Article de méthode

Flux de travail standardisé SDS-PAGE pour le profilage personnalisé de la corona protéique dans la détection précoce du cancer

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DOI :

10.3791/69090

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19 décembre 2025

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1NanoDelivery Lab, Department of Molecular Medicine, Sapienza University of Rome

Dans cet article

Résumé

Ce protocole standardise l’analyse SDS-PAGE pour le profilage personnalisé de la corona protéique sur les nanoparticules, permettant une détection reproductible, évolutive et à faible coût de signatures spécifiques au cancer. Conçu pour le diagnostic précoce de l’adénocarcinome canalaire pancréatique, il offre une alternative pratique et alignée sur le REASSURED aux méthodes protéomiques complexes, tant en milieu de recherche que clinique.

Résumé

La formation d’une couronne protéique (PC) personnalisée sur les nanoparticules (NP) lors de l’exposition à des fluides biologiques s’est imposée comme une stratégie prometteuse et peu invasive pour la détection précoce du cancer. Cette étude introduit un protocole standardisé pour le profilage de la corona protéique utilisant l’électrophorèse du gel de sulfate de dodécyle de sodium polyacrylamide (SDS-PAGE), optimisé pour garantir robustesse, reproductibilité et automatisation. La méthode a été rigoureusement validée sur une variété de plateformes de nanoparticules (NP), de sources de plasma et de conditions expérimentales, démontrant des profils reproductibles de manière constante avec une variabilité minimale dépendante de l’opérateur. Comparée aux techniques de protéomique conventionnelles, cette approche offre une solution plus rapide et plus économique, qui répond aux critères REASSURED de l’Organisation mondiale de la santé pour le diagnostic. Appliqué à l’adénocarcinome ductal pancréatique (PDAC), une malignité très agressive avec des biomarqueurs précoces limités, ce flux de travail a atteint des précisions de classification allant jusqu’à 90 %, même chez les patients à un stade précoce. Cette plateforme standardisée marque une avancée significative vers des outils diagnostiques évolutifs, cliniquement transférables et abordables pour le dépistage du cancer.

Introduction

Couronne de protéine nanoparticulaire (NP-PC)

La caractérisation du PC qui se forme à la surface des NP après leur exposition à des fluides biologiques s’est imposée comme une stratégie puissante pour le diagnostic des maladies et la médecinepersonnalisée 1. Cette couche de protéines adsorbées, dynamique et spécifique à la maladie dans sa composition, transforme l’identité synthétique des NP et alimente leurs interactionsbiologiques 2. La composition du PC n’est pas aléatoire mais dépend fortement à la fois des propriétés physico-chimiques des NP et de l’environnement biologique dans lequel ils sontintroduits 3. Des facteurs tels que la taille, la forme, la charge de surface et la composition des NP peuvent influencer significativement l’affinité, la cinétique et l’agencement structurel des protéines adsorbées. De même, le fluide biologique, sa source, sa complexité et son état de maladie jouent un rôle clé dans la détermination de la composition finale de la couronne 4,5,6.

La nature dynamique de la couronne complique encore son analyse, sa structure évoluant au fil du temps, passant d’une couche extérieure molle et faiblement liée à un noyau interne plus stable et fortementadsorbé 7,8. Cette architecture évolutive, résultant d’événements d’adsorption protéique compétitifs, nécessite des approches temporelles et standardisées pour être caractérisée de manière significative9. Malgré cette complexité, il est désormais largement reconnu que le PC n’est pas un simple artefact, mais une couche biologiquement informative capable de capturer les altérations systémiques de la maladie de manière non invasive. L’objectif de la méthode décrite dans cet article est de standardiser l’utilisation de SDS-PAGE pour le profilage robuste, reproductible et accessible du PC personnalisé, en particulier pour la détection précoce du cancer par biopsieliquide 10.

Le PC personnalisé et sa pertinence dans la détection du cancer

La base scientifique de cette méthode réside dans le concept de PC personnalisé. Lors de l’incubation avec plasma du patient, les NP adsorvent une empreinte unique de protéines qui reflète l’état physiologique ou pathologique del’individu 11,12. Ce concept a été confirmé par des études montrant des modifications significatives de la composition du PC en présence de maladies, notamment l’adénocarcinome canalaire pancréatique (PDAC), le cancer dupoumon 13, le méningiome14 et le glioblastomemultiforme 15. Plus précisément, dans le PDAC, les PC dérivés du plasma des patients diffèrent substantiellement de ceux des donneurs sains. Ces différences ont été exploitées dans des modèles de classificateurs atteignant une précision diagnostique allant jusqu’à 90 %. Le PC sert ainsi de concentrateur nanométrique des signaux spécifiques àla maladie 16.

