est la pression artérielle moyenne (mmHg) enregistrée au cours de la même période.
  11. Calculer le pic de conductance vasculaire cutanée (CVCmax) à l’aide de la formule ( 3) et en substituant les valeurs appropriées pour le pic d’hyperémie (LSCImax) et la MAP.

8. Procédures expérimentales et mesures répétées

  1. Après avoir enregistré la perfusion cutanée, le PORH et d’autres variables physiologiques d’intérêt au départ, effectuer l’intervention expérimentale conformément au protocole d’étude approuvé (par exemple, modélisation du processus pathologique et/ou administration d’un médicament vasoactif).
  2. Réévaluer la PORH et d’autres variables physiologiques au moment suivant de l’étude après le développement du processus pathologique simulé ou l’obtention de l’effet du médicament administré.

9. Fin de l’expérience

  1. À la fin de l’expérience de toxicité aiguë, euthanasier le rat par injection intra-artérielle de lidocaïne à 2 % (2 ml) sous anesthésie générale profonde (tilétamine + zolazépam et xylazine). Selon les lois et les protocoles locaux, utilisez une autre méthode d’euthanasie sans cruauté pour les rongeurs de laboratoire qui a été approuvée par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC).
    REMARQUE : Pour les procédures de survie et le rétablissement planifié de l’animal après l’anesthésie, fournir des soins appropriés et une évaluation régulière de l’état de l’animal, y compris la prévention de l’hypothermie et une analgésie postopératoire adéquate (p. ex., kétoprofène 5-10 mg/kg IM).

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Résultats

La méthode décrite ci-dessus pour évaluer la fonction microvasculaire a été appliquée par nous dans une série d’expériences avec modélisation du choc hémorragique (perte de sang de 35 % du volume sanguin calculé) chez des rats mâles Wistar pesant 250-300 g. Dans le groupe d’animaux présentant une hémorragie (HS, n = 13), l’évaluation des paramètres PORH avec surveillance simultanée de la PA invasive a été effectuée 30 min après la fin de l’hémorragie. Dans le groupe témoin d’animaux opéré...

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Discussion

Nous décrivons ici une technologie modernisée pour évaluer la microcirculation cutanée et la réactivité vasculaire dans une expérience in vivo chez des rongeurs. Pour une utilisation réussie et normalisée de cette méthode dans les études physiologiques et pharmacologiques, plusieurs considérations supplémentaires doivent être prises en compte. Dans le protocole ci-dessus, les rats sont anesthésiés avec une combinaison de tilétamine + zolazépam + xylazine, ce qui est dicté principalement ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation russe pour la science dans le cadre du projet 24-25-00310.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille atraumatique avec suture chirurgicale en nylon, 4C-0.5x16-4/0-NMedtekhnika, RussieN/ABleu. Longueur 75 cm. USP 4/0 (MP1.5). Pour la suture d’une plaie chirurgicale
Cathéter pour l’artère carotide du rat avec aiguille de seringue à bout émoussé 22 GSciCat, Russie  ;N/APE-50, longueur 12 cm, OD=0,9 mm, ID= 0,6 mm.Avec une bague de fixation
Transducteur de pression jetable DeltranUtah Medical Products, États-Unis  ;6069Câble 12"
Robinet d’arrêt 3 voies DiscofixC pour la thérapie par perfusion et la surveillanceB. Braun, Allemagne  ;16494C
HéparineBelmedpreparaty, BiélorussieN/AHéparine sodique 5000 UI/ml, ampoules 5 mL
LidocaïneVelpharm, RussieN/ASolution injectable 20 mg/mL, ampoules 2 mL
Brassard pneumatique « Systole »Neurobotics, RussieN/AFait partie de la mesure non invasive de la pression artérielle pour les rongeurs. Type 5-10 mm queue (rats)
Chlorure de sodiumPharmasyntez, Russie  ;N/ASolution pour perfusion 0,9 %, 250 mL
LabChart de logiciels8  ;ADInstruments, AustralieN/AÉdition 8.1.13
Logiciel MATLAB  ;The MathWorks Inc., États-UnisN/A  ;Version R2019b
Seringue stérile à usage unique, 1 mL, 3 piècesHuaian City Hengchun Medical Product Co. Ltd., ChineN/A  ;Aiguille de 27 g
Seringue stérile à usage unique, 2 (2,5) ml, 3 piècesVogt Medical Vertrieb GmbH, Allemagne1310524Aiguille de 23 g
Suture SILK-SPolytechmed, Russie  ;N/ANon résorbable, tressé, en soie naturelle avec un revêtement en silicone, noir en cassette. USP 4/0 (MP1.5). Longueur 100 m. Pour la ligature des vaisseaux
XylaInterchemie, Pays-BasN/A  ;Xylazine 20 mg/mL, 50 mL
Zoletil 100Virbac, France  ;N/A  ;Tiletamine HCl 50 mg/mL, zolazépam HCl 50 mg/mL, 5 mL

Références

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Mots-clés

Imagerie par tachetes laserPerfusion microvasculaireOcclusion vasculaireSurveillance de la pression art rielleMod le de la patte de ratConductance vasculaire cutan eDysfonctionnement microvasculaireChoc h morragiqueR activit vasculaire

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