Application de l’électrophorèse sur gel de polyacrylamide dans l’analyse des sous-fractions de lipoprotéines pertinentes pour les maladies cardiovasculaires athéroscléreuses

Résumé

Ce protocole vise à élaborer une méthode d’analyse de la sous-fraction des lipoprotéines basée sur l’électrophorèse sur gel de polyacrylamide, qui fournit une base diagnostique importante pour l’évaluation du risque de maladie cardiovasculaire. Il peut diviser le LDL en sept sous-fractions. Les LDL1 et LDL2 sont caractérisés comme de grosses particules, tandis que les LDL3 à LDL7 sont caractérisés comme de petites particules.

Résumé

Le cholestérol des lipoprotéines de basse densité (LDL-C) est un facteur clé dans le développement de la maladie cardiovasculaire athéroscléreuse (ASCVD). Des taux élevés de LDL-C sont étroitement liés à la formation de plaques d’athérosclérose et au risque d’événements cardiovasculaires. Cependant, l’hétérogénéité du LDL influence significativement sa capacité à favoriser l’athérosclérose. La recherche indique que les particules de lipoprotéines de basse densité (LDL) peuvent être classées en LDL petits denses (sdLDL) et LDL flottants de grande taille (lbLDL). Parmi ceux-ci, le sdLDL est plus susceptible de pénétrer dans l’endothélium vasculaire et a une activité de modification oxydative plus forte, ce qui est particulièrement associé à l’ASCVD. Chez les patients atteints de syndrome métabolique, de diabète et d’hypertriglycéridémie, les taux de LDL-C peuvent être normaux, mais la proportion de sdLDL est élevée, ce qui entraîne une sous-estimation du risque cardiovasculaire. Par conséquent, la détection précise des sous-fractions de LDL est cruciale pour stratifier le risque d’ASCVD et optimiser les stratégies d’intervention.

Les méthodes traditionnelles de détection du LDL-C, telles que la formule de Friedewald et la mesure directe, ne reflètent que le taux de cholestérol total et ne peuvent pas différencier les sous-fractions. Les méthodes de détection des sous-fractions de LDL-C comprennent l’ultracentrifugation (UC), la chromatographie liquide à haute performance (HPLC) et les techniques de résonance magnétique nucléaire (RMN). Cependant, ces méthodes ont des exigences techniques élevées, des opérations complexes ou des équipements coûteux, ce qui les rend peu pratiques pour une utilisation clinique généralisée.

La technologie d’électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE) sépare les particules de lipoprotéines grâce à l’effet de tamis moléculaire et aux différences de charge. Cette technique utilise des systèmes de gel à gradient non dénaturant, combinés à des colorants spécifiques comme le noir du Soudan, offrant une haute résolution, une forte reproductibilité et une facilité d’utilisation. Le typage des lipoprotéines à l’aide de la technologie PAGE peut fournir une évaluation plus complète et plus précise des niveaux de lipoprotéines des patients, ce qui facilite les décisions de traitement clinique. Cet article a présenté cinq résultats représentatifs. La taille moyenne des particules LDL de l’échantillon A, B, C, D, E est de 275,3 Å, 266,6 Å, 258,2 Å, 257,4 Å et 252,9 Å, indiquant un risque faible, marginal, léger, modéré et sévère de maladie cardiovasculaire due à la dyslipidémie, respectivement.

