Une méthode chirurgicale pour l’intervention de la structure sous-valvulaire par approche transaortique chez des porcs Bama normaux

Summary

Cette étude présente une méthode chirurgicale pour l’intervention de la structure de la valve aortique sous-valvulaire en utilisant une découpe tissulaire ciblée via une approche transaortique chez des porcs Bama normaux.

Abstract

Les anomalies de la structure sous-valvulaire entraînant des altérations du voion de sortie du ventricule gauche (SCOP) et une hypertrophie myocarde sont des caractéristiques anatomiques des maladies cardiaques structurelles telles que la cardiomyopathie hypertrophique (MCH). Cette étude établit une méthode chirurgicale pour l’intervention de la structure subvalvulaire aortique via une approche transaortique chez des porcs Bama normaux. Les animaux ont été obtenus auprès d’un fournisseur certifié de porcs expérimentaux à Pékin (Licence n° SCXK (Jing) 2018-0008). Cette méthode a été validée chez trois femelles Bama miniatures en bonne santé, âgées d’environ 33 à 35 semaines, pesant entre 30 et 35 kg au moment de l’opération. La procédure comprend une sternotomie médiane et une incision de la paroi aortique antérieure, réalisées sous assistance de pontage cardiopulmonaire (CPB), un arrêt cardiaque hypothermique, ainsi qu’une visualisation directe des régions LVOT et sous-valvulaire. La traction tissulaire ciblée, la localisation et la découpe sont utilisées pour remodeler la structure sous-valvulaire.

Le processus chirurgical complet comprend l’induction de l’anesthésie, la pose d’un cathéter veineux central et d’un cathéter urinaire, la désinfection et le drapage du site chirurgical, la sternotomie médiane, l’incision péricardique et la mobilisation cardiaque. La CPB est établie par drainage de l’atrie gauche et une perfusion coronaire rétrograde. Après une incision antérieure de la paroi aortique, le ventricule gauche est accédé à travers la valve aortique, et une intervention tissulaire sous-valvulaire est réalisée en cas d’arrêt cardiaque. La procédure se termine par la fermeture aortique, la reprise du battement cardiaque, le retrait de la CPB et la fermeture thoracique. Tout au long de la procédure, la stabilité hémodynamique a été maintenue et l’animal est resté en bon état sans mortalité intraopératoire. Après l’opération, les surfaces coupées étaient lisses et les structures environnantes restaient intactes.

Cette méthode démontre une grande reproductibilité et une grande contrôlabilité procédurale, fournissant un modèle d’intervention chirurgicale stable pour étudier l’intervention de la structure sous-valvulaire. Il offre également une plateforme technique pour réaliser des analyses histologiques, la validation chirurgicale et l’évaluation de stratégies d’intervention.

Introduction

Les anomalies des structures sous-valvulaires du ventricule gauche jouent un rôle crucial dans diverses maladies cardiovasculaires, en particulier chez les patients atteints de cardiomyopathie hypertrophique (MCH), où des anomalies sous-valvulaires contribuent à l’obstruction du voion de sortie du ventricule gauche (SCOP) et à l’hypertrophie^{interventriculaire du septum 1}. Ces changements structurels nuisent non seulement à l’obturation et à l’éjection ventriculaires, mais peuvent également entraîner des complications graves telles que des arythmies ventriculaires, une mort subite cardiaque et une insuffisance cardiaque^{chronique 2}. Cliniquement, la résection chirurgicale transaortique des tissus ventriculaires gauches est souvent employée chez ces patients pour soulager l’obstruction de la TSVV et améliorer le^{pronostic 3}. Cependant, seules quelques études ont examiné systématiquement les changements physiologiques et les processus de remodelage ventriculaire après cette intervention chirurgicale, limitant son application à la recherche fondamentale et au développement thérapeutique translationnel.

