Cartographie spatiale améliorée des couches de muscles gastriques de souris à l’aide d’une technique modifiée du Swiss roll

Résumé

Ce protocole décrit une méthode d’immunocoloration de l’estomac entier modifiée à partir de la technique du « Swiss roll » initialement développée pour l’intestin murin.

Résumé

Les technologies spatiales « omiques » offrent des opportunités sans précédent d’étudier la biologie et les interactions des cellules individuelles de l’appareil neuromusculaire gastrique dans leur environnement tissulaire naturel. Cependant, l’application réussie de ces approches et l’évaluation des différences structurelles et moléculaires à travers le fundus, le corpus et l’antrum nécessitent un échantillonnage cohérent et une orientation tissulaire. Ici, nous rapportons une technique modifiée de « rouleau suisse » adaptée à l’estomac de la souris, qui permet d’intégrer et de visualiser toutes les principales régions anatomiques dans une seule cryosection. Cette approche met l’accent sur la fixation plate et le positionnement soigneux pour générer des sections avec une orientation et une qualité reproductibles. Cette étude a également optimisé les conditions de coloration par immunofluorescence afin d’assurer une visualisation de haute qualité des marqueurs cellulaires. Ce protocole permet des comparaisons complètes et côte à côte des régions gastriques tout en minimisant la perte tissulaire et la variabilité expérimentale. En améliorant la préservation des tissus et l’orientation spatiale, cette méthode offre un outil pratique et évolutif pour les chercheurs étudiant la biologie gastrique dans des contextes physiologiques et pathologiques.

Introduction

L’estomac est un organe complexe en forme de J qui relie l’œsophage au^{duodénum 1}. Il est divisé en trois principales régions anatomiques : le fundus, le corpus et^{l’antrum 1}. Chaque région de la tunique musculaire gastrique joue un rôle physiologique distinct, contribuant à des fonctions gastriques clés telles que l’accommodement, la complaisance, la trituration alimentaire et la^{vidange 1,2}. L’étude des changements dans la physiologie et la pathologie gastrique nécessite une analyse détaillée de ces régions et de leur architecture cellulaire.

Pour visualiser de grandes surfaces tissulaires, les chercheurs utilisent souvent la technique du « Swiss roll », initialement développée pour l’intestin^murin 3,4,5,6. Cette étude a modifié la technique du Swiss roll pour l’utiliser avec l’estomac murin afin d’établir un nouveau protocole. L’estomac est d’abord séparé en ses régions anatomiques et fixé en position plate. Le tissu est ensuite soigneusement roulé et traité pour la cryosection. Un roulage suisse incorrect peut endommager les structures épithéliales fragiles, en particulier dans l’intestin, entraînant une mauvaise qualité tissulaire pour l’immunocoloration. Préserver des tissus bien fixés, correctement orientés, avec des structures cellulaires intactes, est essentiel pour l’imagerie haute résolution. Ce travail présente une nouvelle méthode pour générer des rouleaux suisses incluant toutes les régions gastriques au sein d’un seul cryobloc. De plus, un protocole optimisé de coloration par immunofluorescence est décrit pour la tunique musculaire gastrique, permettant une évaluation détaillée de la fonction gastrique. Ce protocole fournit un guide complet pour obtenir des images d’immunofluorescence de haute qualité grâce à une préparation minutieuse du tissu gastrique, au traitement des rouleaux suisses et à la coloration. En préservant la morphologie complexe de la tunique musculaire gastrique, cette méthode facilite une compréhension plus approfondie de sa structure et de sa fonction, tant en santé qu’en maladie.

Protocole

Des expériences animales ont été menées selon les directives définies dans le Guide des National Institutes of Health pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les protocoles ont été approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels de la Mayo Clinic (A48315-15). Les programmes et installations de soins et d’utilisation des animaux de la Mayo Clinic ont été examinés et entièrement accrédités par l’Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC). Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Technique du rouleau suisse pour les cryosections gastriques fixées au paraformoldéhyde (PFA)

