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Article de méthode

Préparation des tissus néovasculaires à partir de tissus gliomes humains pour l’analyse quantitative de la protéomique de l’angiogenèse tumorale

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DOI :

10.3791/69547

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20 mars 2026

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1Shandong Provincial Key Laboratory of Precision Oncology, Shandong Cancer Hospital and Institute, Shandong First Medical University & Shandong Academy of Medical Science, 2Shandong Provincial Key Medical and Health Laboratory of Ovarian Cancer Multiomics, & Jinan Key Laboratory of Cancer Multiomics, Shandong First Medical University & Shandong Academy of Medical Science, 3School of Medicine, Wayne State University, 4Department of Pathology, The Second Xiangya Hospital, Central South University, 5Hunan Clinical Medical Research Center for Cancer Pathogenic Genes Testing and Diagnosis,, 6Department of The 1st General Surgery, The Third Xiangya Hospital, Central South University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole a préparé avec succès suffisamment de tissus néovasculaires de haute qualité à partir d’échantillons de gliome en utilisant une microdissection par capture laser pour l’analyse quantitative de protéomique de l’angiogenèse tumorale, surmontant les limites des études traditionnellement axées principalement sur les facteurs angiogéniques et fournissant un profil protéomique à grande échelle de l’angiogenèse du gliome.

Résumé

Le gliome représente des tumeurs malignes primaires du système nerveux central avec une incidence et une mortalité significatives. L’angiogenèse tumorale est la marque de fabrique de la physiopathologie du gliome et constitue un événement important dans l’environnement tumoral. La structure aberrante de la néovascularisation tumorale remplit deux rôles : source d’apport nutritique et portail métastatique permettant l’invasion des cellules tumorales dans la circulation sanguine. La thérapie anti-angiogenèse est un sujet brûlant dans le domaine du cancer. La plupart des études précédentes portent sur les facteurs activateurs et inhibiteurs de l’angiogenèse tumorale ; cependant, cela ne clarifie que l’angiogenèse tumorale dans une plage très limitée. Une expression anormale des protéines ou des modifications post-traductionnelles contribuent à la morphologie anormale des vaisseaux sanguins dans le gliome. Ce protocole utilisait la microdissection par capture laser (LCM) pour isoler et purifier une quantité suffisante de tissus néovasculaires isothermes de tissus gliomatiques, ce qui a été utilisé pour l’analyse quantitative de protéomique marquée par isotopes afin d’identifier les protéines exprimées différemment dans les tissus néovasculaires du gliome par rapport aux témoins. Ces données fournissent une base scientifique cruciale pour élucider les mécanismes pathologiques de l’angiogenèse tumorale, découvrir des cibles thérapeutiques anti-angiogéniques et construire des biomarqueurs basés sur l’angiogenèse tumorale.

Introduction

Les gliomes sont des tumeurs du système nerveux central (SNC) hautement hétérogènes issues de cellules gliales qui fournissent un soutien structurel et métabolique auxneurones 1, et sont histologiquement classés en sous-types : astrocytomes, oligodendrogliomes et épendymomes2. Selon le système de classification de l’OMS, les gliomes de grade I et II sont les gliomes de faible grade (LGG), généralement caractérisés par des taux de croissance lentes et une stabilité potentielle à long terme, souvent susceptibles d’une résection chirurgicale basée sur la localisation anatomique. En revanche, les grades III et IV sont les gliomes de haut grade (HGG), principalement indifférenciés et malins, avec un comportement très invasif et un pronostic3 faible. Les traitements actuels restent limités et largement inefficaces ; Bien qu’une résection maximale et sûre combinée à la radiothérapie/chimiothérapie postopératoire améliore modérément le pronostic, des limitations et des toxicités significatives persistent en raison de la croissance infiltrative diffuse des tumeurs et des limites indistinctes empêchant la résectionradicale 4,5. Les gliomes humains, en particulier les de haut grade de gliome, sont des tumeurs malignes très vasculaires dont la croissance, la prolifération et l’invasion dépendent fortement de leur néovascularisation anormale, qui est une caractéristique critique de la malignitédu gliome 6,7. L’étude d’angiogenèse tumorale ciblant présente des mérites scientifiques importants pour des avancées thérapeutiques.