Divers modèles animaux ont été largement utilisés pour étudier les changements structurels sous-valvulaires et les stratégies d’intervention. Ces modèles ont contribué de manière significative à la compréhension des mécanismes moléculaires et tissulaires ; Cependant, ils présentent des limites notables dans la simulation des interventions chirurgicales cardiaques cliniques, notamment pour obtenir une exposition précise et une découpe tissulaire ciblée du ventricule gauche. Des problèmes tels que la distorsion anatomique, une précision chirurgicale insuffisante et un prélèvement tissulaire limité ^restent 4,5,6,7. Ces carences entravent l’application plus large de tels modèles dans la recherche sur les mécanismes d’intervention chirurgicale, l’intervention structurelle postopératoire et l’évaluation des biomatériaux.

Ces dernières années, les modèles animaux simulant une intervention de la structure subvalvulaire du ventricule gauche via une approche transaortique sont restés extrêmement limités. Les études existantes se limitent principalement à des modifications des techniques chirurgicales actuelles, cherchant à intervenir dans les structures localisées du tissu ventriculaire par des voies mini-invasives ou des méthodes énergétiques. Cependant, ces approches diffèrent significativement des pratiques chirurgicales cliniques en termes de voies chirurgicales, de pathologies cardiaques intraopératoires et de stratégies d’intervention tissulaire, rendant difficile la reproduction précise des réponses structurelles, hémodynamiques, de reperfusion et mécaniques induites par les interventions^{chirurgicales 8,9}. Ainsi, dans cette étude, nous avons établi un modèle chirurgical reproductible sur grand animal en pratiquant une sternotomie médiane et une incision antérieure de la paroi aortique sous support de pontage cardiopulmonaire (CPB) chez des cochons Bama normaux. Ce modèle permet une exposition directe du voion de sortie du ventricule gauche et de la région sous-valvulaire, suivie d’une découpe tissulaire contrôlée pour favoriser l’intervention de la structure sous-valvulaire, offrant ainsi une plateforme cliniquement pertinente pour de futures recherches.

Plus précisément, ce modèle a été conçu pour reproduire la voie procédurale et l’environnement opératoire de la myectomie transaortique du septum clinique utilisés chez les patients atteints de cardiomyopathie obstructive hypertrophe (HOCM). Il n’est pas destiné à récapituler la physiopathologie de la MCO ni à servir de modèle de la maladie, mais plutôt à reproduire les conditions opératoires dans lesquelles une intervention sous-valvulaire est réalisée.

Ce modèle sert de cadre chirurgical standardisé pour étudier les interventions structurelles sous-valvulaires, évaluer de nouveaux dispositifs chirurgicaux cardiaques et fournir une plateforme de formation reproductible pour la chirurgie cardiaque expérimentale, incluant la formation chirurgicale à l’exposition transaortique à LVOT et la résection sous-valvulaire contrôlée, ainsi que des études aiguës au niveau tissulaire et histologiques suivant des interventions structurelles définies.

Protocol

Toutes les procédures animales ont été approuvées par le Comité Institutionnel de Soins et d’Utilisation des Animaux (IACUC) de l’Académie chinoise des sciences médicales de l’Hôpital de Fuwai, sous le numéro d’approbation 0106-1-20-ZX(X)-21. Toutes les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE et au Guide des National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les animaux étaient hébergés dans des conditions environnementales standard (température 20-26 °C, humidité 40-60 %, cycle clair/obscurité de 12 heures) avec un accès libre à la nourriture et à l’eau.

