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Article de méthode

Effet de la prescription de Yi-nao-jie-Yu sur la dépression post-AVC chez les rats utilisant l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne combinée à la contrainte comportementale

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DOI :

10.3791/69537

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9 janvier 2026

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1School of Traditional Chinese Medicine, Capital Medical University, 2Guang'anmen Hospital, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3Capital Medical University Yanjing College, 4School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 5Beijing Hospital of Traditional Chinese Medicine, Capital Medical University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit l’établissement d’un modèle rat de dépression post-AVC (PSD) en combinant l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) avec un stress léger chronique, une contrainte comportementale et un logement d’isolement, ainsi que l’évaluation des effets thérapeutiques de la prescription Yi-nao-jie-yu (YNJYP) à l’aide de tests comportementaux.

Résumé

La dépression post-AVC (PSD) est une complication courante et traitable de l’AVC, caractérisée par des symptômes dépressifs et somatiques qui nuisent à la récupération et à la qualité de vie du patient. Cette étude décrit un protocole combinant l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) avec la contention comportementale et le logement d’isolement pour établir un modèle de PSD chez le rat, et évalue l’effet thérapeutique de la prescription Yi-nao-jie-yu (YNJYP) sur la neurogenèse adulte chez les rats atteints de PSD. Pour l’établissement du modèle, les rats dans les groupes AVC, PSD, fluoroxétine chlorhydrate (FXT) et YNJYP ont subi la MCAO : une suture monofilament a été avancée de l’artère carotide interne vers l’artère cérébrale moyenne (MCA) pendant 2 heures d’ischémie, suivie d’une reperfusion. Depuis le 7e jour post-MCAO, les rats des groupes PSD, FXT et YNJYP étaient logés en un seul logement et retenus sur une plateforme en forme de T personnalisée pendant 2 heures par jour pendant 7 jours. Les évaluations comportementales comprenaient le test de nage forcée (FST, pour le désespoir), le test de consommation de saccharose (SCT, pour l’anhédonie) et le test en champ ouvert (OFT, pour le comportement exploratoire). À 4 et 8 semaines après un AVC, les rats PSD ont montré une durée d’immobilité plus longue en FST et une préférence au saccharose plus faible chez les rats AVC que les rats AVC (P < 0,01). YNJYP a inversé ces comportements de type dépressif (P < 0,01), avec une efficacité comparable à celle de la FXT. Ce protocole confirme la validité du modèle PSD et le potentiel thérapeutique de YNJYP, soutenu par des expériences rigoureuses et une analyse de données.

Introduction

La dépression post-AVC (PSD) est une complication courante et traitable de l’AVC, qui affecte significativement le processus de rééducation et la qualité de vie des patients. Les patients atteints de PSD souffrent non seulement de troubles fonctionnels physiques, mais subissent aussi des troubles mentaux tels qu’une humeur basse et une perte d’intérêt. Cela entrave grandement la récupération des fonctions neurologiques et augmente même le taux de mortalité. Actuellement, la pathogenèse de la DPP est complexe et implique plusieurs aspects tels que la neurobiologie, le déséquilibre des neurotransmetteurs et la réponse inflammatoire. Il est urgent d’explorer en profondeur des méthodes d’intervention efficaces.

L’objectif global de cette méthode est d’établir un modèle fiable et reproductible de la PSD chez le rat qui imite étroitement la condition humaine en combinant l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) avec le stress léger chronique (CMS, principalement la contention comportementale) et l’isolation, et d’utiliser ce modèle pour évaluer des traitements potentiels comme la prescription Yi-nao-jie-yu (YNJYP). La raison d’être du développement de cette technique découle de la nécessité d’intégrer à la fois l’insulte ischémique initiale et le stress psychologique chronique qui en découle, reconnus comme des éléments clés de la pathogenèse de la PSD, dans un modèle standardiséunique 1,2,3. Comparé aux méthodes alternatives, telles que celles reposant uniquement sur des paradigmes CUMS étendus, ce protocole propose une approche plus ciblée et reproductible en employant une forme spécifique de contention comportementale conçue pour simuler la restriction de mouvement souvent ressentie chez les patients victimesd’AVC 3,4,5.