L’angiogenèse implique fondamentalement la prolifation, la migration et la différenciation des cellules endothéliales sous des stimuli spécifiques, avec des recherches axées sur les régulateurs : (i) les inducteurs, dont le facteur de croissance endothélial vasculaire (VEGF)8, la vasorine (VASN)9, le facteur inducteur d’hypoxie 1 (HIF1)10, le facteur de croissance transformateur β (TGF-β)11, l’endocan12, le facteur de croissance dérivé des plaquettes (PDGF)13, et le facteur de croissance épidermique (EGF)14; et (ii) les inhibiteurs, dont l’angiostatine15, l’endostatine16, le récepteur du facteur activateur de plaquettes-1 (TSP-1)17, et les inhibiteurs tissulaires des métalloprotéinases (TIMPs)18. Dans les essais cliniques de phase I/II/III sur les tumeurs cérébrales, la plupart des médicaments anti-angiogéniques ciblent la signalisation VEGF en raison de son rôle central dans l’angiogenèse, illustré par le bevacizumab, un anticorps monoclonal qui inhibe la néovascularisation via le blocusVEGF 19,20,21. Cependant, les essais récents de phase II/III n’ont montré aucun bénéfice global significatif pour les patients atteints de glioblastome avancé recevant bevacizumab plus lomustine par rapport à la lomustineseule 19,20,21,22. De manière critique, la thérapie anti-VEGF améliore les anomalies vasculaires mais ne supprime que l’angiogenèse sans cytotoxicité directe tumorale et peut induire une résistance au traitement. Par conséquent, cibler un ou quelques régulateurs angiogéniques ne permet pas de guérison radicale ; Des stratégies efficaces nécessitent une suppression simultanée de l’angiogenèse et un blocage de l’invasion et des métastases tumorales via les voies vasculaires. La valeur diagnostique et pronostique des protéines dans les gliomes est bien établie, mais le traitement du gliome malin a connu des progrès limités au fil des décennies.

La protéomique peut analyser globalement toutes les protéines dans des échantillons biologiques, y compris les profils d’expression, les modifications post-traductionnelles (PTM) et les interactions, grâce à des techniques basées sur la spectrométrie de masse (EM), incluant les approches descendantes (TDP) et ascendantes (BUP). La SEP à haut débit permet d’identifier des dizaines de milliers de protéines par tir, ce qui la rend essentielle pour l’étude des mécanismes tumoraux et l’identification des cibles thérapeutiques. L’abondance des protéines et ses PTM peuvent être identifiées dans les tissus gliomes et les biopsies liquides telles que le sang et sesdérivés 23,24,25, le liquide céphalo-rachidien 26 etl’urine 27. Pour la vascularisation tumorale, des expressions anormales des protéines et des PTM entraînent des changements vasculaires pathologiques. Les altérations protéiques dans la néovascularisation du gliome peuvent être identifiées par la protéomique, qui stimule le développement de protocoles pour un profilage protéomique fiable de la néovascularisation du gliome.

Cependant, les tissus néovasculaires ne sont qu’un des composants de l’ensemble des tissus gliomes. L’isolement et la purification des tissus néovasculaires à partir de l’ensemble des tissus gliomes est l’étape clé pour une analyse quantitative précise de l’angiogenèse du gliome par protéomie. La microdissection par capture laser (LCM)28,29,30,31 est une approche efficace pour isoler et purifier les tissus néovasculaires à partir de tissus gliomes entiers. Il est très difficile d’obtenir une quantité suffisante de protéines tissulaires néovasculaires pour la protéomique quantitative. En 2007, une équipe de recherche a tenté d’utiliser la LCM pour séparer les tissus néovasculaires du gliome de grade IV pour une analyse protéomique, ce qui n’a identifié que quatre protéines présentant laSEP 32. Par la suite, en 2012, ils ont continuellement utilisé la LCM pour enrichir les tissus néovasculaires des gliomes de grade IV pour une analyse quantitative de protéomie, qui n’a identifié que 29 protéines présentant laSEP 33. Ces deux études de protéomique d’angiogenèse de gliome montrent un débit protéomique très faible dans l’angiogenèse du gliome, ce qui ne peut pas représenter le paysage protéomique complexe de l’angiogenèse du gliome.

