Article de méthode

Évaluation de la fragilité dans un modèle de souris vieillissante

DOI :

10.3791/69076

⸱

23 septembre 2025

 ,  , 
1Dept. of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 2Dept. of Physiology & Biomedical Engineering, Mayo Clinic

Dans cet article

Résumé

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L’objectif du présent protocole est de fournir des instructions et des lignes directrices pour l’évaluation de la fragilité physique chez les souris de laboratoire C57Bl/6x129J. Des détails spécifiques concernant chaque mesure utilisée dans l’indice de fragilité physique sont expliqués. Plusieurs méthodes de déclaration des résultats de fragilité sont également présentées.

Résumé

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Un indice de fragilité (IF) est une méthode puissante d’évaluation des modèles animaux du vieillissement, servant de mesure indirecte de l’âge biologique et de l’espérance de vie. La fragilité représente un état de vulnérabilité accrue aux résultats indésirables en raison de l’accumulation de déficits de santé qui limitent l’autonomie. Le concept est précieux pour les études animales qui éclairent la géroscience humaine. Par exemple, à l’aide des scores FI, les animaux ayant un âge chronologique similaire peuvent être différenciés par leur âge biologique. Ainsi, l’IF peut être utilisé dans des études précliniques pour mesurer l’âge biologique, suivre la fragilité longitudinalement et évaluer l’espérance de vie en bonne santé.

Un indice de fragilité murin a récemment été mis au point à partir de 31 déficits liés à la santé. Cependant, sa longueur et la nécessité d’un équipement spécialisé limitent son utilisation pratique. Ici, nous présentons un indice de fragilité adapté à 16 items qui exclut les paramètres nécessitant une instrumentation spéciale ou des tests invasifs. Les déficits sélectionnés sont facilement observables ou mesurables et évaluent les systèmes tégumentaire, musculo-squelettique, neuromusculaire, sensoriel, urogénital et respiratoire. Le poids corporel est mesuré pour le suivi longitudinal, mais exclu du calcul de l’IF. Chaque déficit est noté 0, 0,5 ou 1, en fonction de la gravité, l’IF étant calculé comme la moyenne des 16 scores de déficit.

Cet IF simplifié permet une évaluation rapide de grandes cohortes, peut être appliqué longitudinalement aux mêmes animaux et ne nécessite aucun équipement spécialisé. Nous démontrons sa faisabilité chez les souris C57BL/6×129, en montrant des augmentations de la fragilité associées à l’âge, des variations entre les souris individuelles et la capacité de détecter des déficits dans plusieurs systèmes. Cet outil permet aux laboratoires d’intégrer la fragilité dans divers modèles expérimentaux, fournit une approche pratique pour évaluer l’espérance de vie en santé et améliore la pertinence translationnelle en géroscience. Cet indice de fragilité est adapté de méthodologies cliniques de fragilité chez la souris précédemment validées et est destiné à une utilisation simple et longitudinale parallèlement aux études en cours.

Introduction

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La fragilité comprend une susceptibilité accrue aux problèmes de santé généralement associés à l’âge avancé1, 2 et 3 ans. Elle se manifeste par une diminution de la résilience aux facteurs de stress et une perte de la fonction physiologique normale, ce qui peut limiter l’indépendance et prédisposer les personnes âgées aux comorbidités et à la mortalité 3,4,5. La fragilité peut aider à expliquer les différences dans les résultats de santé couramment observées entre les personnes du même âge chronologique6. Chez l’homme, les évaluations de la fragilité comprennent le phénotypede fragilité 7,8 et l’indice de fragilité 9,10,11, qui évaluent respectivement la performance physique (p. ex., faiblesse, endurance ou perte de poids) et le nombre de déficits dans les systèmes organiques. Des études animales ont incorporé un score de fragilité à cinq critères physiques ainsi qu’un indice de fragilité de 31 éléments 12,13,14. Les deux approches ont leurs forces et leurs faiblesses. Le phénotypage de la fragilité permet une excellente caractérisation de la diminution des performances physiques, ce qui est utile pour les projets intéressés par la sarcopénie, le dysfonctionnement neuromoteur ou tout autre changement de la fonction physique lié au vieillissement. Le phénotypage est non invasif et non terminal. Cependant, cette méthode de quantification de la fragilité nécessite de l’équipement spécialisé (p. ex., tapis roulants pour rongeurs, rotarodes, roues de course et poignées) et prend beaucoup de temps. Un phénotype de fragilité axé sur la fonction physique n’a pas la robustesse des indices qui prennent en compte la fragilité dans divers systèmes corporels. Par conséquent, les indices de fragilité élaborés pour évaluer les déficits dans plusieurs systèmes créent une évaluation plus complète de la fragilité. Ils sont généralement non invasifs, faciles à administrer et ne nécessitent pas d’équipement spécialisé ni de temps considérable. Les indices de fragilité fondés sur l’accumulation de déficits n’évaluent pas facilement la fonction cognitive et introduisent de la subjectivité dans la notation des déficits, en particulier si plusieurs évaluateurs sont utilisés, bien que les effets de cette subjectivité puissent être minimisés en discutant et en affinant les techniques d’évaluation15.