Ce modèle contribue à la littérature plus large sur la PSD en fournissant un cadre détaillé et pratique pour induire et évaluer la PSD chez les rongeurs, répondant ainsi à un besoin de normalisation dans la recherche préclinique. Les chercheurs intéressés par l’étude des effets physiopathologiques combinés de l’ischémie cérébrale et du stress post-AVC, ou par le dépistage de nouvelles interventions pour la PSD, pourraient trouver ce protocole approprié, car il définit des procédures claires pour la création de modèles, l’application du stress et l’évaluation comportementale.

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Protocole

Le protocole d’étude animale a été approuvé par le Comité des soins et de l’utilisation des animaux de l’Université de médecine chinoise de Pékin. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation

  1. Obtenez 216 rats mâles de Sprague-Dawley (SD) sans agents pathogènes spécifiques (SPF), pesant entre 300 et 320 g.
  2. Acclimatez les rats à l’environnement de logement pendant une semaine avant l’expérience.
    1. Maintenir les conditions de logement à 23 ± 3 °C, 45 % ± 5 % d’humidité, et un cycle lumineux/obscur de 12 heures (lumières allumées à 8h00, éteintes à 20h00).
    2. Hébergez cinq rats par cage avec un accès à la libre volonté à une nourriture et à de l’eau stériles et standard.
      REMARQUE : Minimisez le nombre d’animaux utilisés et réduisez la souffrance grâce à une manipulation douce et des procédures optimisées (par exemple, des contentions réglables pour éviter la suppression respiratoire).

2. Chirurgie de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO)

REMARQUE : Cette étape décrit l’établissement du modèle MCAO/reperfusion (MCAO/R), modifié à partir de Bederson et al.6.

  1. Préparez les rats pour l’opération.
    1. Je jeûne les rats toute la nuit (12 h) avant l’opération (sans restriction d’eau).
    2. Anesthésiez les rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 1 % (50 mg/kg).
      REMARQUE : Aucun autre analgésique n’a été administré, car le pentobarbital sodique était utilisé uniquement comme agent anesthésique.
      ATTENTION : Le pentobarbital sodique est un anesthésique contrôlé. Manipulez dans une hotte à fumée, portez des gants et des lunettes de protection, et rangez dans un placard verrouillé conformément aux règlements institutionnels.
  2. Sécurisez et préparez le site opératoire.
    1. Placez les rats anesthésiés en position couchée et réparez leurs membres.
    2. Raser la fourrure du cou et désinfecter la peau avec un désinfectant approprié (par exemple, 75 % d’éthanol).
  3. Exposez et préparez les vaisseaux du cou.
    1. Faites une incision médiane de 2 à 3 cm sur la peau du cou, puis disséquez brutalement les glandes sous-cutanées et le fascia. Séparez l’artère carotide commune (ACC), l’artère carotide interne (ACI) et l’artère carotide externe (ACE), qui sont formées par les branches de la ACC.
    2. Localiser le CCA, placer deux points de suture en dessous en réserve, en ligare-en une près de l’extrémité du cœur, et nouer un nœud vivant près de la bifurcation du CCA avec l’autre.
    3. Utilisez une pince artérielle pour fermer l’extrémité distale du CCA près de la bifurcation.
    4. Localiser l’ECA et le ligater avec une suture.
  4. Insérez la suture pour obstruer le MCA.
    1. Découpez soigneusement une incision sur la paroi entre le site de ligature de l’extrémité proximale du CCA et le site de serrage de la pince artérielle, puis insérez un bouchon filetage spécial (suture monofilament) dans cette incision.
    2. Ouvrez la pince artérielle et insérez le bouchon fileté dans l’ICA depuis la fourche jusqu’à ce qu’une légère résistance soit ressentie, puis arrêtez (Figure 1).
      REMARQUE : La longueur de la suture (18 mm ± 2 mm) est cruciale pour une occlusion constante de l’ACM ; Ajustez légèrement en fonction du poids du rat (300-320 g).
  5. Induire une ischémie et une réperfusion.
    1. Maintenir l’ischémie pendant 2 heures (strictement chronométrées avec un chronomètre).
    2. Après 2 heures, retirez doucement la suture pour rétablir le flux sanguin MCA, coupez l’excès de suture et retirez la pince artérielle.
  6. Fermez le site opératoire et surveillez la récupération.
    1. Irriguez l’incision avec un sérum physiologique stérile, puis suturez les tissus sous-cutanés et la peau.
    2. Placez les rats dans une cage de récupération (maintenue à 25 ± 1 °C) jusqu’à ce qu’ils reprennent conscience ; Surveillez les saignements ou les troubles pendant 24 heures.
  7. Établissez le groupe d’opérations simulées.
    1. Effectuez la même dissection du cou et exposition des vaisseaux que dans les étapes 2.1-2.3.
    2. Insérez la suture dans le CCA seulement pour 5 mm, puis retirez-la immédiatement ; Suture l’incision sans occlusion MCA.