1. Préparation expérimentale des animaux

1. Obtenez des cochons miniatures Bama adultes normaux auprès d’un fournisseur certifié de cochons expérimentaux à Pékin (Licence n° SCXK (Jing) 2018-0008).
   REMARQUE : Cette méthode a été validée chez trois femelles Bama miniatures en bonne santé, âgées d’environ 33 à 35 semaines, pesant entre 30 et 35 kg au moment de l’opération.
2. Hébergez les animaux dans un environnement barrière standard pendant au moins 7 jours avant l’opération pour l’acclimatation, sous température contrôlée (20-26 °C), humidité (40-60 %) et un cycle clair/obscur de 12 heures, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau.
3. Effectuer une évaluation complète de la santé 24 heures avant la chirurgie, incluant l’évaluation de l’état mental, de l’appétit, des caractéristiques fécales, de l’intégrité cutanée, de la démarche et de l’affection respiratoire.
4. Abstinez de la nourriture pendant 12 heures et de l’eau pendant 4 heures avant l’opération afin de réduire le risque d’aspiration pendant l’anesthésie.
5. Complétez la mesure du poids corporel et l’enregistrement d’identification avant l’opération, ainsi que l’enregistrement des signes vitaux de base.
6. Le jour de l’opération, transférez les animaux dans la zone opératoire pour l’établissement d’accès intraveineux et la préparation à l’induction de l’anesthésie.