L’objectif de la méthode actuelle est de quantifier la fragilité à l’aide d’un outil simple et pratique, permettant d’ajouter la fragilité en tant que résultat longitudinal aux projets existants et futurs. De multiples facteurs ont été pris en compte lors de l’élaboration d’une mesure de fragilité pour répondre à cet objectif, l’une d’entre elles étant le recours à de l’équipement spécialisé. Plusieurs méthodes de phénotypage de la fragilité ont été proposées, mais elles nécessitent un équipement qui peut être inaccessible à certains ou peu pratique pour une utilisation fréquente. Par exemple, la surveillance en plein champ est utilisée dans certaines études de phénotypage de la fragilité pour mesurer les comportements exploratoires et l’activité physique volontaire16,17. Le phénotypage par surveillance en plein champ nécessite à la fois une caméra et un équipement informatique spécialisés, ainsi qu’un engagement de temps considérable, car les souris subissent individuellement les périodes d’acclimatation et d’observation. D’autres phénotypes nécessitent l’utilisation d’équipements spécialisés comme les tapis roulants pour rongeurs et les Rotarods 13,18,19. Les exigences qu’une série d’essais, y compris ces mesures et d’autres, impose à des sujets animaux sont trop grandes pour les tests fréquents et répétés nécessaires dans un plan d’étude longitudinale, sans parler de l’acclimatation des animaux et de la formation des chercheurs requises pour chacun d’eux. Ainsi, bien qu’ils ne soient pas alignés avec notre objectif, le phénotypage de la fragilité et les tests courants utilisés peuvent être applicables à des expériences nécessitant une observation transversale et longitudinale peu fréquente.

Les indices de fragilité sont généralement non invasifs, sont pratiques à intégrer dans les projets et peuvent être efficaces en termes de temps12,20. L’utilisation d’un indice permet également de tirer des détails des méthodologies existantes qui se sont révélées reproductibles et fiables15,21. En collaboration avec plusieurs membres du personnel vétérinaire ayant de l’expérience dans l’évaluation de la fragilité des souris, une liste abrégée de critères/déficits a été sélectionnée à partir d’une liste plus large12, y compris les critères du tégument (alopécie, perte de la couleur de la fourrure, dermatite, état du pelage), musculo-squelettique (cyphose, raidissement de la queue, tumeurs, abdomen distendu, score d’état corporel), neuromusculaire (troubles de la marche, tremblements), sensoriel (cataractes, écoulement/gonflement des yeux), les systèmes urogénital (rectal et prolapsus vaginal/pénien) et respiratoire (fréquence respiratoire/profondeur). Ces déficits ont été choisis spécifiquement parce qu’ils couvrent une gamme complète de systèmes et peuvent être évalués sans équipement ni examens spécialisés au-delà de l’examen manuel et en plein champ. La liste spécifique à partir de laquelle ils sont tirés a été validée cliniquement12 et confirmée comme ayant une fiabilité inter-juges élevée, comme l’ont constaté plusieurs groupes de laboratoire15,21. Il s’agissait d’une considération importante compte tenu de la nature subjective de bon nombre des déficits choisis. Les raisons pour lesquelles les déficits ont été exclus de l’indice abrégé comprenaient la nécessité d’une certaine forme d’équipement (force de préhension, température), une spécialisation au-delà de la portée souhaitée de cet indice simple (perte de moustaches, troubles vestibulaires, opacité cornéenne, perte de vision et d’audition, microphtalmie, écoulement nasal, piloérection) et l’évitement des paramètres sans cruauté de l’établissement (diarrhée, malocclusions, échelle de grimace de souris). Le présent outil représente donc un sous-ensemble pragmatique de l’indice validé de 31 éléments, conçu pour minimiser les besoins en équipement et la charge de temps tout en maintenant une couverture multi-systèmes. Il est important de noter que le présent protocole décrit l’une des façons dont un indice de fragilité plus large peut être adapté aux objectifs d’une expérience donnée, servant de guide pour les chercheurs intéressés par des outils simplifiés ou personnalisés pour évaluer la fragilité chez la souris. Le poids corporel a également été inclus dans l’évaluation, mais pas dans l’estimation de l’indice de fragilité, car des rapports contradictoires suggèrent un impact variable du gain et de la perte de poids sur la fragilité 12,14,22,23. Le but de raccourcir la liste des déficits utilisés pour déterminer l’indice de fragilité était de mettre en évidence la flexibilité et l’adaptabilité d’un tel indice tout en simplifiant l’outil de mesure en fonction des critères sélectionnés et en conservant l’évaluation complète de la fragilité chez les souris C57Bl/6x129J. Ce changement permet une évaluation complète de la fragilité sans méthodes exigeantes en équipement ni examen compliqué. Avec un peu de formation, les enquêteurs peuvent s’attendre à ce que cette évaluation complète de la fragilité physique prenne moins de 2 minutes pour une seule souris, contre près de 4 minutes pour une souris plus longue, avec un indice de 31 éléments12.