3. Regroupement des animaux

  1. Divisez les rats au hasard en six groupes (n = 36 par groupe au départ) pour le score neurologique.
    1. Groupe AVC : MCAO uniquement, sans contention comportementale ni traitement médicamenteux.
    2. Groupe PSD : MCAO + contention comportementale + logement isolé, pas de traitement médicamenteux.
    3. Groupe FXT : MCAO + contention comportementale + logement d’isolement + gavage chlorhydrate de fluoxétine.
    4. Groupe YNJYP : MCAO + contention comportementale + logement d’isolement + gavage de prescription Yi-nao-jie-yu (YNJYP).
    5. Groupe vierge : Aucune opération effectuée.
    6. Groupe opératoire factice : Pas de blocage de l’artère cérébrale moyenne.
  2. Excluez les rats ayant des scores de 0 ou 4 ou ceux décédés après l’opération.
    1. Effectuer un Longa7 avec un score neurologique 24 heures après MCAO pour sélectionner les rats qualifiés.
    2. Utilisez l’échelle de Longa à 5 points : 0 = pas de déficit ; 1 = flexion du membre antérieur lorsqu’il est soulevé par la queue ; 2 = marche circulaire vers le côté parétique ; 3 = tomber du côté parétique ; 4 = inconscience ou incapacité à marcher.

4. Administration de fluoroxétine chlorhydride (FXT) et YNJYP

  1. Préparez YNJYP et FXT.
    REMARQUE : YNJYP contient six matériaux médicinaux chinois : Ciwujia (racines d’Acanthopanax senticosus ) 30 g, Yujin (rhizomes de Curcuma longa ) 10 g, Wuweizi (fruits de Schisandra chinensis ) 15 g, Zhizi (fruits de Gardenia jasminoides ) 10 g, Danshen (racines de Salvia miltiorrhiza ) 15 g, et Chuanxiong (Ligusticum chuanxiong (fruits de Schisandra chinensis) 10 g, et Chuanxiong (Ligusticum chuanxiong rhizomes) 15 g (fournis par le Département de Pharmacie, Troisième Hôpital affilié de l’Université de Médecine Chinoise de Pékin). Sur la based’études antérieures 8, la dose administrée intragastrique a été déterminée à 9,92 g/(kg·j).
    1. Dissoudre les capsules d’hydrochlorure de fluoxétine dans de l’eau distillée pour obtenir une concentration de 0,233 g/L lors de l’utilisation. En fonction de la dose adulte multipliée par sept, fixez la dose pour les rats à 2,33 mg/(kg·j).
  2. Administrez des médicaments par la manège.
    1. Commencez le gavage dès le premier jour post-MCAO et continuez jusqu’à la fin de l’expérience, la procédure étant réalisée de manière constante le matin dans tous les groupes.
    2. Administrez la FXT au groupe FXT à 2,33 mg/(kg·j), YNJYP au groupe YNJYP à 9,92 g/(kg·j), et 0,9 % de solution salée normale (10 mL/kg) aux groupes AVC et PSD.
      REMARQUE : Utilisez une aiguille de 1 mL ; Assurez-vous que l’aiguille est insérée dans l’estomac (et non dans la trachée) pour éviter l’aspiration.