2. Préparation préopératoire

1. Établissement d’accès veineux auriculaire
   1. Avant l’induction de l’anesthésie, établissez l’accès veineux par la veine auriculaire marginale comme suit :
      1. Appliquez une pression légère sur la portion proximale de la veine auriculaire marginale pour permettre le plombage veineux. À l’aide d’un cathéter intraveineux 22-G (22 GA × 1,00 in ; 0,8 × 25 mm), insérez l’aiguille le long du tracé du vaisseau, du distal vers la direction proximale.
      2. En observant le retour sanguin, retirez le stylet et faites avancer complètement le cathéter dans la veine. Retirez le noyau de l’aiguille, connectez un robinet d’arrêt à trois voies, et injectez une petite quantité de solution stérile pour confirmer la perpétuité.
      3. Confirmez qu’il n’y a pas de bombement sous-cutané et que l’infusion se déroule sans encombre, puis fixez le robinet d’arrêt avec du ruban adhésif pour stabiliser le cathéter.
2. Anesthésie
   ATTENTION : Vérifiez la profondeur d’anesthésie adéquate et la perte des réflexes avant d’effectuer toute intervention invasive pour prévenir le stress ou la douleur.
   1. Induire l’anesthésie en injectant une solution de propofol à 1 % via la veine auriculaire à une dose de 2 à 4 mg/kg. Une fois que l’animal perd la capacité de se tenir debout, présente une conscience diminuée et s’effondre, transférez-le immédiatement au centre de la table d’opération.
   2. Placez l’animal en position couchée et fixez les quatre membres sur les côtés de la table d’opération à l’aide de sangles de retenue. Placez des coussinets souples sous le dos et le cou pour éviter les blessures par compression.
   3. Après confirmation de l’inconscience, administrez du fentanyl (3-5 μg/kg) par voie intraveineuse pour l’analgésie, suivi d’un atracurium (0,2 mg/kg) pour la relaxation musculaire.
   4. Effectuez une intubation endotrachéale en exposant la glotte avec un laryngoscope. Insérez un tube endotrachéal menotté de taille appropriée (diamètre interne recommandé 6,5-7,5 mm) dans la trachée et avancez-le vers le segment thoracique pour éviter l’obstruction de la bronche crânienne droite.
   5. Connectez le tube à un ventilateur mécanique. Réglez le ventilateur à un volume de marée de 10-12 mL/kg, une fréquence respiratoire de 12-16 respirations/min, une_{FiO 2} à 100 % et un rapport I :E de 1:2. Confirmez la ventilation pulmonaire bilatérale avant de fixer le tube endotrachéal.
   6. Maintenir l’anesthésie pendant la chirurgie en utilisant une perfusion intraveineuse continue de propofol (6-10 mg/kg/h). Ajustez la dose de fentanyl en fonction des signes vitaux de l’animal.
   7. Surveillez en continu l’électrocardiogramme (ECG), la tension artérielle (BP), la saturation en oxygène (_{SpO 2}) et la température corporelle (Température).
   8. Maintenez la température corporelle à 37 ± 0,5 °C pour réduire la demande métabolique et assurer la protection du myocarde lors du pontage cardiopulmonaire. Maintenez une SPO_{de 2}≥ 95 % et maintenez une tension artérielle dans une plage physiologique stable.
3. Préparation chirurgicale de la main
   1. Pratiquez l’antisepsis chirurgicale standard de la main selon le protocole institutionnel. Après le lavage des mains, séchez les mains avec des serviettes chirurgicales stériles avant de porter des gants stériles.
4. Cathétérisation veineuse centrale sous guidage par fil guide
   ATTENTION : Maintenez une technique aseptique stricte pendant la cathétérisation. Manipulez soigneusement les aiguilles et les fils guides pour éviter les blessures accidentelles.
   1. Sélectionnez la veine jugulaire externe droite pour l’accès veineux. Désinfectez soigneusement la zone cutanée locale, puis injectez 5 mL de lidocaïne à 2 % par voie sous-cutanée pour obtenir une anesthésie locale.