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Protocole

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Toutes les souris (C57Bl/6x129J) ont été élevées dans des colonies maintenues à la clinique Mayo. Les souris ont été hébergées en groupe avec des compagnons de portée par sexe, maintenues selon un horaire de 12 heures de lumière et d’obscurité dans des conditions spécifiques exemptes d’agents pathogènes avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Un échantillon de commodité de souris (n = 46 ; 36 femelles) âgées de 12 à 30 mois a été évalué pour la fragilité toutes les 2 semaines pendant huit mois. Tous les protocoles et directives de soins aux animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de la Mayo Clinic (protocole A00003349, approuvé le 5 octobre 2023), conformément aux directives de l’Institut national de la santé.

1. Configuration

REMARQUE : Lors de l’évaluation de la fragilité physique, assurez-vous d’un espace de travail propre et sans danger pour la manipulation des souris et portez un équipement de protection individuelle approprié.

  1. Rassemblez l’équipement nécessaire : une balance, un ordinateur portable ou un ordinateur portable pour l’enregistrement des données et une cage à souris.

2. Évaluation de la fragilité physique

  1. Divisez l’évaluation en trois parties : l’examen sur le terrain, l’examen manuel et la pesée. Effectuez des évaluations à un endroit et à un moment précis de la journée afin de minimiser les effets liés à l’anxiété ou à l’environnement sur les déficits.
    1. Examen en plein champ : Transférez la souris d’intérêt dans un environnement ouvert et examinez plusieurs caractéristiques physiques, notamment la présence d’alopécie, la perte de couleur de la fourrure, la dermatite, le mauvais état du pelage, la cyphose, le raidissement de la queue, les troubles de la démarche, les tremblements et la respiration anormale.
    2. Examen manuel : Frottez doucement la souris pour permettre à l’expérimentateur d’examiner davantage les caractéristiques physiques, y compris la présence d’alopécie, la perte de couleur de la fourrure, la dermatite, les tumeurs, l’abdomen distendu, la cataracte, l’écoulement oculaire, le prolapsus rectal, le prolapsus vaginal/utérin/pénien et un mauvais score d’état corporel.
    3. Après les examens manuels et en plein champ, pesez la souris. Mettez la balance à zéro entre chaque animal et enregistrez les poids à 0,1 g près. Encore une fois, assurez-vous que l’évaluation est cohérente en fonction de l’heure de la journée afin de minimiser les incohérences circadiennes naturelles.
  2. Après l’évaluation de chaque cage de souris, nettoyez la balance et le champ libre en vaporisant les surfaces avec un désinfectant ou un autre agent de nettoyage approprié et en essuyant avec une serviette en papier.