Des travaux récents ont démontré que les PC de patients atteints de cancer sont enrichis en protéines impliquées dans l’inflammation, la coagulation, l’activation du complément et le transport extracellulaire des vésicules, des voies biologiques connues pour être dérégulées dans le cancer17. Ces schémas protéiques sont hautement reproductibles au sein des catégories individuelles de patients, mais clairement distincts selon les différents états pathologiques, ce qui suggère que la corona peut fonctionner non seulement comme un capteur général de la maladie, mais aussi comme un classificateur spécifique à chaque maladie. Dans le contexte de la PDAC, l’une des malignités les plus mortelles et insidieuses, notre groupe a été pionnier dans les tests sanguins NP-activés (NEB) basés sur la caractérisation PC 18,19,20. Cette approche peu invasive exploite la capacité des NP à enrichir sélectivement des protéines plasmatiques à faible abondance et altérées par la maladie, les rendant détectables par séparation électrophorétique simple et de travail de travail.

Avantages par rapport aux techniques protéomiques conventionnelles

La raison de développer cette approche découle des limites des techniques de protéomique conventionnelles telles que la spectrométrie de masse (EM), qui, bien qu’offrant une couverture protéomique profonde, sont coûteuses, longues et peu adaptées au dépistage à haut débit ou au diagnostic au pointde soin 21. Un autre défi majeur réside dans la complexité intrinsèque de la SEP, où les variations dans la préparation des échantillons, l’étalonnage des instruments, les paramètres d’acquisition et les flux de travail d’analyse des données contribuent à des différences significatives entre les laboratoires dans la composition du PCrapporté 22. En revanche, l’analyse SDS-PAGE du PC offre un moyen rapide et économique de capturer les schémas protéomiques liés aux maladies. De manière cruciale, la lecture SDS-PAGE ne dépend pas de l’identification absolue des biomarqueurs individuels, mais de la détection de changements systématiques dans le profil protéique global, qui peuvent être analysés par densitométrie et statistiques multivariées.

Contrairement aux tests à base d’anticorps, qui sont limités à des cibles connues et sujets à la réactivité croisée, SDS-PAGE offre une vision impartiale du paysage protéique, préservant l’intégrité de l’échantillon original et permettant une intégration en aval avec des plateformes complémentaires telles que LC-MS/MS pour l’identification des protéines. De plus, puisque SDS-PAGE ne nécessite pas d’étapes de fractionnement ou d’épuisement de l’échantillon, il est particulièrement adapté à l’analyse d’échantillons biologiques à faible volume, une caractéristique essentielle pour les applications impliquant un diagnostic précoce ou un dépistage de populationsfragiles 23. Pour toutes ces raisons, ce protocole est conforme à plusieurs des critères ASSURÉS de l’OMS (Connectivité en temps réel, Facilité de collecte des échantillons, Abordable, Sensible, Spécifique, Convivial, Robuste, Sans équipement et Livrable), ce qui en fait un outil pratique pour un diagnosticévolutif 24. Sur la base de ces preuves, il a été émis l’hypothèse que les NP incubés avec plasma patient adsorvent un PC reproductible spécifique à la maladie, pouvant être systématiquement profilé à l’aide de SDS-PAGE. Nous proposons en outre qu’une analyse électrophorétique standardisée de ces coronas personnalisées puisse distinguer les patients atteints de cancer des individus en bonne santé, fournissant ainsi un outil diagnostique robuste et cliniquement traduisible.