Introduction

Selon un rapport 2021 de l’Organisation mondiale de la santé, les maladies cardiovasculaires (MCV) restent la principale cause de décès parmi les maladies humaines. Le rapport indique que 17,9 millions de personnes dans le monde sont mortes de MCV en 2019, ce qui représente près d’un tiers des décès dans le^monde1. L’ASCVD, un type de MCV, est la principale cause de décès chez les résidents urbains et ruraux en Chine, représentant plus de 40 % de tous les décès². L’athérosclérose est une maladie vasculaire inflammatoire chronique due à des facteurs de risque traditionnels et non traditionnels³. Il se caractérise par un dépôt de lipides dans la paroi artérielle⁴, une prolifération et une calcification du tissu fibreux, conduisant finalement à un épaississement de la paroi des vaisseaux, à une élasticité réduite et à un rétrécissement de la lumière. La dyslipidémie est le facteur de risque le plus important de l’ASCVD, le LDL-C étant un facteur de risque pathogène de l’ASCVD, jouant un rôle crucial dans le développement de l’ASCVD⁵. De nombreuses études épidémiologiques, études de randomisation mendélienne et essais contrôlés randomisés ont montré de manière cohérente que les taux plasmatiques de LDL-C sont positivement corrélés avec le risque d’ASCVD. La réduction des taux de LDL-C peut réduire le risque d’ASCVD⁶.

Le LDL est la principale lipoprotéine responsable du transport du cholestérol endogène dans le corps⁷. Le LDL plasmatique est hétérogène, composé d’une variété de particules de tailles, de densités et de compositions chimiques différentes⁸. Les particules LbLDL ont une densité plus faible et une taille plus grande, tandis que les particules sdLDL ont une densité plus élevée et une taille plus petite. L’hétérogénéité des LDL sous-tend ses effets biologiques variés⁹. Les particules de LbLDL ont un diamètre plus grand (≥ 25,5 nm), une densité plus faible (près de 1,02 g/mL) et une morphologie lâche, composée de LDL1 et de LDL2. Les particules de lbLDL contiennent une quantité plus élevée d’esters de cholestérol. Ils sont moins susceptibles d’être oxydés ou de pénétrer dans l’endothélium vasculaire, ce qui les rend relativement plus sûrs. En revanche, les particules de sdLDL ont un diamètre plus petit (< 25,5 nm)¹⁰, une densité plus élevée (près de 1,06 g/mL) et une structure dense, composée de LDL3 à LDL7. Les particules de SdLDL contiennent une quantité plus faible d’ester de cholestérol, mais des taux de triglycérides et d’apolipoprotéine B (ApoB) plus élevés que les lbLDL. Leurs propriétés physiques les rendent plus susceptibles de pénétrer la barrière endothéliale artérielle. Sous le sous-endothélium, les particules de sdLDL sont oxydées par des espèces réactives de l’oxygène (ROS) pour former des LDL oxydés (ox-LDL)¹¹. L’ox-LDL inhibe l’activité de l’oxyde nitrique synthase endothéliale (eNOS), réduit la production de NO et induit les cellules endothéliales à exprimer VCAM-1/MCP-1, favorisant ainsi l’adhésion et la migration des monocytes¹². Les cellules mononucléées endothéliales migratrices se différencient en macrophages, qui absorbent l’ox-LDL sans limite par le biais des récepteurs charognards. L’accumulation d’esters de cholestérol intracellulaires se transforme en cellules mousseuses, qui sont les composants essentiels des stries lipidiques athérosclérotiques. Les cellules spumeuses sécrètent des facteurs inflammatoires tels que l’IL-1β et le TNF-α, qui amplifient davantage le stress oxydatif et les lésions endothéliales, formant une boucle de rétroaction positive¹³. Il peut activer l’inflammation des cellules endothéliales, favoriser la formation de cellules spumeuses et accélérer la progression de la plaque. Deux grandes études de cohorte ont montré que le sdLDL-C a une valeur de référence clinique supérieure à celle du LDL-C pour prédire et évaluer les risques potentiels de l’ASCVD^14-15. Mais la méthode traditionnelle de détection du LDL-C ne peut pas tester les sous-fractions de lipoprotéines en raison des limites de la méthode.