3. Examen, y compris les 17 caractéristiques et comportements suivants

  1. Alopécie-signes de perte et/ou d’amincissement des cheveux
    1. Évaluez l’alopécie lors d’un examen en plein champ et manuel. Les zones courantes de perte et d’amincissement des cheveux comprennent l’arrière du cou / le haut du dos, le cou et les aisselles, et l’estomac. Notez qu’il existe des zones naturelles de poils plus fins sur la face inférieure des souris, en particulier près des articulations. Ne comptez l’alopécie que si la perte de cheveux et l’amincissement sont au-delà des modèles naturels observés chez les jeunes souris non fragiles.
    2. Noter l’alopécie comme suit : 0 = densité normale de la fourrure ; 0,5 ≤ 25 % de la surface corporelle présentant une perte de fourrure ; 1,0 ≥ 25 % de la surface corporelle présentant une perte de fourrure
  2. Changement de couleur de la fourrure, par exemple, du noir au gris, au brun ou au blanc
    1. Évaluez la perte de couleur de la fourrure lors d’un examen en plein champ et manuel. Les changements de couleur de la fourrure commencent souvent sur la face inférieure de la souris, mais évoluent vers des changements dans tout le corps avec une fragilité croissante.
    2. Score de perte de couleur de la fourrure comme suit : 0 = couleur normale ; 0,5 = changements inégaux, focals gris, bruns ou blancs ; 1,0 = fourrure grise, brune ou blanche sur >25 % de la surface du corps
  3. Dermatite-présence de lésions cutanées
    1. Évaluez la dermatite lors d’un examen en plein champ et manuel. Présence de lésions cutanées indiquant une dermatite, la plupart des lésions focales se trouvant sur le cou, les flancs et sous le menton.
    2. Évaluez la dermatite comme suit : 0 = absent ; 0,5 = lésions focales de petite taille ; 1.0 = lésions multifocales ou étendues
  4. L’état du pelage - signes d’un mauvais toilettage
    1. Évaluer l’état du pelage lors de l’examen en plein champ. L’état normal du pelage, généralement présent chez les jeunes souris non fragiles, comprend un pelage lisse, lisse et brillant. La fourrure ébouriffée, emmêlée et/ou non toilettée sont des signes de mauvais état du pelage et accompagnent souvent l’alopécie et les changements de couleur de la fourrure.
    2. Évaluez l’état du pelage comme suit : 0 = poil lisse, lisse et brillant ; 0,5 = légèrement ébouriffé ; 1.0 = aspect négligé et non toiletté, emmêlé
  5. Cyphose - présence d’une courbure de la colonne vertébrale ou d’une posture voûtée
    1. Évaluez la cyphose lors de l’examen en plein champ. La cyphose est le plus souvent présente dans le haut du dos et se présente sous la forme d’une courbure concave claire au-delà de celle observée chez les jeunes souris non fragiles. Pour confirmer la présence d’une cyphose, palper la partie supérieure de la colonne vertébrale pour rechercher une courbure cyphotique. Recherchez une posture voûtée en permanence après une cyphose qui sera perceptible comme une courbure de tout le corps par opposition à une courbure cyphotique plus locale.
    2. Évaluez la cyphose comme suit : 0 = pas de courbure cervicale-thoracique de la colonne vertébrale (environ 180° à 150°) ; 0,5 = légère courbure cervicale à thoracique de la colonne vertébrale (environ 150° à 130°) ; 1,0 = courbure significative (<130°) et posture voûtée associée
  6. Raidissement de la queue - manque de réponse de curling au toucher léger
    1. Évaluer le raidissement de la queue lors d’un examen en plein champ. Pendant que la souris se déplace librement, caressez doucement la queue avec un doigt. La queue d’une souris en bonne santé s’enroule autour du doigt lorsqu’il est touché. Ceci est mieux observé lorsque la souris est détendue.
    2. Comptabilisez le raidissement de la queue comme suit : 0 = aucun ; 0,5 = la queue réagit mais ne s’enroule pas ; 1.0 = queue qui ne répond pas au toucher
  7. Troubles de la marche-anomalies pendant la locomotion
    1. Évaluer la présence de troubles de la marche lors d’un examen en plein champ. Les changements courants dans la démarche comprennent les membres traînants, les cercles, les oscillations et une position large. Utilisez la capacité d’escalade pour évaluer la démarche en plaçant la souris sur un grand couvercle de cage, en inclinant le couvercle et en effleurant légèrement l’arrière de la souris pour motiver l’escalade.
    2. Évaluez les troubles de la marche comme suit : 0 = aucun ; 0,5 = démarche anormale mais la souris peut marcher ; 1.0 = anomalie marquée de la démarche qui nuit à la capacité de se déplacer librement
  8. Tremblements ou secousses non provoqués
    1. Évaluer le tremor lors de l’observation en plein champ. Surveillez la souris pendant le repos et le mouvement pour détecter la présence d’un tremblement, qui se manifeste généralement par un tremblement de la patte.
    2. Score du tremblement comme suit : 0 = aucun tremblement ; 0,5 = tremblement de la patte ou tremblement pendant la marche ou des niveaux d’activité élevés ; 1,0 = tremblement marqué avec altération de la capacité de bouger librement