1. Anesthésiez une souris C57BL/6J (âgée de 8 à 10 semaines) par inhalation de dioxyde de carbone (CO₂) pendant au moins 3 minutes, suivie d’une luxation cervicale pour assurer l’euthanasie (conformément aux protocoles approuvés par l’institution).
2. Coupez l’œsophage, le duodénum ainsi que la mésogastrie ventrale et dorsale pour retirer l’estomac.
3. Placez l’estomac dans un plat enrobé de silicone contenant une solution saline froide tamponnée au phosphate (PBS). Fixez l’œsophage, le fundus, le corpus et le duodénum pour servir de références d’orientation (Figure 1A). La direction de coupe est indiquée par une ligne rouge pointillée dans la Figure 1A.
4. Retirez soigneusement toute graisse attachée à l’aide de ciseaux à boggette et de pinces.
5. Coupez le long du mésentère ventral du duodénum et de l’estomac jusqu’à la broche au niveau du corpus, puis aplatissez doucement le tissu (Figure 1B).
6. Utilisez une pipette de transfert remplie de PBS pour éliminer les résidus de nourriture dans la lumière gastrique.
7. Étirez doucement le ventre ouvert pour obtenir une orientation plate (Figure 1C).
   ATTENTION : Évitez de surétirer (c’est-à-dire plus de 110 % des dimensions initiales) afin de préserver l’architecture tissulaire.
8. Immergez l’estomac dans un PFA froid à 4 % pendant 2 minutes pour fixer légèrement le tissu et faciliter le roulement.
9. Épingle le mouchoir à nouveau à plat après la brève fixation.
10. Taillez le ventre le long du contour pointillé pour créer une forme uniforme adaptée au roulement (Figure 1C).
11. Placez le tissu gastrique taillé sur du papier filtre humidifié au PBS (Figure 1D).
12. Roulez le mouchoir en forme de rouleau suisse et fixez-le en insérant un cure-dent au centre.
    ATTENTION : Assurez-vous que le côté muqueusier est orienté vers le haut pendant le roulage. Maintenez l’extrémité duodénale avec une pince dans une main tout en guidant le cure-dent de l’autre, en suivant de légères modifications des méthodes publiées.
13. Une fois roulé, insérez une aiguille de 30 g pour fixer sa forme et pliez-la à un angle de 90° pour stabiliser l’estomac roulé (Figure 1E).
14. Fixez le tissu roulé à 4 % de PFA à 4 °C pendant 6 heures.
15. Transférer le tissu fixé à 30 % de saccharose dans le PBS et incuber à 4 °C pendant 12 à 16 heures pour la cryoprotection et la prévention de la formation de cristaux de glace.
16. Retirez doucement l’aiguille stabilisatrice.
17. Incorporez le tissu dans un composé optimal à température de coupe (O.C.T.) à l’aide de moules de base jetables, puis congelez sur de la glace sèche (Figure 1F).
18. Une fois complètement congelé, conservez la moisissure à -80 °C.
    ATTENTION : Évitez les bulles d’air dans le T.O.C., surtout autour du tissu, car elles gênent la coupe. Les blocs tissulaires peuvent être conservés à -80 °C pendant au moins un an.
19. Avant de sectionner, équilibrez le bloc à -20 °C pendant au moins 1 heure.
20. Coupe le tissu à une épaisseur de 5 μm à l’aide d’un cryostat.
    ATTENTION : Une épaisseur de 5 à 12 μm convient généralement aux sections gastriques^{murines 7,8}, et peut être ajustée selon les besoins expérimentaux. Les sections peuvent être stockées à -20 °C pendant jusqu’à 3 mois.