Les particules LDL (LDL-P) reflètent le nombre de particules LDL par unité de volume de sang et servent de supports pour les molécules LDL, chacune contenant une molécule ApoB et plusieurs molécules de cholestérol. Le LDL-C représente la masse totale de cholestérol transportée par ces particules. Les taux de LDL-C sont influencés par le nombre de particules de LDL et la densité du cholestérol, ce qui peut ne pas refléter pleinement le risque réel¹⁶. Par exemple, les patients atteints de syndrome métabolique, de diabète ou d’hypertriglycéridémie peuvent avoir des taux normaux de LDL-C mais des LDL-P anormalement élevés (en raison de particules plus petites et d’une teneur en cholestérol plus faible). Même si les taux de LDL-C atteignent l’objectif, un taux élevé de LDL-P peut encore augmenter le risque cardiovasculaire résiduel. Des études ont montré que le LDL-P est plus prédictif que tout autre paramètre lié au^LDL-17. L’analyse des sous-fractions des lipoprotéines est essentielle pour comprendre la pathogenèse de l’ASCVD, évaluer le risque résiduel et guider le traitement de précision. Au cours des dernières années, les lignes directrices nationales ont également recommandé les sous-fractions de LDL comme indicateurs pour l’évaluation du risque de DCVSA ou le suivi du traitement¹⁸.

L’ASCVD est la principale cause de décès dans le monde. Ses stratégies de prévention et de contrôle dépendent fortement de la gestion des lipides. À l’heure actuelle, le dépistage de la dyslipidémie dans la pratique clinique repose principalement sur quatre tests lipidiques traditionnels, soit les triglycérides (TG), le cholestérol total (TC), le cholestérol des lipoprotéines de haute densité (HDL-C) et le LDL-C. De plus, d’autres marqueurs lipidiques tels que la lipoprotéine (a), l’apolipoprotéine A1 (ApoA1) et l’ApoB sont principalement utilisés pour les populations à haut risque d’ASCVD¹⁹, telles que les patients diabétiques, les patients hypertendus et les fumeurs ou ceux dont les niveaux de LDL-C ont été contrôlés mais présentent toujours un risque élevé.

Au fur et à mesure que la recherche progressait, les limites des tests lipidiques traditionnels sont devenues de plus en plus évidentes, en particulier en ce qui concerne l’efficacité de l’alerte précoce et l’explication du risque résiduel. Un nombre considérable de patients atteints d’ASCVD sont initialement diagnostiqués avec des taux de lipides normaux, ce qui rend le LDL-C inefficace pour l’alerte primaire. Les données épidémiologiques montrent qu’environ 20 % des patients atteints d’un syndrome coronarien aigu ont des taux de LDL-C dans la plage normale (<3,4 mmol/L) au moment de l’admission, ce qui suggère que les tests lipidiques traditionnels peuvent manquer les personnes à haut risque. De plus, même après avoir atteint les cibles de LDL-C, les patients atteints d’ASCVD peuvent toujours être confrontés à un risque cardiovasculaire résiduel élevé. Chez ces patients, la plupart des événements coronariens résiduels ne peuvent pas être expliqués par une réduction des taux de LDL-C. Par conséquent, un simple test de LDL-C peut ne pas répondre entièrement aux besoins cliniques pour le diagnostic et le traitement de l’ASCVD, car les tests lipidiques de routine ne peuvent pas faire la différence entre lbLDL-C et sdLDL-C.

De nombreuses études ont confirmé une corrélation claire entre les sous-fractions de lipoprotéines et l’ASCVD. Les résultats anormaux des tests de subfraction des lipoprotéines peuvent servir d’avertissement pour la prévention primaire de l’ASCVD chez les personnes ayant des taux de lipides normaux, aidant à identifier les groupes à haut risque cachés. Pour la prévention secondaire de l’ASCVD, lorsque les taux de LDL-C se situent déjà dans les plages cibles, le test de subfraction des lipoprotéines peut aider à évaluer le risque résiduel et à orienter le traitement ultérieur²⁰. Par conséquent, la détection de nouvelles sous-fractions de LDL devrait fournir de nouvelles cibles pour la prévention et le traitement de la dyslipidémie et de l’ASCVD par rapport aux tests lipidiques traditionnels.