   2. Connectez l’aiguille à une seringue et insérez l’aiguille à un angle de 20 à 30° le long du trajet de la veine jugulaire vers la direction crânienne.
   3. Avancez lentement l’aiguille tout en aspirant continuellement jusqu’à ce qu’un retour veineux de sang soit observé. Insérez doucement un fil-guide dans le lumen du vaisseau à travers l’aiguille. Stabilisez le fil guide et retirez l’aiguille avec précaution. Avancez un dilatateur sur le fil guide pour étendre le conduit de perforation, puis retirez le dilatateur.
   4. Insérez un cathéter veineux central au-dessus du fil-guide dans la veine. Avancez le cathéter à une profondeur d’environ 10 à 15 cm, en veillant à ce que la pointe du cathéter soit positionnée dans la veine cave crânienne sans entrer dans l’oreillette droite afin d’éviter toute interférence avec l’occlusion cardiaque intraopératoire.
   5. Retirez le fil guide. Confirmez la persévérance de chaque lumen par aspiration. Rincez chaque lumen avec du sérum physiologique héparinisé (50 UI/mL), et verrouillez le cathéter avec la même solution pour maintenir la permanence.
   6. Sécurisez le cathéter avec des sutures stériles. Appliquez un pansement stérile transparent sur le site de la ponction. Indiquez clairement la fonction du lumen et la profondeur d’insertion du cathéter.
5. Cathétérisme urinaire
   1. Après l’induction et le positionnement de l’anesthésie, désinfectez la zone périnéale à l’aide de boules de coton stériles trempées dans une solution de povidone-iode et laissez-la sécher naturellement. Placez un drapé stérile sur la zone environnante, exposant uniquement l’orifice urétral. Utilisez uniquement des porcs femelles pour faciliter la cathétérisation urétrale.
   2. Dans des conditions stériles, ouvrez un kit de sondes de Foley. Portez des gants stériles, lubrifiez la pointe du cathéter et insérez-la doucement dans l’urètre. Une fois le flux urinaire observé, avancez le cathéter de 1 à 2 cm supplémentaires. Injectez de l’eau distillée stérile dans le ballonnet du cathéter pour le fixer en place. Appliquez une traction douce pour confirmer la fixation.
   3. Connectez le cathéter à un sac de drainage fermé. Fixez le tube à la queue ou sur le côté de la table d’opération avec du ruban adhésif pour éviter toute tension ou contamination. Notez le moment de la pose du cathéter et les détails de la procédure. Pendant l’opération, surveillez en permanence la production urinaire et la perpétuation du drainage.
6. Drapage et établissement du champ chirurgical stérile
   1. Pratiquez à nouveau une antisepsis chirurgicale de la main selon les normes cliniques. Après séchage, revenez sur la table d’opération.
   2. Collaborez avec l’assistant pour couvrir le champ chirurgical. D’abord, placez de petits rideaux stériles et fixez-les avec des pinces à serviette. Ensuite, placez des rideaux de taille moyenne, couvrant le corps sauf la zone opératoire.
   3. Assurez-vous que la zone exposée s’étend du manubrium du sternum jusqu’au processus xiphoïde, d’environ 20 à 25 cm de long et 10 à 12 cm de large, incluant le sternum médian et les marges costales bilatérales.
   4. Après le drapage, effectuez à nouveau une antiseptième rapide de la main. Enfilez des blouses chirurgicales stériles et des gants avec l’aide de l’infirmière. Placez un grand drapeau stérile avec une fenestration, en veillant à ce que seule la zone de l’incision soit exposée tandis que toutes les autres zones restent entièrement couvertes. Alignez la fenestration avec le centre de l’incision et sécurisez les marges pour éviter toute fuite de liquide, complétant ainsi l’établissement du champ chirurgical stérile.