2. Coloration immunofluorescente du tissu du muscle gastrique

1. À l’aide d’un stylo barrière hydrophobe, dessinez une barrière hydrofuge autour de chaque section de tissu sur la lame du microscope.
2. Lavez les sections avec du PBS froid pendant 5 minutes pour dissoudre le composé O.C.T. résiduel.
3. Bloquez la liaison non spécifique en incubant les sections contenant 1 % d’albumine sérique bovine (BSA) dans PBS pendant 1 heure à température ambiante (RT ; 21-23 °C).
4. Retirez le BSA à 1 % avec aspiration, puis lavez les sections trois fois avec du PBS froid pendant 10 minutes chacune à RT (21-23 °C).
5. Bloquez également la liaison non spécifique en incubant les sections avec une solution bloqueuse d’IgG souris sur souris dans PBS pendant 1 heure à RT (21-23 °C), ce qui réduit la liaison de l’IgG endogène et améliore la spécificité lors de l’utilisation d’IgG anticorps de souris.
6. Retirez la solution de blocage à l’aide d’aspiration, puis lavez les sections trois fois avec du PBS froid pendant 10 minutes chacune à RT (21-23 °C).
7. Répétez le blocage BSA pendant 1 heure à RT (21-23 °C).
8. Incubez les sections avec des anticorps primaires. Anoctamine-1 (ANO1), KIT, bêta-tubuline de classe III (TUBB3) diluée dans un BSA froid à 1 % avec 0,3 % de Triton X-100. Dans une expérience distincte, utilisez la chaîne lourde en myosine 11 (MYH11), l’E-cadherine et le KIT. Incubez toute la nuit (12-16 h) à 4 °C.
9. Retirez la solution primaire d’anticorps en utilisant une succion douce. Lavez les sections avec du PBS froid trois fois pendant 10 minutes chacune à la température réactive (21-23 °C).
10. Incubez les sections avec des anticorps secondaires. Alexa Fluor (AF) 488 anti-lapins IgG, AF555 anti-souris IgG, et AF647 anti-chèvre IgG (tous à 5 μg/mL ; 1:400) à 1 % de BSA pendant 1 heure à RT (21-23 °C).
11. Retirez la solution secondaire d’anticorps par aspiration, puis lavez les sections trois fois avec du PBS froid pendant 10 minutes chacune à la RT (21-23 °C).
12. Colorez les coupes avec 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI, à dilution 1:300) pendant 1 heure à RT (21°-23 °C).
    ATTENTION : Les noyaux neuronaux montrent généralement des signaux DAPI plus faibles que les autres types de cellules GI ; Une incubation d’au moins 1 h est recommandée pour une visualisation optimale.
13. Rincez les sections une fois avec de l’eau ultrapure pour éliminer les sels résiduels.
14. Montez les glissières avec un antifade mountant.
15. Scellez les coins de la gaine avec du vernis à ongles non fluorescent. Enlevez tout excès de support avec une succion douce. Ensuite, scellez tout le périmètre de la bâton.

3. Imagerie par immunofluorescence utilisant un microscope confocal

1. Configurez l’acquisition de la pile Z multicanal dans le logiciel d’imagerie confocale en configurant des lasers et des détecteurs pour DAPI, AF488, AF555 et AF647, assurant la séparation spectrale et évitant la saturation du signal.
   ATTENTION : Ajustez la puissance du laser et le temps d’exposition individuellement pour chaque fluorophore afin d’éviter la diaphonie et de maintenir le signal dans la plage dynamique sur tous les canaux (Figure 2A).
2. Réglez les paramètres d’exposition dans le logiciel d’imagerie confocale pour éviter la saturation des pixels et préserver le détail du signal dans les régions à haute intensité (Figure 2B).
   ATTENTION : Assurez-vous que les signaux de tous les canaux restent dans la plage dynamique et n’atteignent pas la saturation.
3. Pour capturer l’ensemble du rouleau suisse gastrique, utilisez un grand réglage d’acquisition d’image (par exemple, 6 × 6 champs) (Figure 2C) ; cependant, ce réglage doit être ajusté en fonction de la taille globale et de la tension du tissu roulé.
4. Acquérir des images 3D en utilisant l’acquisition en série Z dans le logiciel d’imagerie confocale. Le flux de travail détaillé pour l’acquisition N-dimensionnelle (ND) est illustré à la Figure 2D.
5. Sélectionnez l’option Pile Z pour activer l’imagerie série Z.
6. Définissez la plage Z en plaçant les positions focales supérieure et inférieure couvrant toute l’épaisseur de l’estomac.
7. Mettez au point le haut du ventre et cliquez sur le bouton du haut pour régler la limite Z-haute du dessus.
8. Ajustez la mise au point vers le bas du muscle gastrique et cliquez sur le bouton Bottom pour définir la limite Z inférieure.
9. Réglez le nombre d’étapes de la pile Z à 8 pour couvrir toute la profondeur du muscle gastrique.
10. Cliquez sur Exécuter maintenant pour lancer l’acquisition d’images Z-stack.
11. Générez des projections à intensité maximale pour des canaux de fluorescence individuels et fusionnés afin de visualiser des données tridimensionnelles dans une image bidimensionnelle.