Flux de travail et applicabilité clinique

Le protocole de profilage corona basé sur SDS-PAGE systématise chaque étape : de la préparation et incubation des NP avec plasma dilué, à l’isolement de la couronne, à l’électrophorèse sur gel et à l’analyse densitométrique quantitative (Figure 1). Des paramètres clés tels que le temps d’incubation, la dilution plasmatique et le type NP25 sont finement ajustés pour garantir une capture optimale des protéines et une résolution d’image en gel. Le protocole traite également de préoccupations pratiques telles que le débit d’échantillon, la stabilité du stockage et la cohérence batchà batch 26. De plus, étant une technique non destructive, SDS-PAGE peut être combinée sans effort avec des approches protéomiques complémentaires telles que la SEP pour identifier la composition moléculaire des bandes protéiquesindividuelles 15. Le flux de travail a été optimisé pour une haute reproductibilité interopérateurs, incluant la compatibilité avec les plateformes de pipetage manuelles et automatisées, et il est robuste à travers différentes chimies NP et concentrations plasma. Ces caractéristiques garantissent que la méthode peut être appliquée dans divers contextes de laboratoire, la rendant accessible aussi bien aux centres de diagnostic centralisés qu’aux laboratoires de recherche décentralisés. Ainsi, cette technique est particulièrement adaptée aux chercheurs et cliniciens impliqués dans le diagnostic précoce, la découverte de biomarqueurs et la nanomédecine translationnelle. Il est applicable à un large éventail de pathologies et adaptable à divers fluides biologiques au-delà du plasma, y compris la salive ou l’urine. La flexibilité et la robustesse de ce protocole en font un candidat solide pour l’intégration dans les pipelines de validation clinique, les études de dépistage à grande échelle et les plateformes de point de soins.

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Protocole

Ce protocole fournit un flux de travail détaillé et standardisé pour la préparation, l’incubation avec plasma humain (HP), l’isolement et l’analyse du PC formé sur différents types de NP. La figure 2 est une représentation graphique de l’ensemble du protocole, décrivant les étapes expérimentales séquentielles de la synthèse NP à l’analyse multivariée SDS-PAGE des profils protéiques. Il est important de noter que la méthodologie a été standardisée par notre groupe, comme le démontrent les travauxprécédents 18,26, garantissant la reproductibilité et la fiabilité des résultats. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation et caractérisation des NP

  1. Nanosheets GO
    1. Diluez une solution de 4 mg/mL dans de l’eau ultrapure à la concentration désirée. Sonicez pendant 2 minutes à 28 % d’amplitude (impulsion : 0,8/0,6 s) pour assurer une bonne dispersion.
    2. Quantifier la concentration à l’aide de la spectroscopie UV-Vis
    3. Mesurer la taille hydrodynamique et le potentiel zêta par diffusion dynamique de la lumière (DLS) à l’aide d’un laser He-Ne de 633 nm. Préparez les échantillons par dilution dans de l’eau ultrapure selon les limites de détection des cuvettes (par exemple, dilution 1:100 pour des cuvettes de 1 mL). Moyenne d’enregistrement ± écart-type (SD) à partir de trois répliqués.
  2. Parcs d’or
    1. Utilisez des NP d’or stabilisés au citrate à 100 nm (concentration à partir de stock : 3,8E+9 particules/mL) sans modification supplémentaire.
    2. Mesurer la taille hydrodynamique et le potentiel zêta par diffusion dynamique de la lumière (DLS) à l’aide d’un laser He-Ne de 633 nm. Préparez les échantillons par dilution dans de l’eau ultrapure selon les limites de détection des cuvettes (par exemple, dilution 1:100 pour des cuvettes de 1 mL). Les enregistrements signifient ± SD provenant de trois répliqués.
  3. Liposomes DOTAP
    1. Dissoudre de la poudre de 1,2-dioléoyl-3-triméthylammonium-propane (DOTAP) dans du chloroforme à l’intérieur d’une hotte chimique certifiée tout en portant l’EPI approprié (blouse de laboratoire, gants, lunettes). Évaporez sous vide pendant 2 heures, résuspendez le film lipidique avec de l’eau ultrapure pour atteindre une concentration finale de 1 mg/mL, et hydratez-vous toute la nuit à 4 °C. Enfin, extrudez la solution de liposome 20 fois à travers un filtre en polycarbonate de 0,1 μm.
    2. Mesurer la taille hydrodynamique et le potentiel zêta par diffusion dynamique de la lumière (DLS) à l’aide d’un laser He-Ne de 633 nm. Préparez les échantillons par dilution dans de l’eau ultrapure selon les limites de détection des cuvettes (par exemple, dilution 1:100 pour des cuvettes de 1 mL). Les enregistrements signifient ± SD provenant de trois répliqués.
      ATTENTION : Manipulez le chloroforme dans une hotte à fumée avec un équipement de protection complet (EPI). Éliminer les déchets de solvants organiques conformément aux procédures institutionnelles de sécurité chimique.
      REMARQUE : Pour le GO avec des distributions de taille centrées environ à 300 nm, sonicer pendant 10 minutes à 125 W, centrifuger à 7 700 x g pendant 30 minutes à 4 °C, collecter le surnageant, centrifuger à nouveau à 18 620 x g pendant 30 minutes, puis resuspendre le pellet. Pour les GO avec des distributions de taille centrées environ à 100 nm, sonicez 3 × 180 min à 4 °C, centrifugez à 10 000 x g pendant 30 minutes, à 4 °C après chaque tour, et collectez le surnageant final.