Le système de détection et d’analyse de notre laboratoire utilise principalement PAGE pour séparer les sous-fractions de lipoprotéines en fonction de leur taille et de leur charge. Les particules de lipoprotéines sont séparées principalement par taille en raison du tamisage moléculaire dans la matrice de polyacrylamide par PAGE. Les petites molécules migrent rapidement tandis que les grosses molécules sont entravées par l’obstruction stérique et migrent lentement. Et plus une molécule porte de charge, plus elle migre rapidement. Cette méthode permet de diviser rapidement les lipoprotéines en douze sous-fractions. Le LDL est divisé en sept sous-fractions, étiquetées LDL1 à LDL7. Ils ont tous des tailles, des densités, des propriétés physicochimiques, des comportements métaboliques et un potentiel athérosclérotique distincts. Les LDL1 et LDL2 sont classés comme lbLDL, tandis que les LDL3 à LDL7 sont classés comme sdLDL. Les techniques de détection de la sous-fraction des lipoprotéines comprennent la CU, la HPLC et la RMN. Cependant, en raison des exigences élevées en matière d’équipement, de la complexité de leur fonctionnement et de la consommation de temps, leur application clinique est relativement limitée²¹. La méthode PAGE sépare efficacement les différentes sous-fractions de LDL, ce qui la rend plus conviviale par rapport à d’autres techniques. L’équipement utilisé est rentable et portable, ce qui le rend plus adapté à une utilisation généralisée dans les laboratoires de routine clinique. Cette étude vise à valider la PAGE en tant que méthode rapide et rentable pour l’analyse de la sous-fraction du LDL dans les échantillons de sérum afin d’appuyer la prise de décision clinique.

Protocole

Tous les échantillons de cette étude sont évalués et approuvés par le Comité d’éthique de l’Hôpital populaire provincial du Guangdong (numéro d’approbation : KY2025-435-01). Tous les participants ont signé un consentement éclairé écrit avant l’expérience.