  9. Fréquence respiratoire/profondeur - effort respiratoire anormal
    1. Évaluer la fréquence et la profondeur de la respiration pendant l’examen en plein champ. Tout changement par rapport à une respiration normale et régulière au repos, observé chez une jeune souris non fragile, est noté. Habituellement, les changements comprennent une augmentation du rythme et une diminution de la profondeur de la respiration.
    2. Évaluez la fréquence et la profondeur respiratoires comme suit : 0 = normal ; 0,5 = changement modeste de la vitesse/profondeur ; 1,0 = changement marqué de la vitesse/profondeur, ou halètement.
  10. Tumeurs-présence de masses anormales
    1. Évaluer la présence de tumeurs lors de l’examen manuel. Tout en égratignant la souris, examinez la souris à la recherche de tumeurs visibles et passez un doigt le long du dessous de la souris pour vérifier s’il y a des tumeurs palpables. L’asymétrie visible est un signe de tumeurs potentielles. La présence de tumeurs peut être confirmée post mortem si possible.
    2. Évaluez les tumeurs comme suit : 0 = aucun ; 0,5 = une tumeur de moins de 1 cm3 de volume ; 1,0 = tumeur unique de plus de 1 cm3 de volume ou plusieurs tumeurs plus petites
  11. Abdomen distendu - présence d’un renflement excessif sous la cage thoracique
    1. Évaluez l’abdomen distendu lors de l’examen manuel. Tout en ébouriffant la souris, évaluez la présence d’un excès de liquide abdominal ou de renflement. Recherchez la présence d’un léger renflement sous la cage thoracique à un renflement prononcé en forme de W dans l’abdomen et palpable à l’examen.
    2. Évaluez la distension de l’abdomen comme suit : 0 = aucun ; 0,5 = léger renflement ; 1,0 = distension nette, renflement en forme de W sous les nervures
  12. Cataracte-présence d’yeux troubles/taches blanches
    1. Évaluer la cataracte lors de l’examen manuel. Pendant qu’elle est ébouriffée, évaluez les yeux de la souris pour voir si la cornée est obscurcie. L’opacification complète d’au moins un œil est comptée pour 1,0.
    2. Évaluez les cataractes comme suit : 0 = aucun ; 0,5 = petite tache opaque/modifications de l’une ou des deux cornées ; 1,0 = opacification/taches importantes de l’une des deux cornées
  13. Écoulement oculaire - accumulation de liquide corporel autour des yeux
    1. Évaluer l’écoulement oculaire lors de l’examen manuel. Pendant qu’elle est ébouriffée, évaluez les yeux de la souris pour détecter des signes de sécrétions, de croûte ou de décoloration sur les bords des yeux. L’écoulement est généralement sec, associé à un gonflement, et entraînera des changements à la couleur normale, élégante et noire des yeux observée sur les jeunes souris non fragiles.
    2. Évaluez l’écoulement oculaire comme suit : 0 = normal ; 0,5 = léger gonflement et/ou sécrétions autour de l’un ou l’autre des yeux ; 1,0 = gonflement et/ou sécrétions importants autour d’un œil ou des deux yeux
  14. Prolapsus rectal-extrusion anormale du rectum
    1. Évaluer le prolapsus rectal lors de l’examen manuel. Pendant que vous êtes ébouriffé, recherchez des signes de tissu prolabé en l’absence d’effort évident. Évaluez tout tissu rectal qui a fait prolapsus de l’anus.
    2. Évaluez le prolapsus rectal comme suit : 0 = pas de prolapsus ; 0,5 = un peu de tissu prolabé, d’apparence saine ; 1,0 = prolapsus important, tissu malsain.
  15. Prolapsus vaginal/utérin/pénien-extrusion anormale des organes génitaux
    1. Évaluer le prolapsus vaginal/utérin/pénien lors de l’examen manuel. Pendant que vous êtes ébouriffé, recherchez des signes de tissu prolabé en l’absence d’effort évident. Noter tout prolapsus génital.
    2. Évaluez le prolapsus vaginal/utérin/pénien comme suit : 0 = pas de prolapsus ; 0,5 un peu de tissu prolabé, d’apparence saine ; 1,0 = prolapsus important, tissu malsain.
      REMARQUE : Un prolapsus peut survenir en raison d’une détresse due à la manipulation, donc si un déficit est suspecté, replacez la souris sur le champ ouvert, en soulevant la queue pour confirmer la présence de tissu prolabé.
  16. Score d’état corporel - présence d’un excès ou d’une graisse minime et preuve de perte de masse musculaire
    1. Évaluer le score d’état corporel lors de l’examen manuel. Tout en égratignant la souris, notez la quantité de graisse recouvrant le bas du dos et l’os pubien ; La fragilité se caractérise généralement par une perte de graisse dans cette région. Une perte modérée de graisse entraînant des os plus proéminents que les jeunes souris non fragiles sera notée à 0,5. Une fois que les os deviennent très proéminents, voire tranchants, ou qu’il y a une perte évidente de masse musculaire, le score sera de 1,0.
    2. Évaluez l’état corporel comme suit : 0 = os palpables mais pas proéminents ; 0,5 = os proéminents et/ou à peine sentis ; 1.0 = os très proéminents et/ou non ressentis.
  17. Évaluation du poids à un moment constant de la journée (par exemple, dans les 2 à 4 heures suivant le début de la période d’inactivité) après l’examen en plein champ et manuel.
    1. Évaluer le poids en suivant les mesures de fragilité.