Ce protocole a développé une procédure permettant l’acquisition de quantités suffisantes de protéines néovasculaires pour l’analyse quantitative de protéomique de l’angiogenèse du gliome, construisant ainsi un paysage protéomique à grande échelle de l’angiogenèse tumorale. Cela a une valeur scientifique significative pour la découverte de biomarqueurs efficaces basés sur l’angiogenèse et de cibles/médicaments thérapeutiques anti-angiogenèse.

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Protocole

Ce protocole impliquant des échantillons de tissus humains a été approuvé par le Comité d’éthique médicale de la Shandong First Medical University (Approbation n° R202211090133), et un consentement éclairé a été obtenu des patients et de la famille des patients. Les échantillons de gliome utilisés dans cette étude ont tous été prélevés à partir de spécimens réséqués en neurochirurgie du service de neurochirurgie de l’hôpital Xiangya de l’Université Central Sud, incluant 7 cas de tissus d’astrocytome de grade III. Les vaisseaux témoins normaux (n = 3) ont été prélevés à partir de microvaisseaux situés dans le tissu cérébral endommagé à la suite d’un traumatisme cérébral. Tous les patients étaient des premiers patients sans radiothérapie ou chimiothérapie préalable avant l’opération, et ils ont tous été diagnostiqués par le service de pathologie de l’hôpital Xiangya, Université Central Sud. Trois tissus vasculaires contrôlés normaux sont obtenus à partir d’une résection neurochirurgicale de très petits vaisseaux sanguins à partir de lésions cérébrales normales par une force externe (sans gliome) à l’hôpital Xiangya. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Utilisation de la LCM pour isoler les tissus néovasculaires à partir de tissus gliomes humains

  1. Préparer la lame LCM : Enduire manuellement la membrane de polyéthylène naphtalate (PEN) sur des lames métalliques réutilisables, puis stocker les lames revêtues à -80 °C.
    REMARQUE : Des lames métalliques pré-enduites seront utilisées pour adhérer directement aux sections de tissu gelé.
  2. Préparez la solution colorante au bleu de toluidine (0,5 %) : Dissolvez 0,25 g de bleu de toluidine dans 40 mL ddH₂O. Ajoutez un comprimé inhibiteur de protéase et mélangez jusqu’à ce que ce soit complètement dissous. Ajustez le volume à 50 mL avec ddH₂O, filtrez, et conservez sur glace.
  3. Tissu de procédé : Maintenir le cryostat à température de fonctionnement (chambre de -25 °C/tête d’échantillon). Récupérez le tissu gliomique dans un stockage à -80 °C, transférez sur glace, retirez le sang avec du papier filtrant, et sélectionnez les blocs de tissu appropriés pour l’implantation.
  4. Protocole d’insertion tissulaire : disque pré-refroidissement de l’échantillon. Appliquez le médium d’incrustation et enfoncez rapidement le bloc de tissu. Congèle tout le bloc à -25 °C pendant 10 minutes pour le durcir.
  5. Tissu de section et vaisseaux de criblage : tissus de section à 8 μm d’épaisseur. Montez des coupes de tissu sur des lames standard, colorez le tissu avec une solution de coloration au bleu de toluidine et criblez les vaisseaux néovasculaires sous microscopie optique.
    REMARQUE : Si aucun vaisseau n’est détecté, écartez 3 à 5 sections tissulaires et répétez le cycle de coloration jusqu’à l’apparition de régions néovasculaires des vaisseaux.
  6. Montez la section de tissu positive au vase sur la lame LCM préparée : transférez les sections positives sur des lames LCM recouvertes de PEN, scellez, marquez et stockez à -80 °C.
  7. Fixer les coupes de tissu montées sur lames LCM dans de l’éthanol pré-refroidi à 70 % (4 °C, 1–2 min) ; égoutter et colorer à 0,5 % de bleu de toluidine (4 °C, 30 s) ; Égoutter la teinture, rincer deux fois dans le ddH₂O (4 °C ; deux bains de lavage séparés), égoutter, incuber dans une solution inhibitrice de protéase (30 s) et conserver à -80 °C.
  8. Démarrez l’instrument LCM à l’avance, préchauffez pendant 30 minutes, utilisez un laser infrarouge à semi-conducteurs pour préchauffer encore 30 minutes, puis installez un dispositif de collecte de tubes microcentrifuge de 500 μL.
  9. Chargez les tranches de LCM montées sur un échantillon de tissu (stockées à -80 °C) sur l’instrument LCM préparé, et ajustez la mise au point sur les vaisseaux néovasculaires dans les tissus gliomes avec l’aide du logiciel compatible.
  10. Dessinez précisément la ligne de marquage laser le long du bord extérieur du vaisseau néovasculaire (évitez la paroi vasculaire), utilisez le laser pour brûler et séparer les vaisseaux néovasculaires, puis collectez-les dans le bouchon du tube EP.
    REMARQUE : Utilisez la deuxième brûlure laser pour vous assurer que les vaisseaux néovasculaires se sont complètement détachés.
  11. Inversez et scellez le tube d’échantillon du vaisseau néovasculaire collecté, puis conservez-le dans un congélateur à -80 °C.