3. Exposition et mobilisation cardiaques

1. Exposition de la cavité thoracique
   ATTENTION : Protégez les mains et les yeux de l’opérateur pendant la sternotomie. Veillez à ce que le rétracteur soit appliqué lentement pour éviter toute déchirure tissulaire ou fracture osseuse.
   1. Effectuer une incision médiane le long du sternum, s’étendant de l’encoche suprasternale jusqu’à environ 2 cm sous le processus xiphoïde, en utilisant un scalpel chirurgical pour inciser la peau et les tissus sous-cutanés. Maintenez une longueur d’incision d’environ 20 cm.
   2. Utilisez un dispositif d’électrocautérisation pour séparer les grands pectoraux du périoste du sternum, exposant ainsi complètement la face antérieure du sternum.
   3. Rétractez doucement les tissus latéraux avec l’aide d’un assistant pour maintenir un champ chirurgical dégagé.
   4. Après avoir exposé le sternum, insérez un couteau de Lebsche sous le processus xiphoïde et appliquez une traction vers le haut.
   5. À l’aide d’un petit marteau, tapotez prudemment et uniformément l’extrémité proximale du couteau de Lebsche pour fendre progressivement le sternum le long de la ligne médiane, en progressant crânialement jusqu’à l’ouverture de la cavité thoracique.
   6. Maintenez une traction continue vers le haut tout au long du processus afin d’éviter une déviation ou une blessure du péricarde. Après avoir terminé la division sternale, placez un rétracteur de côtes Finochietto et élargissez lentement la cavité thoracique de façon bilatérale pour élargir le champ opératoire. Évitez une rétraction excessive pour éviter les blessures pleurales ou les fractures des côtes.
2. Mobilisation cardiaque
   1. Identifiez le parcours des nerfs phréniques bilatéraux le long des surfaces latérales du péricarde (Figure 1A).
   2. Inciser le bord supérieur du péricarde et étendre l’incision parallèlement à l’axe long de l’animal, en la maintenant proche de la ligne médiane pour minimiser le risque de lésion nerveuse (Figure 1B).
   3. Effectuer une dissection contondante bilatéralement pour séparer le péricarde de la plèvre médiastinale et des tissus conjonctifs adjacents.
   4. Après avoir terminé la dissection, exposez le cœur sous visualisation directe. Confirmez l’identification claire des structures anatomiques clés, y compris l’aorte, l’artère pulmonaire, l’appendice auriculaire gauche, l’apex cardiaque et le sinus coronaire.
3. Établissement d’un pontage cardio-pulmonaire (CPB)
   ATTENTION : Assurez-vous que toutes les connexions du circuit CPB sont sécurisées et correctement mises à la terre. Manipulez avec soin les appareils électriques et de perfusion pour éviter les fuites ou les chocs électriques.
   1. Après une exposition cardiaque adéquate, placez une suture à cordon à main à la base de l’appendice auriculaire gauche. Faites une petite incision dans la boucle de suture et insérez une canule de drainage veineuse obliquement vers le bas le long de l’axe de l’appendice auriculaire gauche pour établir la voie de retour veineuse du pontage cardiopulmonaire.
   2. Avancez la canule d’environ 3 à 4 cm pour s’assurer que sa pointe pénètre dans la cavité auriculaire gauche. Fixez la canule à l’appendice auriculaire à l’aide de sutures en soie pour éviter les glissades ou les fuites.
   3. Placez une suture à cordon à main à l’entrée du sinus coronaire. Créez une petite incision dans la boucle de suture et insérez une canule de perfusion pour servir de voie d’entrée pour la délivrance de la cardioplégie et la perfusion myocardique.
   4. Avancez la canule de perfusion d’environ 1 à 2 cm dans le sinus coronaire. Fixez-le avec des sutures en soie pour assurer une position stable.
   5. Connectez toutes les canules à la machine de pontage cardiopulmonaire. Préparez le circuit avec un mélange de 800 mL de solution de Ringer lactée, 1 000 mL de solution de gélatine succinylée et 2 mL d’héparine. Désaïrez soigneusement le circuit et effectuez un test de pression pour confirmer la stabilité.
   6. Surveillez en continu les paramètres de perfusion et le débit tout au long de la procédure, et maintenez le temps de coagulation activé (ACT) au-dessus de 480 s grâce à une héparinisation systémique.
   7. Activez la pompe de retour veineuse pour initier un drainage veineux partiel. Ouvrez progressivement la pompe artérielle pour maintenir la pression de perfusion à 60-80 mmHg. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuite et que le flux du circuit est libre avant d’initier un pontage cardiopulmonaire complet.
   8. Après avoir atteint une CPB stable, infusez lentement une solution refroidie pour la cardioplégie à haute teneur en potassium via le sinus coronaire. Observez l’affaiblissement progressif des contractions cardiaques jusqu’à ce qu’un arrêt cardiaque complet se produise et que l’électrocardiogramme (ECG) affiche une ligne plate. Notez l’heure de l’arrêt cardiaque.
   9. Assurez-vous qu’un arrêt électromécanique complet et un refroidissement myocardique adéquat sont réalisés avant d’initier une intervention sous-valvulaire. Commencez la manipulation tissulaire seulement après avoir confirmé l’absence de contractions ventriculaires et un état d’arrêt stable.
   10. Dans ce protocole, administrez une cardioplégie à dose unique suffisante pour maintenir l’arrêt du myocarde tout au long de la période d’intervention sous-valvulaire. Un re-dosage n’est pas systématiquement nécessaire en raison de la durée relativement courte de la serrage croisée aortique (environ 30 à 40 min).
   11. Appliquez de la glace concassée pré-préparée sur la surface cardiaque pour réduire davantage la température myocardique, diminuer la demande métabolique et renforcer la protection myocardique.

4. Exposition du ventricule gauche et intervention de la structure sous-valvulaire via l’accès aortique

ATTENTION : Manipulez soigneusement les instruments tranchants et les ciseaux lors de l’incision aortique et de la coupe tissulaire. Évitez une traction excessive qui pourrait endommager les structures environnantes.