5. Stress léger chronique (contrainte comportementale) combiné à un logement d’isolement

  1. Commencez la contention comportementale et l’isolement au 7e jour post-MCAO (pour éviter la phase aiguë d’AVC).
  2. Préparez la plateforme de contention personnalisée en forme de T.
    1. La plateforme se compose d’une base (20 cm × 10 cm × 2,8 cm) et d’une zone de contention (22 cm × 6,6 cm).
    2. La zone de contention contient des fentes pour fixer la tête et les membres du rat ainsi que trois sangles ajustables adaptées à différentes tailles de rats (Figure 2, Figure 3 et Figure 4).
      REMARQUE : La plateforme est modifiée à partir de Chen3 et Tian4, avec des emplacements supplémentaires pour les membres antérieurs afin de simuler la posture parétique des patients victimes d’AVC.
  3. Pratiquez la contention quotidienne.
    1. Choisissez au hasard une fenêtre de 2 heures chaque jour (par exemple, 9h00-11h00 ou 14h00-16h00) pour éviter les biais circadiens.
    2. Fixez chaque rat à la plateforme à l’aide des fentes et sangles ; Ajustez la tension pour éviter les difficultés mais pas la suppression respiratoire.
    3. Maintenez la retenue pendant 2 heures de suite pendant 7 jours consécutifs.
  4. Des rats domestiques isolés.
    1. Transférer les rats des groupes PSD, FXT et YNJYP des logements collectifs (cinq rats par cage) vers des cages individuelles au début de la contention comportementale.
    2. Maintenir un logement individuel jusqu’à la fin de la contention comportementale (post-MCAO jour 14).

6. Test de consommation de saccharose (SCT)

REMARQUE : Sélectionnez au hasard six rats de chaque groupe à 2, 4 et 8 semaines après le MCAO. Tester tous les rats dans l’ordre SCT, OFT et FST.

  1. Préparez les rats pour le test.
    1. Jeûne et prive les rats d’eau pendant 24 heures avant le test.
    2. Assurez-vous que la température de la pièce de test (23 ± 2 °C) et l’éclairage correspondent à l’environnement du boîtier.
  2. Faites le test.
    1. Placez deux bouteilles (150 mL chacune) dans chaque cage : une contenant de l’eau du robinet et l’autre une solution à 1 % de saccharose.
    2. Après 1 heure de consommation gratuite, notez les volumes de solution de saccharose et d’eau consommés.
  3. Calculez la préférence en saccharole.
    1. Utilisez la formule : préférence pour le saccharose ( %) = (Volume de solution de saccharose consommé / volume total consommé) × 100 %.
    2. Inversez les positions des deux bouteilles à mi-parcours de la période de consommation pour éliminer le biais de position.

7. Test en champ ouvert (OFT)

REMARQUE : Sélectionnez le même lot de rats de chaque groupe utilisé pour le FST à 2, 4 et 8 semaines. Jeûnez et privez les rats d’eau pendant 24 heures avant le test afin de maintenir des conditions physiologiques constantes.

  1. Préparez l’appareil de terrain ouvert.
    1. Utilisez une boîte carrée noire avec le sol divisé en 25 grilles égales.
    2. Gardez la salle d’examen calme et faiblement éclairée.
  2. Faites le test.
    1. Place chaque rat dans la grille centrale de la boîte et lance un minuteur de 5 minutes.
    2. Enregistrez l’activité horizontale (nombre de croisements de grille avec les trois quarts des pattes dans une nouvelle grille) et l’activité verticale (nombre de fesses avec les deux quarts des pattes hors du sol par observation manuelle à l’aide de pions portatifs.
    3. Notez le temps passé dans les grilles centrales et la fréquence de toilettage (optionnel, pour des informations comportementales supplémentaires).