2. Extraction de protéines à partir de tissus néovasculaires de gliome isolés par LCM et quantification de la teneur en protéines

  1. Préparez un tampon d’extraction protéique contenant 4 % de dodécyle sulfate de sodium (SDS), 1 mM de dithiothréitol (DTT) et 150 mM de Tris-HCl (pH 8,0).
    REMARQUE : La SDS est une poussière dangereuse qui irrite sévèrement les yeux, la peau et les voies respiratoires, qui doivent être pesées dans une hotte à fumée ; et la TNT est un irritant, qui doit être pesé dans une hotte à fumée.
  2. Résuspendre les tissus du gliome néovasculaire collectés par le LCM dans un tampon d’extraction. Sonicez sur un bain d’eau glacée pendant 1 minute pour une lyse complète.
  3. Centrifugez à 16 000 x g pendant 10 minutes, puis transférez le surnageant dans de nouveaux tubes microcentrifuge.
  4. Un surnageant aliquote minimal pour la quantification des protéines. Ajoutez la DTT au surnageant restant (concentration finale : 1 mM de DTT), mélangez doucement en pipettant pour éviter les bulles. Aliquote et conserve à -80 °C.
  5. Effectuez un test protéique à l’acide bicinchoninique (BCA) en suivant les étapes ci-dessous :
    1. Préparer la solution de travail (Réactif A :B = 50:1).
    2. Préparez l’albumine sérique bovine (BSA) standard (0,5 mg/mL).
    3. Ajouter les solutions correspondantes selon le tableau 1.
    4. Mélangez les échantillons/standards avec la solution de travail, puis transférez sur une plaque à 96 puits.
    5. Incubez à 37 °C pendant 30 minutes.
    6. Mesurez l’absorbance à 562 nm.
    7. Calculer les concentrations selon la courbe standard.