1. Après avoir atteint l’arrêt cardioplégique et la protection hypothermique, effectuer une incision transversale d’environ 1,0 à 1,5 cm de long sur la paroi antérieure de l’aorte ascendante, située à environ 1,5 à 2,0 cm au-dessus de l’annulus de la valve aortique et orientée perpendiculairement à l’axe long de l’aorte.
2. Insérez deux crochets en feuille courbes dans l’incision aortique respectivement des côtés dorsal et ventral gauche. Rétractez doucement l’incision latéralement pour ouvrir la racine aortique et élargir le champ chirurgical (Figure 2A).
3. Introduisez un porte-aiguille transportant une suture de traction préchargée dans le champ opératoire. Placez la suture sur le tissu sous-valvulaire cible pour faciliter la traction intraopératoire et la localisation précise.
4. Avancez de petits ciseaux courbés à travers l’incision aortique le long de l’axe de l’aorte vers la chambre ventriculaire gauche. Utilisez la suture de traction pour exposer la région sous-valvulaire cible (Figure 2A).
5. En visualisation directe, orientez les ciseaux horizontalement et coupez les structures subvalvulaires désignées de manière contrôlée (Figure 2B). Retirez le tissu reséqué et remettez-le à l’assistant.
6. Irriguez soigneusement la chambre ventriculaire gauche et la lumière aortique avec du sérum stérile pour éliminer tout débris tissulaire résiduels.
7. Fermez l’incision aortique à l’aide de sutures absorbables et continues. Commencez par une extrémité de l’incision et passez séquentiellement l’aiguille à travers l’intima et le substrat, en utilisant des points de suture espacés uniformément pour assurer une fermeture complète et étanche. Après avoir terminé la suture, irriguez à nouveau la surface externe du site de fermeture avec du sérum saline stérile pour nettoyer la zone.

5. Reprise cardiaque et pontage cardio-pulmonaire

ATTENTION : Confirmez la déventilation complète des chambres cardiaques et des lignes de perfusion avant de rétablir la circulation pour prévenir une embolie atmosphaique.

1. Après la fermeture aortique terminée, réduisez progressivement le taux de perfusion coronarienne et arrêtez l’infusion cardioplégie. Simultanément, diminuez progressivement le débit de la pompe cardio-pulmonaire (CPB) afin de permettre une récupération progressive de l’activité cardiaque spontanée.
2. Surveillez en continu le rythme cardiaque à l’aide d’électrocardiographie (ECG) pour détecter le retour du rythme sinusal ou la présence d’arythmies.
3. Après un sevrage réussi de la CPB, inverser l’héparinisation systémique en administrant de la protamine pour neutraliser l’héparine circulante et rétablir la fonction normale de la coagulation.
4. Si le refait cardiaque spontané ne se produit pas dans les quelques minutes, appliquez une défibrillation directe en plaçant des palettes de défibrillateur directement sur la surface cardiaque. Administrez un seul choc à faible énergie et répétez si nécessaire jusqu’à ce que l’activité électrique organisée soit rétablie.
5. Après la restauration des formes d’onde ECG régulières, évaluer l’impulsion apicale, la pulsation coronarienne et la contractilité myocardale globale.
6. Une fois que le rythme cardiaque s’est stabilisé et que la force contractile est satisfaisante, retirez séquentiellement la canule de perfusion du sinus coronarien et la canule de drainage veineux auriculaire gauche. Fermez chaque site de canulation avec des points de suture pour obtenir l’hémostasie.
7. Déconnectez le système CPB. Notez la durée totale de la CPB, le temps de pinçage croisé de l’aorte et le temps avant la reprise cardiaque.
8. Irriguez soigneusement la cavité péricardique avec du sérum stérile et aspirez tout liquide résiduel ou caillot sanguin.
9. Avant la fermeture sternale, placez deux drains fermés dans la cavité péricardique, en positionnant un de chaque côté du cœur. Extérieurisez les conduits de drainage à travers un espace intercostal et reliez-les à des bouteilles de drainage externes.
10. Fermez le sternum à l’aide de quatre fils en acier inoxydable en configuration interrompue. Ensuite, effectuez une fermeture en couches de routine de la paroi thoracique.

Results

Ce protocole chirurgical permet une exposition stable et une coupe contrôlée des structures sous-valvulaires du ventricule gauche. Pendant l’intervention, l’incision aortique a été positionnée avec précision, et l’entrée par l’ouverture aortique a permis de visualiser clairement le conduit de sortie du ventricule gauche et la région sous-valvulaire associée. Le chirurgien a localisé la zone de coupe en appliquant de la traction sur la suture pré-posée et a réalisé une découpe ciblée du t...