2. Préparation du plasma humain

  1. Plasma humain commercial (HP)
    1. Diluer le plasma lyophilisé commercial avec de l’eau ultrapure si besoin.
    2. Centrifugez le plasma reconstitué à 18620 x g pendant 15 minutes à 4 °C, collectez le surnageant et conservez à -80 °C jusqu’à utilisation.
  2. HP dérivée du patient
    1. Centrifugez des échantillons de sang à 1216 x g pendant 10 minutes à 4 °C et collectez le surnageant pour la séparation du plasma.
    2. Des échantillons de plasma de 450 μL dans des tubes à faible liaison protéique de 0,5 mL et conservés à -80 °C jusqu’à utilisation.
      REMARQUE : Tous les échantillons de plasma humain sont prélevés conformément aux directives éthiques institutionnelles, et le consentement éclairé a été obtenu de tous les participants.
      ATTENTION : Le plasma humain est bio-dangereux. Utilisez une poignée à l’intérieur d’un meuble de biosécurité (BSC) à l’aide de gants, d’une blouse de laboratoire et de lunettes de protection. Éliminer tous les matériaux contenant du plasma conformément aux réglementations institutionnelles sur la biosécurité et l’élimination des déchets.

3. Formation du PC

  1. Manutention manuelle des liquides
    1. Déterminer le rapport NP optimal : plasma en quantifiant la concentration de protéines via un test d’acide bicinchoninique (BCA) pour ajuster la dilution plasmatique.
    2. Ajoutez 100 μL de suspension NP à 100 μL de plasma pour atteindre les concentrations plasmatiques souhaitées.
    3. Incubez à 37 °C pendant 1 heure.
      REMARQUE : Pour le test BCA, mélangez les réactifs A et B (50:1), préparez les dilutions standard BSA, ajoutez 10-25 μL échantillon/réactif standard + 200 μL, incubez 30 min à 37 °C, et mesurez l’absorbance à 562 nm. Les concentrations plasmatiques sont généralement ajustées entre 0,5 % et 50 % v/v par rapport au volume NP, selon le type de NP. Pour la GO, utilisez des concentrations plus faibles (de 0,5 % à 5 % recommandées) ; pour les NP DOTAP/or, utilisez des concentrations plus élevées (jusqu’à 50 %). Utilisez des tubes à faible liaison protéinés de 1,5 mL.
  2. Protocole d’incubation automatisé
    1. Chargez le protocole logiciel de manipulation des liquides sur la plateforme de pipetage automatisée (têtes de 20 μL + 200 μL)
    2. Distribuez 100 μL de chaque type de NP dans des tubes à faible liaison de 1,5 mL.
    3. Ajoutez le plasma reconstitué préparé comme en 2,1 et 2,2, selon la formule suivante :
      où VNP est le volume de suspension NP. Pour 100 μL de NP :
      figure-protocol-1
      5 % : 5,3 μL de PV
      20 % : 25 μL HP
      50 % : 100 μL HP
    4. Ajoutez de l’eau ultrapure pour atteindre 200 μL :
      5 % : 94,7 μL
      20 % : 75 μL
      50 % : aucun
    5. Échantillons de mixage :
      5 % : cycles de 15 μL
      20 % : cycles de 50 μL
      50 % : cycles de 100 μL 3,2,6. Incuber à 37 °C pendant 1 h
      REMARQUE : La Figure 1 supplémentaire illustre l’interface graphique de la configuration automatisée utilisée pour préparer les mélanges NP-HP à trois concentrations plasmatiques finales (5 %, 20 % et 50 % v/v), chacune en triple exemplaire. La disposition du pont comprend des supports à extrémité, un réservoir de déchets et un support à tubes à faible liaison 3 × 4 contenant des suspensions NP (GO, nanosphères dorées et liposome DOTAP) (NP), des HP et de l’eau ultrapure (H2O). Utilisez des tubes à faible liaison protéique.