3. Utilisation de la protéomique quantitative pour analyser les protéines néovasculaires préparées

  1. Préparez des échantillons peptidiques tryptiques des protéines néovasculaires extraites.
    1. Ajouter de l’acétone glacée à chaque échantillon de protéine extrait (tumeur ; témoin) (échantillon : acétone = 1:5, v/v), mélanger soigneusement, puis incuber à -20 °C pendant 1 heure. Centrifugez à 12 000 x g (4 °C) pendant 15 minutes. Éliminez le surnageant pour éliminer les réactifs d’extraction protéique (SDS, DTT et Tris-HCL), puis remettez le pellet dans un tampon de dissolution de 20 μL avec 1 μL 1 % de SDS.
      REMARQUE : Utilisez de l’acétone avec une ventilation adéquate tout en portant des lunettes de sécurité, éloignez-vous des sources d’inflammation et jetez les déchets dans un contenant dédié et étincelant.
    2. Ajoutez 2 μL de réactif réducteur (DTT) à chaque échantillon, mélangez soigneusement et incubez à 60 °C pendant 1 heure. Ajoutez 1 μL de réactif bloquant la cystéine (iodoacétamide), puis incubez à température ambiante pendant 10 minutes.
    3. Ajoutez la trypsine (protéine : trypsine = 20:1, v/v) à chaque échantillon. Mélangez un vortex et éclovez à 37 °C pendant la nuit.
  2. Utilisez des targs isobaires pour la quantification relative et absolue (iTRAQ) des réactifs afin de marquer les peptides tryptiques préparés.
    REMARQUE : Dans ce protocole, des réactifs iTRAQ à six plex (tags plex 113, 114, 115, 116, 117 et 118) sont utilisés pour marquer les échantillons peptidiques tryptiques (tumeur ; témoin), chaque type d’échantillon étant marqué trois fois (Tableau 2).
    1. Reconstituez chaque tube réactif iTRAQ avec de l’isopropanol de 50 μL.
    2. Ajouter des échantillons de peptides tryptiques aux tubes réactifs correspondants, incuber à température ambiante pendant 1 heure.
    3. Terminez les réactions en ajoutant de l’eau ultrapure de 3× volume, puis incubez pendant 30 minutes à température ambiante.
    4. Mettez également en commun les six échantillons marqués, mélangez soigneusement et lyophilisez.
  3. Utilisez un échange cationique fort (SCX) pour fractionner l’échantillon de peptide tryptique marqué iTRAQ.
    1. Reconstituer les peptides lyophilisés dans la solution A de 2 mL (10 mM KH₂PO₄, 25 % ACN, pH 2,7). Charge sur une colonne d’échange cationique fonctionnalisée sulfoéthyle (4,6 × 100 mm, 5 μm, 200 Å).
    2. Élute avec un débit constant de 1 mL/min en utilisant la solution B (500 mM KCl, 10 mM KH₂PO₄, 25 % ACN, pH 2,7) : 0 %→10 % (2 min) → 10 %→20 % (25 min) → 20 %→45 % (5 min) → 50 %→100 % (5 min). Surveillez à 214 nm tout au long du processus, collectez chaque minute par tube, pour un total de 30 fractions.
    3. Concentrez chaque fraction par centrifugation sous vide, puis reconstituez avec 40 μL d’acide trifluoroacétique (TFA) à 0,1 % (v/v). Les 30 fractions sont toutes stockées dans un congélateur à -80 °C.
      REMARQUE : L’AGF est hautement corrosive et toxique, cause de graves lésions cutanées et oculaires, et irrite le système respiratoire ; elle doit être manipulée dans une hotte à fumée équipée d’un EPI approprié, comprenant des gants résistants à l’acide, des lunettes de protection et une blouse de laboratoire, et les déchets doivent être collectés sous forme de déchets acides.
  4. Utilisez LC-MS/MS pour analyser chaque échantillon de peptide fractionné.