Discussion

Des anomalies de la structure sous-valvulaire du ventricule gauche représentent des changements anatomiques critiques chez les patients atteints de cardiomyopathie hypertrophique (MCH), entraînant une compliance ventriculaire altérée, une pression diastolique élevée et une obstruction du voile de sortie ventriculaire gauche (OVV). Ces anomalies structurelles constituent des bases pathologiques majeures du dysfonctionnement cardiaque clinique et des conséquences^{défavorab...}

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
0,9% Sodium Chloride Injection	-	-	Utilisé pour l'irrigation et la dilution des solutions
Machine d'anesthésie	-	-	Délivre des anesthésiques inhalés et un soutien respiratoire
Anesthésiques (Propofol, Fentanyl, Atracurium)	-	-	Utilisés pour l'induction et le maintien de l'anesthésie
Rétracteur aortique	SINOVIEW	RT37008-25	Utilisé pour rétracter l'aorte et améliorer la visibilité
Pinces atraumatiques	SINOVIEW	FC22500-24	Utilisées pour saisir les tissus en minimisant les traumatismes
Solution de cardioplégie (St. Thomas)	-	-	Utilisée pour l'arrêt cardiaque et la protection
Machine et tubulure de bypass cardiopulmonaire	-	-	Utilisées pour maintenir la circulation pendant le CBP
Kit de cathétérisme veineux central	-	-	Établit un accès veineux central
Kit d'intubation endotrachéale et ventilateur	-	-	Maintient les voies respiratoires pendant la chirurgie
Rétracteur à crochet plat	SINOVIEW	RT37000-00	Utilisé pour la rétraction des tissus dans la cavité thoracique
Rétracteur général	-	-	Utilisé pour rétracter les tissus et exposer la zone chirurgicale
Pinces hémostatiques	-	-	Utilisées pour clamper les vaisseaux sanguins ou les tissus pour l'hémostase
Injection de sodium d'héparine	-	-	Utilisée pour l'anticoagulation
Cathéter IV radiopaque 22 GA × 1,00 po	BD Angiocath	381123	Utilisé pour établir un accès veineux
Panier d'instruments microchirurgicaux	SINOVIEW	90X0003	Utilisé pour stocker et transporter les instruments microchirurgicaux
Ciseaux courbés minimalement invasifs	SINOVIEW	SC40230-25	Utilisés dans les procédures minimalement invasives pour des coupes courbées
Ciseaux à double articulation minimalement invasifs	SINOVIEW	SC55001-29	Utilisés pour des coupes précises dans les champs opératoires profonds
Porte-aiguille	-	-	Utilisé pour tenir les aiguilles de suture pendant la couture
Manche et lame de scalpel	-	-	Utilisés pour inciser la peau et les tissus
Draps stériles, sutures, gants, masques	-	-	Utilisés pour maintenir un champ opératoire stérile
Boîte de stérilisation pour instruments de précision	SINOVIEW	90X0401	Utilisée pour le nettoyage et la stérilisation des instruments chirurgicaux
Pinces à tissus (dentées/non dentées)	-	-	Utilisées pour saisir les tissus
Ciseaux à tissus	SINOVIEW	SC35101-25SC	Utilisés pour la coupe générale des tissus
Microforceps à triple articulation	SINOVIEW	FC17010-301	Utilisés en microchirurgie pour une manipulation délicate
Ciseaux ultra-tranchants	SINOVIEW	SC35101-23UC	Utilisés pour la dissection précise des tissus
Cathéter urinaire et sac de drainage	-	-	Utilisés pour la drainage et le suivi des urines
Moniteur des signes vitaux	-	-	Surveille l'ECG, la tension artérielle, la SpO2, la température