1. Préparation du kit

1. Préparation du tampon de gel
   1. Préparation de l’acrylamide à 30 % (ACR) : Peser 30 g d’acrylamide, ajouter 80 ml d’eau déminéralisée, remuer pour dissoudre et ajuster à 100 ml. Conserver à 4 °C dans l’obscurité jusqu’à utilisation.
   2. Préparation du bisacrylamide à 1 % (BIS) : Peser 1 g de bisacrylamide, ajouter 80 ml d’eau déminéralisée, remuer pour dissoudre et ajuster à 100 ml. Conserver à 4 °C dans l’obscurité jusqu’à utilisation.
   3. Préparation de 25 % de saccharose : Peser 25 g de saccharose, ajouter 70 ml d’eau déminéralisée, remuer pour dissoudre et ajuster à 100 ml pour une conservation à 4 °C.
   4. Préparation de persulfate d’ammonium à 10 % (APS) : Dissoudre 0,1 g de persulfate d’ammonium dans 1 mL d’eau déminéralisée et utiliser immédiatement.
   5. Préparation de 1M Tris (pH = 6,8) : Peser 121,14 g de trishydroxyméthylaminométhane, ajouter 800 ml d’eau déminéralisée, remuer pour dissoudre et ajuster la valeur du pH à 6,8, puis augmenter à 1000 ml.
   6. Préparation de 1M Tris (pH = 8,6) : Peser 121,14 g de trishydroxyméthylaminométhane, ajouter 800 ml d’eau désionisée, remuer pour dissoudre et ajuster la valeur du pH à 8,6, puis augmenter à 1000 ml.
      REMARQUE : Lors de la manipulation de l’acrylamide, portez des gants en caoutchouc butyle, des lunettes de sécurité, des vêtements de protection et utilisez une hotte. En cas de contact avec la peau, lavez-vous immédiatement à l’eau et au savon, puis consultez un médecin. En cas d’inhalation, passez à l’air frais.
2. Préparation du gel de séparation
   1. Prenez un tube en verre propre et scellez la couche inférieure avec un film d’étanchéité.
   2. Ajouter 8,29 mL d’ACR à 30 %, 17,76 mL d’ABS à 1 %, 10 mL de saccharose à 25 %, 1 mL d’APS à 10 %, 10 mL de Tris 1M (pH = 8,6), 0,1 mL de tétraméthyléthylènediamine (TEMED) et 32,85 mL d’eau désionisée dans un bécher propre en séquence. Bien mélanger pour obtenir 80 ml de liqueur mère (avec une concentration de polyacrylamide de 3,3 %) et l’ajouter dans le tube de verre à raison de 1,2 ml par racine. Polymériser à température ambiante pendant 60 min et sceller le liquide avec de l’eau purifiée pour assurer une surface liquide plane.
3. Préparation de la colle concentrée
   1. Ajouter 4,07 mL d’ACR à 30 %, 3,05 mL d’IBS à 1 %, 5 mL de saccharose à 25 %, 0,5 mL d’APS à 10 %, 5 mL de Tris 1M (pH = 6,8), 0,05 mL de TEMED et 32,33 mL d’eau déminéralisée dans un bécher propre en séquence, bien mélanger pour obtenir 50 mL de liqueur mère (avec une concentration en polyacrylamide de 3,05 %), ajouter dans le tube de verre à raison de 0,2 mL par racine. Polymériser à température ambiante pendant 60 min et sceller le liquide avec de l’eau purifiée pour assurer une surface liquide plane.
4. Préparation de la solution de conservation
   1. Pesez 6,4 g de Tris, 75 g de saccharose, 2,5 ml de glycérine et 0,3 ml de PC-300 (conservateur antibactérien) et ajoutez 800 ml d’eau déminéralisée, remuez pour dissoudre, ajustez la valeur du PH à 6,8 et enfin diluez à 1000 ml. La concentration de Tris-HCl est d’environ 52 mM.
5. Préparation de la solution de coloration noire du Soudan
   1. Pesez 0,03 g de noir du Soudan et dissolvez-le dans un mélange de 2 ml d’éthylène glycol, 6 ml d’éthanol anhydre et 2 ml de sulfoxyde de diméthyle. Après filtration, divisez-le en 1 mL par flacon.
      REMARQUE : Lors de la manipulation du noir du Soudan et du sulfoxyde de diméthyle, porter des gants en nitrile et des lunettes de protection pour éviter tout contact direct. Les opérations doivent être effectuées dans un environnement ventilé. Rincez immédiatement la peau et les yeux avec de l’eau après l’exposition, puis consultez un médecin si nécessaire.
6. Emballage intérieur
   1. Emballage complet selon les exigences de composition du kit.

2. Composition du kit

1. Assurez-vous que le produit contient des colonnes préfabriquées, une solution de préservation et une solution de coloration noire du Soudan. Les colonnes préfabriquées doivent contenir de l’acrylamide, du bisacrylamide, du saccharose, du persulfate d’ammonium, du Tris et de la tétraméthyléthylènediamine. La longueur de la colonne préfabriquée est de 75 ± 0,5 mm, le diamètre intérieur est de 5,5 ± 0,02 mm et le diamètre extérieur est de 7,0 ± 0,02 mm. La solution de conservation doit contenir du Tris, du saccharose, de la glycérine et des conservateurs. La solution de coloration au noir du Soudan doit contenir du noir du Soudan, de l’éthylène glycol, de l’éthanol anhydre et du sulfoxyde de diméthyle. S’assurer que les spécifications d’emballage sont différentes en fonction de la quantité de colonnes préfabriquées. Une portion de réactif doit avoir une colonne préfabriquée. Ne combinez pas des kits de réactifs de différents lots, car cela pourrait affecter les résultats expérimentaux.