4. Mise en œuvre de l’évaluation de la fragilité physique

REMARQUE : Une grande partie de la mise en œuvre de cette évaluation doit être adaptée aux besoins de l’expérimentateur et à ses objectifs expérimentaux. Les détails fournis ici peuvent servir d’exemple de la façon dont on pourrait mettre en œuvre l’évaluation de la fragilité et fournir des conseils utiles à des fins générales.

  1. Fréquence : Une fois qu’une cohorte ou une colonie de souris à évaluer est identifiée, faites des évaluations de la fragilité physique toutes les 2 semaines. Veillez à ce que l’heure et le jour des évaluations soient cohérents pendant la période d’évaluation.
  2. Enregistrement des données : Lors de l’évaluation de chaque souris, évaluez un score (0, 0,5 ou 1,0) pour chacune des mesures de fragilité et notez un poids ; Utilisation Une moyenne des scores des seize déficits est utilisée comme score final de fragilité. Prenez toutes les notes pertinentes concernant la santé et le comportement des souris, y compris les modifications apportées à l’une des mesures qui nécessiteront une attention accrue lors des évaluations ultérieures et les comportements anormaux après la manipulation. N’effectuez aucune réévaluation des scores précédents. Calculer l’indice de fragilité comme la moyenne arithmétique des 16 scores de déficit (0/0,5/1,0), en excluant expressément le poids corporel du calcul.
    REMARQUE : Il est essentiel de s’assurer que les données correctes sont attribuées à la bonne souris au cours de la période d’évaluation longitudinale.

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Résultats

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La fragilité d’un échantillon de commodité de souris C57Bl/6x129J vieillissantes naturellement a été évaluée à l’aide de l’indice décrit ici. Chaque souris (n = 46 ; 36 femelles) âgée de plus de 12 mois a été évaluée toutes les 2 semaines, la période d’évaluation ayant duré environ 6 mois. Une cohorte transversale de quatre âges d’intérêt (12, 18, 24 et 30 mois) a été sélectionnée pour évaluer le score de l’indice de fragilité dans les groupes d’...

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Discussion

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La cohérence dans l’évaluation des nombreux critères subjectifs qui peuvent être présents avec les déficits est essentielle au succès de cet indice de fragilité. Plusieurs mesures peuvent être prises pour assurer la qualité des résultats et la fiabilité globale de cet indice. Le même enquêteur peut être utilisé pendant l’observation, ce qui garantit que le même jugement du score de déficit sera donné pour tous les animaux et à tous les points temporels. Si la conception de l’expérience o...

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Déclarations de divulgation

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Tous les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Avec le soutien de NIH R01 AG057052

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Échelle numérique (multi-unités)ArbreKHR3001
Peroxigard  ; Prêt à utiliserVirox Technologies IncPRTU242101  ;Désinfectant

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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