    1. Utilisez une cartouche d’extraction à phase solide C18 (densité standard, I.D. 7 mm, volume 3 mL) pour désaler.
    2. Utilisez une colonne de chromatographie liquide (LC) à phase inverse C18 (10 cm de longueur, 75 μm de diamètre identique, 3 μm de résine) pour éluer 10 μL de chaque fraction avec la solution C (acide formique à 0,1 %) et un gradient de solution D (80 % d’acétonitrile et 0,1 % d’acide formique) à un taux de 250 nL/min pendant 140 minutes.
    3. En ligne, saisissaient les peptides séparés par LC dans un spectromètre de masse haute résolution pour l’analyse MS/MS.
    4. Convertissez les fichiers spectres bruts (.raw) générés par Q Exactive au format .mgf avec Proteome Discoverer 1.4, puis soumettez ces fichiers .mgf au serveur MASCOT 2.2, le module intégré du logiciel pour la recherche dans la base de données.
      REMARQUE : La base de données humaine Uniprot (146 704 séquences au total ; téléchargée le 20 juillet 2025, depuis http://www.uniprot.org) est utilisée avec des paramètres de recherche détaillés (Tableau 3).
    5. Récupérez les fichiers de recherche résultants (.dat) depuis le serveur MASCOT dans Proteome Discoverer 1.4. Données de filtration à un seuil de taux de fausse découverte (FDR) de <0,01 pour obtenir des identifications à haute confiance.
    6. Identifier la séquence d’acides aminés protéiques avec les données MS/MS, quantifier l’abondance protéique avec les intensités d’ions rapporteurs iTRAQ.
    7. Calculez la reproductibilité expérimentale pour déterminer la valeur de coupure des protéines exprimées différemment (DEP) plus une signification p<0,05.
      REMARQUE : Dans cette étude, la valeur de coupure est déterminée comme un changement de pliage (FC) > 1,4, ce qui peut effectivement supprimer les erreurs systématiques.
  5. Analysez les caractéristiques fonctionnelles des DEP néovasculaires de gliome.
    1. Accédez à la page d’accueil DAVID (Database for Annotation, Visualization and Integrated Discovery, version 6.7 ; https://david.ncifcrf.gov/) et sélectionnez Démarrer l’analyse dans la barre de menu pour lancer l’analyse.
    2. Sélectionnez le panneau de gauche qui sert d’interface de téléversement ; entrez les identifiants de protéines ou de gènes dans la boîte d’entrée de l’étape 1 comme demandé (en utilisant la fonction copier-coller).
    3. Pour l’étape 2, sélectionnez le type d’identifiant correspondant aux protéines téléchargées ; cette étude utilisait UniProt Accession.
    4. Pour l’étape 3, sélectionnez la liste des gènes ou les paramètres de fond : l’analyse d’enrichissement génétique nécessite de choisir un ensemble de gènes de fond. Le système utilise par défaut l’ensemble du génome de l’espèce, ou les utilisateurs peuvent télécharger une liste personnalisée de protéines/gènes en arrière-plan.
    5. Cliquez sur Soumettre la liste pour soumettre les contributions et lancer l’analyse.
      REMARQUE : Les résultats d’analyse sont affichés sur le côté droit du panneau « Résultats du résumé des annotations ». Les utilisateurs peuvent sélectionner les résultats selon les besoins analytiques ; cette étude a spécifiquement utilisé la liste GOTERM_BP_FAT pour analyser les processus biologiques impliquant les DEP.
    6. Obtenir les processus biologiques (BP), les composants cellulaires (CC), les fonctions moléculaires (MF) et les voies KEGG pour les DEP néovasculaires du gliome.