3. Préparation de l’échantillon

1. Préparation du patient : Assurez-vous que le patient est à jeun pendant le prélèvement d’échantillons de sang.
2. Utilisez des tubes d’échantillonnage de gel de séparation du sérum et effectuez le prélèvement de l’échantillon conformément à la procédure opératoire standard. Le sang doit être séparé le plus rapidement possible après le prélèvement sanguin pour éviter l’hémolyse.
3. Testez les échantillons de sérum après la séparation dès que possible à température ambiante. S’il n’est pas possible de procéder à un test immédiat, conservez les échantillons à une température de 2 à 8 °C pendant 7 jours ou à une température de -20 °C pendant 30 jours au maximum.
4. Remettez les échantillons à température ambiante et mélangez complètement avant utilisation, en particulier pour les échantillons congelés et décongelés. La congélation-décongélation répétée n’est pas autorisée, car elle peut compromettre l’intégrité de l’échantillon. Les échantillons de lipémie et d’hémolyse peuvent affecter les résultats des tests. S’il s’agit d’un échantillon de lipémie légère ou d’hémolyse, il est recommandé d’effectuer une centrifugation à grande vitesse à 14 462 x g à température ambiante pendant 15 min. Pour les échantillons de lipémie, utilisez une pipette pour aspirer toute la couche transparente par le bas. Pour les échantillons d’hémolyse, prélever le surnageant. Ensuite, transférez-le dans un nouveau tube à centrifuger et colorez-le. Cependant, si la lipémie ou l’hémolyse est très sévère, il est recommandé de prélever à nouveau du sang.