4. Analyse PC par SDS-PAGE

  1. Isolation des PC
    1. Centrifugez les échantillons NP-HP à 18 620 x g, 4 °C, pendant 15 minutes. Un comprimé visible doit être présent au fond du tube. Écartez soigneusement le surnageant, qui devrait paraître clair avant de continuer (voir Figure supplémentaire 2).
    2. Lavez la granule avec 200 μL d’eau ultrapure, resuspendez-le, puis centrifugez-le à nouveau. Répétez cette étape deux fois. Après le lavage final, un pellet compact devrait encore être visible, confirmant l’isolement réussi des complexes NP-protéiques (voir Figure supplémentaire 2).
    3. Préparer le tampon de chargement (LB) :
    4. Calculez le volume total LB en fonction de l’état plasmalogique et de l’agent réducteur de mélange (1:10), des protéines tampons SDS (1:2) et de l’eau.
    5. Réinjectez le pellet dans le volume approprié de 1x LB et faites bouillir à 100 °C pendant 10 minutes.
    6. Centrifugez à 18 620 x g, 4 °C, pendant 15 minutes. Récupérez le surnageant.
  2. Chargement d’exemple SDS-PAGE
    1. Préparez l’échelle en diluant la norme molaire (MW) avec le tampon de chargement.
    2. Dilue 10x Tris/Glycine/SDS en passant le tampon à 1x.
    3. Assemblez la chambre d’électrophorèse avec un gel à gradient sans taches à 4 % à 20 % et ajoutez un tampon courant jusqu’à atteindre le niveau recommandé indiqué par le fabricant.
    4. Chargez des échantillons de 10 μL et une échelle de 7 μL dans chaque puits. Faites fonctionner du gel à 150 V pendant ~90 minutes à température ambiante.
      REMARQUE : Le volume de LB doit être calculé en fonction de la concentration plasmatique sélectionnée dans 3.1.1 afin d’assurer une visualisation optimale des protéines dans l’image en gel (typiquement 10 μg de protéines dans 20 μL LB).
      ATTENTION : Pour une reproductibilité optimale, effectuez une analyse SDS-PAGE à partir d’échantillons de plasma NP fraîchement préparés. Le stockage des granulés lavés à -80 °C pendant 24 heures a entraîné des modifications détectables à la fois des propriétés physicochimiques (après resuspension et des mesures du potentiel DLS/zêta) et des empreintes digitales corona protéiques (lorsque les granulés ont été traités à partir de l’étape 4.3.1 du protocole ; voir Figure supplémentaire 3).

5. Analyse des schémas protéiques

  1. Traitement d’image
    1. Gel d’image à l’aide d’un imageur chimiluminescence.
    2. Traiter l’image du gel comme suit :
      1. Importez l’image gel et enregistrez-la en fichier TIFF, corrigez-la pour les effets indésirables, par exemple les distorsions obliques des voies qui affectent particulièrement les voies périphériques. Détectez toutes les voies de gel. Soustrais le signal de fond de l’image.
      2. Calibrez les déplacements verticaux en convertissant des unités de pixels en unités de poids moléculaire, sur la base d’un ajustement exponentiel à double terme de la voie de marqueur. Générez des sorties graphiques pour visualiser les profils d’intensité et les distributions de signaux spécifiques à chaque voie.
    3. Exportez les données traitées, c’est-à-dire les profils unidimensionnels calculés.
    4. Calculez les distributions de poids moléculaires en normalisant les profils, et calculez les aires entières sur les plages de MW désirées pour chaque voie.
    5. Exportez les données de sortie, c’est-à-dire les zones intégrales dans les plages de poids moléculaire spécifiées.
  2. Analyse multivariée pour le diagnostic
    1. Appliquer l’analyse discriminante linéaire (LDA) ou d’autres méthodes multivariées pour l’analyse de classification.
    2. Calculer la précision, la sensibilité, la spécificité et effectuer l’analyse ROC.
      REMARQUE : Les scripts utilisés pour le traitement d’image, la normalisation des profils, l’ajustement et la classification sont disponibles àpartir de 27, où le manuel d’utilisateur correspondant est également fourni.
      ATTENTION : Suivez les protocoles de biosécurité lors de la manipulation du plasma humain.

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Résultats

L’un des principaux défis dans la standardisation des expériences PC réside dans la minimisation de la variabilité technique et dépendante de l’opérateur, comme l’a déjà souligné cette étude26. Des questions restent ouvertes concernant l’influence de variables expérimentales telles que le biais de l’opérateur et l’impact des outils automatisés sur lareproductibilité 18,28.<...