Résultats

En utilisant la nouvelle méthode, les rouleaux suisses gastriques murins incluaient les trois principales régions de l’estomac : le fundus, le corpus et l’antrum, ainsi qu’une petite portion de l’œsophage et du duodénum en une seule section. Inclure l’estomac entier dans une seule section permet une analyse régionale complète (Figure 1). La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) d’images entières des rouleaux suisses de l’estomac a démontré une architecture gastrique bien préservée dans toutes les régions, permettant une visualisation claire des couches muqueuse, sous-muqueuse et musculaire (Figure 3). La figure 4 montre une coloration immunofluorescente représentative des cellules interstitielles de Cajal (ICC ; cellules pacemaker générant des ondes rythmiques lentes sous-jacentes à la motilité intestinale phasique ; identifiées par KIT et ANO1), des neurones entériques (neurones du système nerveux entérique coordonnant la motilité gastro-intestinale ; identifiés par immunocoloration TUBB3) et des noyaux (DAPI). Dans la muqueuse gastrique, la KIT est également exprimée dans les cellules de Paneth et de goblet, comme précédemment^{rapporté 9,10,11}. ANO1 est également fortement exprimé dans l’épithélium gastrique, en particulier dans les cellules épithéliales colonnaires du fundus, ce qui correspond à son rôle dans le transport du chlorure et la sécrétion^{muqueuse 11}. De plus, TUBB3 est exprimée dans certaines cellules endocriniennes gastriques et cellules sécrétentes de mucus, selon les données de l’Atlas des protéines^{humaines 12,13}. La figure 5 montre une coloration immunofluorescente représentative des cellules musculaires lisses marquées par MYH11, des cellules épithéliales de la muqueuse gastrique marquées par E-cadherine, et de l’ICC marquées par KIT. MYH11 s’exprime également sous forme de myofibroblastes dans la muqueuse gastrique, comme rapporté précédemment^{dans 14}. Ensemble, ces résultats d’immunofluorescence confirment que notre protocole préserve l’architecture tissulaire.

Figure 1 : Préparation du « Swiss roll » de l’estomac de souris pour la cryosection. (A) L’estomac entier est placé dans une cuvette de dissection recouverte de silicone noir, remplie de solution physiologique froide tamponnée au phosphate (PBS) immédiatement après le retrait afin de préserver l’intégrité des tissus. (B) L’estomac est ouvert le long du point médian du duodénum. (C) L’estomac est doucement étiré et maintenu dans le plat pour qu’il reste plat sans exercer de tension excessive. Une ligne rouge pointillée est délimitée le long du mouchoir pour indiquer où il doit être taillé afin de faciliter le roulement. (D) L’estomac ouvert et fixé est placé sur du papier filtre humidifié au PBS en préparation du roulage en configuration compacte. La flèche rouge indique la direction du ventre qui roule. (E) Les morceaux de tissu sont intégrés dans un composé optimal à température de coupe (O.C.T.) et congelés sur de la glace sèche en préparation de la cryosection. (F) Les blocs congelés sont stockés à −80 °C et cryosectionnés à une épaisseur de 5 μm pour une analyse en aval. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 2 : Configuration de l’acquisition ND et visualisation de saturation lors de l’imagerie Z-stack. (A) Réglages du laser et du détecteur configurés dans le logiciel d’imagerie confocale pour l’imagerie spectrale multicanal. Quatre fluorophores sont utilisés : 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI), Alexa Fluor 488 (AF488), Alexa Fluor 555 (AF555) et Alexa Fluor 647 (AF647), chacun associé à des lasers d’excitation et des détecteurs d’émission correspondants. Le graphique spectral affiche les courbes d’excitation et d’émission, permettant d’ajuster pour minimiser la diaphonie et optimiser la détection du signal. (B) Les réglages d’exposition sont ajustés individuellement pour chaque fluorophore afin d’éviter la saturation des pixels et de préserver les détails dans les régions à forte intensité. (C) Un réglage d’acquisition d’image large (par exemple, 6 × 6 champs) permet de visualiser l’ensemble du rouleau suisse gastrique ; La taille du champ d’image doit être ajustée en fonction de la taille et de la compacité du tissu roulé. (D) Fenêtre d’acquisition ND montrant les paramètres de la pile Z. La plage Z est définie en sélectionnant les positions supérieure et inférieure du muscle gastrique, avec huit étapes configurées pour capturer la profondeur complète du tissu pour une analyse tridimensionnelle (3D). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