4. Étapes de fonctionnement

1. Préparation
   1. Sortez les colonnes préfabriquées et les échantillons à tester. À l’aide d’une pipette, aspirer le liquide de conservation résiduel de l’orifice d’échantillonnage des colonnes préfabriquées. Équilibrez les colonnes préfabriquées et les échantillons à température ambiante et dissolvez 14,3 g de poudre tampon électrophorétique avec 800 ml d’eau déminéralisée.
2. Teindre
   1. Prenez des tubes à centrifuger propres et numérotez-les. Le nombre de tubes est cohérent avec l’ordre des tubes de prélèvement sanguin. Ajoutez les tubes à centrifuger avec un rapport de 50 μL d’échantillon pour 10 μL de solution de coloration noire du Soudan, mélangez bien et laissez reposer pendant 30 minutes à température ambiante pour colorer.
      REMARQUE : Le principe de coloration du noir du Soudan est basé sur sa propriété lipophile. Il peut induire des réactions chromogènes spécifiques avec des substances lipidiques telles que des graisses neutres, des phospholipides et des stéroïdes à l’intérieur des cellules, entraînant des particules noir brunâtre ou noir foncé. Dans ce système, nous avons optimisé le temps de coloration et le dosage à l’aide d’un plan expérimental à facteur unique avec le protocole suivant. Trois échantillons de sérum LDL-C (concentrations élevées, moyennes et faibles) sont sélectionnés, avec des volumes de coloration correspondants de 5 μl, 10 μl, 15 μl et 20 μl, respectivement. Les durées de coloration sont de 10 min, 15 min, 20 min, 25 min, 30 min, 35 min, 45 min et 60 min. Des expériences électrophorétiques sont menées, suivies d’une analyse en niveaux de gris des bandes électrophorétiques pour vérifier l’efficacité de la coloration. Les conditions optimales sont déterminées comme étant un volume de coloration de 10 μl avec une durée de coloration de 30 min ± 5 min. Un volume et une durée de coloration plus faibles entraînent un cholestérol lipoprotéique faiblement coloré. Bien que les conditions optimales aient atteint l’équilibre, il n’est pas nécessaire d’augmenter le volume et la durée de la coloration.
3. Séparation ionophortique
   1. Insérez les colonnes prééquilibrées dans la douille en caoutchouc du réservoir d’électrophorèse. L’orifice d’échantillonnage de la colonne de gel se trouve à environ 2 cm du bouchon en caoutchouc. Assurez-vous qu’il est bien fermé et qu’il n’y a pas de fuite. Lorsque le nombre de colonnes de gel d’échantillon n’est pas plein, remplissez l’espace vide avec un bouchon en caoutchouc sans trou.
   2. Versez ensuite le tampon d’électrophorèse dans les réservoirs supérieur et inférieur. Retirez les bulles à l’embouchure des colonnes préfabriquées. Ajouter 25 μL d’échantillons colorés dans l’orifice d’échantillonnage des colonnes préfabriquées.
   3. Couvrez le couvercle, connectez l’interrupteur d’alimentation et réglez les paramètres de tension (U = 100 V), de courant (I = 3 mA/tube), de puissance (P = 120 W), de temps (T = 70 min) pour la séparation par électrophorèse.
      REMARQUE : La tension, la puissance et le temps sont des paramètres fixes. Le courant doit être réglé en fonction du nombre d’échantillons d’essai (par exemple, 10 tubes d’échantillons, I = 3 mA x 10 tubes = 30 mA).
   4. Une fois l’électrophorèse terminée, coupez l’alimentation, retirez le couvercle et versez le tampon d’électrophorèse sur la partie supérieure de l’appareil d’électrophorèse. Retirez les colonnes de gel à tour de rôle et placez-les sur le cadre de fixation, versez l’excès de tampon d’électrophorèse sur la surface supérieure et analysez dans le système d’analyse à balayage.
4. Analyse de balayage
   REMARQUE : Le type d’analyseur est DY-03 et le logiciel de balayage est KBL 3.3.9 GD.
   1. Allumez l’interrupteur d’alimentation de l’analyseur d’analyse, double-cliquez sur le logiciel système de bureau, puis cliquez sur Collection pour accéder à l’interface du logiciel. Cliquez sur Exporter le plateau d’échantillons dans l’interface du logiciel, placez les colonnes de gel sur le support d’échantillons avec l’extrémité de l’échantillon tournée vers l’intérieur de l’appareil. Assurez-vous que les colonnes de gel sont placées dans les positions numérotées correspondantes. Les positions 25 et 26 sont réservées aux essais de contrôle de la qualité.
   2. Cliquez sur Importer le bac d’échantillons sur l’interface du logiciel pour importer le plateau d’échantillons dans le périphérique. Cliquez sur Scanner pour obtenir des exemples d’images numérisées. L’appareil dispose d’un système de mise au point automatique intégré. Il ajuste automatiquement la mise au point entre le module de balayage et le tube de gel pour assurer une imagerie claire. Le logiciel identifie automatiquement la position initiale (VLDL) et la position de terminaison (HDL) de l’électrophorogramme. Lorsque des pics évidents sont détectés à ces positions, le logiciel se verrouille sur la zone d’analyse désignée pour l’analyse spectrale.
   3. Après avoir saisi les informations sur les patients et scanné le code-barres, cliquez sur Analyse et traitement dans l’interface du logiciel, le système analysera et générera automatiquement des rapports de test. Cliquez sur Télécharger le SIL pour transférer les rapports de test vers le système LIS.
   4. Retirer les colonnes préfabriquées après balayage et analyse et les traiter conformément aux spécifications des déchets médicaux.