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Discussion

Polyvalence et reproductibilité des méthodes à travers les types de NP

Le protocole présenté ici fournit un flux de travail standardisé et reproductible pour isoler et caractériser le PC formé sur NP lors de l’incubation avec HP. Comme démontré dans des études antérieures et actuelles, la méthode permet la génération d’empreintes digitales moléculaires basées sur SDS-PAGE qui capturent des caractéristiques biologiquemen...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

La recherche a été partiellement financée par le MUR, Plan national d’investissements complémentaires au NRRP, financé par l’Union européenne - NextGenerationEU, projet « D3 4 SANTÉ - Diagnostics numériques, pronostics et thérapeutiques pour des soins de santé durables ». PNC0000001, Spoke 3 Linea tematica 2, missione 4, componente 2 CUP : B53C22006120001. Ce travail a également été soutenu par la Fondation AIRC dans le cadre du projet IG 2020-ID. 24521, P.I. Pozzi Daniela.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
TUBE de liaison protéique de 1,5 MLeppendorf22431081
10x Tris/Glycine/SDSBiorad1610732
CentrifugeuseLabortechnikZ 216 MK HermleUtilisé à 18 620 RCF pendant 20 minutes à 4 °C ; C
Système d’imagerie ChemiDocBio-Rad12003153Utilisé pour l’acquisition d’images sur gel
ChloroformeSigma AldrichC2432-1LSolvant pour DOTAP
Corning 1-200 & micro ; Embouts de pipette en vrac L Universal FitCorning4845
Gélices préfabriqués Criterion TGX sans tachesBiorad5678095
Eau distillée 6 x 1LThermo Fisher15230001
DOTAP (1,2-dioléoyl-3-triméthylammonium-propane)Lipides polaires avanti890890P-200mgUtilisé pour préparer des liposomes cationiques ; dissous dans le chloroforme, évaporé, hydraté et extrudé
Alimentation Enduro 300V   ;Labnet  ;E0303-230V
Lecteur de microplaques GloMax DiscoverPromegaGM3000
Nanoparticules d’or (stabilisées au citrate)Sigma-Aldrich742031-25MLUtilisé comme nanomatériau ; Utilisé sans purification supplémentaire
Gel de polyacrylamide dégradé (4 et ndash ; 20 % TGX)Bio-Rad5678095Utilisé pour SDS et ndash ; PAGE
Instrument de subvention   ; Thermoshaker HC24N (24 microtubes de 1,5 mL)Fisher scientifiquePHMT-PSC24N
Solution d’oxyde de graphène (GO)GraphèneGO-4-1000Utilisé comme nanomatériau ; dilué à 0,25 mg/mL et sonique
Plasma humain (HP)Sigma-AldrichP9523-5MLUtilisé pour l’incubation de nanoparticules
Logiciel ImageLabBio-Rad. Version 6.1.0.07/Utilisé pour exporter une image gel sous forme de fichiers tiff
Tampon de chargement de Laemmli 2xBiorad1610737Utilisé pour la resuspensione des granulés
MATLABMathWorks. Version R2022a/Utilisé pour le traitement d’images, l’analyse de données et le calcul de profils
Mini-extrudeurLipides polaires avanti610020Utilisé pour la préparation des liposomes
Agent réducteur d’échantillons NuPAGE (10X)Thermo ScientificNP004
Tampon de solution de phosphateCorning  ;21-031-cmUtilisation pour les échantillons DOTAP-HP
Kit de test protéique Pierce BCA, 1 kit (1 L)ThermoFisher23225
Pointes de pipette claires 0,5-10ulAxygèneT-300-STK
PIPETMAN L P10L, 0,5-10 & micro ; L, Éjecteur métalliqueGilsonFA10002M
PIPETMAN P20, 2-20 & micro ; L, Éjecteur métalliqueGilsonF144056M
PIPETMAN P200, 20-200 & micro ; L, Éjecteur métalliqueGilsonF144058M
Système automatisé de pipetage PIPETMAXGilsonGSYS0021Utilisé pour la manipulation automatisée des échantillons
Filtre en polycarbonate (0,1 & micro ; m)Lipides polaires avanti610005-1EAUtilisation pour l’extrusion de liposomes
Protéines Precision Plus Protein All Blue PrestainedBiorad1610373
Standards Precision Plus Protéine Non colorée   ;Biorad1610363EDU
Sonicateur à cellules vibra VC505Sonics and Materials inc.VC505
ZetaSizerMalvernZS90Utilisé pour la diffusion dynamique de la lumière (DLS) et la microélectrophorèse (ME)

Références

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