8. Test de nage forcé (FST)

REMARQUE : Sélectionnez le même lot de rats de chaque groupe utilisé pour le FST à 2, 4 et 8 semaines. Jeûnez et privez les rats d’eau pendant 24 heures avant le test afin de maintenir des conditions physiologiques constantes.

  1. Préparez l’appareil d’essai.
    1. Remplissez un cylindre en verre avec une quantité d’eau appropriée, en veillant à ce que le niveau d’eau soit suffisamment élevé pour que le rat ne puisse pas se soutenir en touchant le fond avec ses pattes.
    2. Ajustez la température de l’eau à 25 ± 1 °C.
  2. Faites le test.
    1. Placez chaque rat dans le cylindre et laissez-le nager pendant 5 minutes.
    2. Notez le temps total d’immobilité pendant les 5 minutes.
    3. Définissez « immobilité » comme le flottement passif (seulement des mouvements minimes pour garder le nez au-dessus de l’eau) et « activité » comme le fait de pagayer des membres ou de gratter les murs.
  3. Prenez soin des rats après le test.
    1. Retirez le rat du cylindre après 5 minutes, séchez-le avec une serviette, puis placez-le sous une lampe chauffante (30 ± 2 °C) pendant 30 minutes pour éviter l’hypothermie (Figure 5).

9. Analyse statistique

  1. Organisez les données en moyenne ± écart-type (moyenne ± SD).
  2. Analysez les données à l’aide du logiciel SPSS version 20.0.
  3. Avant de réaliser des tests paramétriques, testez les données pour la normalité (en utilisant le test de Shapiro-Wilk) et l’homogénéité des variances (en utilisant le test de Levene). Les données de chaque groupe respectent une distribution normale et satisfont à l’homogénéité de variance.
    1. Utilisez l’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA unidirectionnelle) pour comparer les moyennes d’échantillon entre groupes, combinées avec les tests de moindre différence significative (LSD) et Student-Newman-Keuls (SNK). Utilisez le test de Welch lorsque les variances sont inégales.
  4. Fixer la signification statistique à p < 0,05.

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Résultats

Un total de 5 groupes expérimentaux ont été mis en place dans cette étude pour une détection pertinente. Après analyse statistique des données comportementales de chaque groupe de rats, il a été constaté qu’à la 4e semaine de l’expérience, le temps d’immobilité des rats du groupe PSD dans la FST était significativement augmenté par rapport aux rats du groupe AVC, et que la différence entre les deux groupes était statistiquement significative (P < 0,01) ; parallèlement, la préférence pour...

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Discussion

Dans le processus de construction du modèle d’ischémie cérébrale du rat, il existe diverses méthodes de modélisation, notamment la méthode de ligatura, la méthode de la craniotomie, la méthode de l’asphyxie et la méthode de l’occlusion par fil. Comparée aux trois méthodes de modélisation : ligatura, craniotomie et asphyxie, la méthode d’occlusion par fil présente des avantages significatifs et uniques. Ces avantages résident principalement dans trois aspects clés : la nature minimalement...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Yuankai Su et Yonghao Sun ont rédigé le manuscrit, incluant l’interprétation des résultats et la section discussion. Huiling Tian a mené les expériences et analysé les données. Ning Ding et Xin Wang ont examiné le manuscrit. Zitong Yang et Jingyao Zhao ont contribué à la recherche de données.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Mâles adultes de Sprague-DawleyVital River Laboratory Animal Technology, Pékin, ChineNon. SCXK2012-0001300&ndash ; 320 g
Capsules de chlorhydrate de fluoxétinePatheon France, Jiangsu, Chine0943A
Granules de YNJYPle département de pharmacie, troisième hôpital affilié de l’Université de médecine chinoise de PékinFaits maison
Boîte ouverte pour un test en champ ouvertFaits maison  ;-
Pentophénobarbital sodiqueSigma Corporation of AmericaP3761-5
Le fil d’occlusionBeijing Shadong Biotechnology Co., Ltd2838-A4
Réservoir d’eau pour l’expérience de natation forcéeFaits maison  ;-

Références

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