5. Contrôle de la qualité

1. Effectuez un test de contrôle de la qualité à deux niveaux avant de tester quotidiennement les échantillons. Les étapes de fonctionnement du test de contrôle de la qualité sont les mêmes que celles d’un test d’échantillon. La référence de type A est le diamètre moyen des particules supérieur à 268 Å. La référence de type B est le diamètre moyen des particules inférieur à 265 Å.
   REMARQUE : Analyse des résultats : TYPE A, la taille moyenne des particules de LDL est de > 268 Å, les LDL1 et LDL2 représentent plus, ce qui indique un faible risque de MCV. TYPE INTERMÉDIAIRE (TYPE INT), la taille moyenne des particules de LDL est de 265 à 268 Å, ce qui indique que la proportion de LDL3 par rapport à LDL7 est supérieure à la valeur critique. TYPE B, la taille moyenne des particules de LDL est de < 265 Å, les LDL3 à LDL7 en représentent plus, ce qui indique un risque élevé de MCV.

6. Améliorations techniques

1. Pour garantir des résultats diagnostiques précis, les améliorations techniques suivantes doivent être mises en œuvre.
   1. Pré-examen : Assurez-vous que les patients sont à jeun avant le prélèvement sanguin. Utilisez du sérum ou du plasma anticoagulant EDTA au lieu du plasma anticoagulant à base d’héparine. Assurez-vous que la pipette est précise dans son absorption. Évitez les échantillons chylous ou hémolytiques sévères.
   2. Pendant l’examen : Régler les paramètres d’électrophorèse de tension (U = 100 V), de courant (I = 3 mA/tube), de puissance (P = 120 W), de temps (T = 70 min) selon les protocoles standard. Portez des gants stériles pour éviter la contamination des tubes de verre qui pourrait affecter la capacité de prendre des photos et de numériser.
   3. Après l’examen : Lors de la délivrance de rapports, examinez les chromatogrammes anormaux pour détecter toute interférence potentielle et effectuez une réanalyse pour éviter de fournir des conclusions diagnostiques incorrectes.
      1. Le chromatogramme normal : À la position initiale de VLDL et à la position de terminaison de HDL, les deux ont un pic distinct (voir la section Résultats représentatifs).
      2. Le chromatogramme d’anomalie : à la position initiale de VLDL ou à la position de terminaison de HDL, il n’y a pas ou plus d’un pic.

Résultats

Cette étude vise à inventer une méthode utilisant PAGE pour détecter les sous-fractions de lipoprotéines dans le sérum des participants. L’objectif est de déterminer si les sous-fractions de LDL-C sont principalement de grosses particules (LDL1 et LDL2) ou de petites particules (LDL3 à LDL7). Après coloration au noir de Soudan, les échantillons sont séparés par le dispositif d’électrophorèse dans un gel de polyacrylamide. Les lipoprotéines sont ensuite séparées en bandes distinctes à l’intérieur des tubes de gel, et l’an...

Discussion

Bien que le rôle du sdLDL en tant que facteur de risque cardiovasculaire dans le développement de l’athérosclérose ait été confirmé par la recherche, il n’existe actuellement aucune méthode établie pour identifier les sous-fractions du LDL. Au cours des dernières décennies, des progrès significatifs ont été réalisés dans le développement de méthodes de détection des sous-fractions de LDL. La colite ulcéreuse est considérée comme l’étalon-or. Il peut séparer les sous-fractions de LDL en f...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Poudre tampon électrophorétique	Guangxi Kangbolai Technology Company	25030401	Pour la préparation de solutions tampons et la fourniture de conditions d’électrophorèse
Produits de contrôle de la qualité de haute valeur	Guangxi Kangbolai Technology Company	25030301	Pour l’exactitude et la précision du contrôle
Solution de séparation de la densité de l’échantillon de lipoprotéines (électrophorèse sur gel à gradient)	Guangxi Kangbolai Technology Company	LSS60-SB1-A1  ; 25030301	Pour séparer les composants du sous-type de lipoprotéine des échantillons de sérum
Produits de contrôle de la qualité de faible valeur	Guangxi Kangbolai Technology Company	25030301	Pour l’exactitude et la précision du contrôle
Solution de coloration noire du Soudan	Guangxi Kangbolai Technology Company	LSS60-SB1-A1  ; 25030301	Pour la coloration des échantillons