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Résultats

Un nombre suffisant d’échantillons de protéines isolés dans le LCM a été obtenu pour la protéomique quantitative

Pour obtenir des profils protéomiques fiables des protéines exprimées différemment dans les tissus néovasculaires du gliome, cette étude a sélectionné le sous-type de gliome le plus prévalent, l’astrocytome de grade III, ainsi que des tissus néovasculaires isolés à l’aide de LCM en raison de la disponibilité de vaisseaux néovasculai...

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Discussion

La LCM combinée à la protéomique quantitative par marquage isotopique a identifié le premier profil protéomique à grande échelle de l’angiogenèse du gliome

L’angiogenèse tumorale est une caractéristique pathologique critique des gliomes, étroitement liée à leur forte invasivité et résistancethérapeutique 6,7. Les thérapies anti-angiogéniques traditionnelles (telles que les inhibiteurs ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les Fonds nationaux scientifiques de la nature de Chine (81272798 à X.Z. et 82203592 à N.L.), la Fondation provinciale des sciences naturelles du Shandong (ZR2022QH112 à N.L.), les fonds spéciaux du projet d’ingénierie des chercheurs provinciaux de Taishan (NO.tstp20221143 à X.Z.), le Programme national chinois de talents étrangers de haut niveau (H20240743 ; Expert étranger : X.Z.), et le projet de recherche scientifique de la première université médicale du Shandong dans les domaines stratégiques émergents (202403).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Plaque à 96 puitsThermo Fisher Scientific (États-Unis)468667Consommables
AcétoneRéactif de NanJing (Chine)C0720114023Réactif
AcétonitrileMerck (Chine)CN34892Réactif
Kit de test protéique BCAAbcam (Royaume-Uni)ab102536Réactif
Norme de l’albumine sérique bovine (BSA)Solarbio (Chine)PC0001-1Réactif
tube centrifugeuse (50ML)Kirgen (Chine)KG2811Consommables
Cryostat MicrotomeLeica (Allemagne)Vers 1900Équipement
CystéineAladdin (Chine)C108238Réactif
DL-Dithiothréitol (DTT)Amresco (États-Unis)D8220Réactif
Colonne HPLC à phase inversée EASY-Spray C18Thermo Scientific (États-Unis)ES800AConsommables
Balancière électroniqueSartorius (États-Unis)BSA224SÉquipement
Milieu d’encastrementLeica (Allemagne)39475237Consommables
Cartouches Empore SPE C18Sigma-Aldrich (États-Unis)66872-UConsommables
Tube d’EppendorfKirgen (Chine)KG2211Consommables
Papier filtreCytiva (États-Unis)Grade 42Consommables
Acide formiqueAladdin (Chine)F112032Réactif
Bécher en verreSHUBO (Chine)1015479Consommables
Cylindre gradué en verreSHUBO (Chine)1601Consommables
&zwnj ; Chromatographie liquide haute résolution - spectrométrie de masseThermo Scientific (États-Unis)Q-ExactifÉquipement
Conteneur isoléFhefon (Chine)LCZYX-12Consommables
Microscope inversé   ;Leica (Allemagne)XDS-1Équipement
IodoacétamideSolarbio (Chine)I8010Réactif
IsopropanolAladdin (Chine)I112018Réactif
Réactifs iTRAQSigma-Aldrich (États-Unis)4381663Réactif
KClBeyotime (Chine)ST1596Réactif
KH2PO4ShangHai YuanYe (Chine)S24278Réactif
Microdissection par capture laserLeica (Allemagne)LMD 6000Équipement
Lame de microdissection par capture laserLeica (Allemagne)3800040Consommables
Lames jetables Leica à haut profilLeica (Allemagne)14035838926Consommables
Récipient d’azote liquideKEYICRYO (Chine)YDS-3Équipement
Agitateur à plaque chauffante magnétiqueShanghaiSILE (Chine)LAB-0002-0068-SHSLÉquipement
Lecteur de microplaquesTECAN (Suisse)INFNITE F200Équipement
PEN  ; MembraneLeica (Allemagne)11505189Consommables
Compteur de pHSartorius (États-Unis)PB-10Équipement
PipetteEppendorf (Allemagne)3123000268Équipement
PipetteEppendorf (Allemagne)3123000241Équipement
PipetteEppendorf (Allemagne)3123000225Équipement
PolySULFOÉTYL APolyLC Inc (États-Unis)104SE0303Consommables
Inhibiteur de la protéaseRoche (Suisse)05892791001Réactif
Centrifugeuse réfrigéréeBeckman (États-Unis)AllegraTM X-22RÉquipement
RéfrigérateurMEILING (Chine)BCD-180KCTÉquipement
Dodécyle sulfate de sodium (SDS)Amresco (États-Unis)1027P033Réactif
Pot de teintureBeyotime (Chine)FG005Consommables
Pelle en acier inoxydableMuzixing (Chine)XYS-101Consommables
ConseilsKirgen (Chine)KG1313Consommables
Solution de coloration bleu toluidineSigma-Aldrich (États-Unis)198161-5G/198161-25GRéactif
Acide trifluoroacétiqueAladdin (Chine)T103293Réactif
Tris-HClAmresco (États-Unis)T8230Réactif
Solution de trypsine-EDTASolarbio (Chine)T1300Réactif
Congélateur à ultra-basse températureSanyo (Japon)MDF-382EÉquipement
Purificateur d’eau ultra-pureELGA (Royaume-Uni)PureLAB flexÉquipement
Perturbateur à cellules ultrasoniquesQSONICA (États-Unis)Q500Équipement
Lyophilisateur à videThermo (États-Unis)SNL 315SVÉquipement
Mélangeur vortexTechnologie des cristaux & Industries (États-Unis)HYQ-3110Équipement
Incubateur de bain-marieInstrument technologique Shanghai Yiheng (Chine)HWS-26Équipement
Pesée du papierCole-parmer (États-Unis)133802Consommables

Références

  1. Lapointe, S., Perry, A., Butowski, N. A. Primary brain tumours in adults. Lancet. 392 (10145), 432-446 (2018).
  2. Pienkowski, T., et al. Proteomic profiling reveals dynamic regulation of vesicle trafficking across glioma grades. J Neurooncol. 175 (2), 585-598 (2025).
  3. Louis, D. N., et al. The 2021 WHO classification of tumors of the central nervous system: A summary. Neuro Oncol. 23 (8), 1231-1251 (2021).
  4. Kan, L. K., et al. Potential biomarkers and challenges in glioma diagnosis, therapy and prognosis. BMJ Neurol Open. 2 (2), e000069(2020).
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