Figure 3 : Image d’un rouleau suisse de souris taché à l’hématoxyline et à l’éosine. La balayage des tuiles démontre la capacité de visualiser l’intégralité du Swiss roll gastrique d’une souris C57BL/6J femelle de 8 semaines. Les principales régions anatomiques sont indiquées, notamment l’œsophage (ligne pointillée rouge), le sphincter œsophagien inférieur (ligne pointillée violette), le fundus (ligne pointillée noire), le corps (ligne pointillée bleue), l’antrum (ligne pointillée verte) et le duodénum (ligne pointillée orange). Barre d’échelle : 1000 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Images confocales d’un rouleau suisse d’un ventre murin entier : ANO1, KIT, TUBB3. Panneaux supérieurs : Images confocales représentatives brodées d’un Swiss roll gastrique d’une femelle C57BL/6J âgée de 8 semaines, montrant l’immunocoloration pour ANO1 (vert), KIT (cyan), TUBB3 (jaune) et noyaux (bleu). L’ensemble de l’estomac gondé, y compris le fundus, le corpus et l’antrum, est visualisé. Barres d’échelle : 1000 μm. Panneaux inférieurs : Vues agrandies de la région délimitée par la boîte blanche pointillée dans les panneaux supérieurs, mettant en évidence les détails cellulaires des cellules interstitielles de Cajal (ANO1⁺ et ^KIT+ ; flèches jaunes) et des neurones entériques (TUBB3⁺ ; flèches rouges). Barres d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Images confocales d’un rouleau suisse d’un estomac murin entier : MYH11, KIT, E-cadherin. Panneaux supérieurs : Images confocales représentatives brodées d’un Swiss roll gastrique d’une souris C57BL/6J femelle âgée de 8 semaines, montrant l’immunocoloration pour MYH11 (vert), KIT (cyan), E-cadherine (jaune) et noyaux (bleu). L’ensemble de l’estomac gondé, y compris le fundus, le corpus et l’antrum, est visualisé. Barres d’échelle : 1000 μm. Panneaux inférieurs : Vues agrandies de la région délimitées par la boîte blanche pointillée dans les panneaux supérieurs. Des lignes en pointillés blancs délimitent l’épithélium muqueusement (E-cadherine) et la couche musculaire (MYH11). Les flèches blanches indiquent les cellules interstitielles ^KIT+ du Cajal (ICC). Barres d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

En utilisant la nouvelle méthode optimisée du Swiss-roll gastrique, les trois segments de l’estomac (fundus, corpus et antrum), ainsi que l’œsophage et le duodénum, sont inclus sur une seule lame. Cette inclusion complète permet aux chercheurs d’analyser les changements structurels et moléculaires dans l’ensemble de l’estomac et réduit le coût de coupe et de coloration des réactifs (Figure 1).

Exposer toutes les régions gastriques simultanément aux mêmes solutions de coloration lors de l’immunocoloration garantit la cohérence et améliore la précision. L’immunocoloration des rouleaux suisses gastriques révèle clairement les couches distinctes de la paroi gastrique. Comme montré dans les figures 4 et 5, cette méthode permet de visualiser les différences morphologiques entre les segments gastriques et permet la détection des ICC (KIT et ANO1)¹⁰, des neurones (TUBB3)¹⁵, des cellules musculaires lisses (MYH11), des cellules épithéliales muqueuses (E-cadherine) et des noyaux.

Des modifications mineures peuvent être apportées selon l’état des tissus et les objectifs de recherche. Par exemple, retirer la graisse supplémentaire peut aider à maintenir la forme du rouleau pendant la fixation. Ajuster l’épaisseur de la section peut également aider à préserver la structure tissulaire ou à améliorer l’adhérence à la lame. Un autre raffinement potentiel consiste à utiliser un moule métallique pour une coupe plus homogène, comme c’est le cas avec les rouleaux suisses^{intestinaux 16}. Bien que ce protocole se concentre sur les cryosections, il peut être adapté aux tissus enfouis dans la paraffine. Alors que l’incrustation par paraffine préserve l’intégrité structurelle des tissus, la cryosection permet un traitement plus rapide et une meilleure conservation de l’antigène, ce qui la rend plus adaptée à l’immunofluorescence.

Cette méthode présente des limites. Un estomac élargi, fibrosifié ou calcifié, souvent observé dans des affections telles que l’inflammation, l’obésité, le diabète ou le vieillissement, peut être plus difficile à rouler et poser des difficultés pour une coloration^optimale 17,18,19,20. Malgré cette limitation, cette technique offre des avantages majeurs par rapport à l’intégration régionale traditionnelle. Le traitement de toutes les régions gastriques dans des conditions identiques améliore la constance, réduit la variabilité et permet de conserver à la fois le temps et les réactifs.

Cette approche est particulièrement utile pour les études sur les changements régionaux. Il supporte également l’analyse spatiale de plusieurs types de cellules et peut être associé à la quantification basée sur l’image. Dans l’ensemble, cette nouvelle méthode optimisée du Swiss-roll gastrique offre une plateforme pratique et évolutive pour une analyse complète des tissus gastriques en santé et en maladie.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
#5SF Pinces	OUTILS SCIENTIFIQUES DE QUALITÉ	11252-00
albumine sérique bovine & nbsp ;	SIGMA-ALDRICH	A7906
Source lumineuse LED ColdVision MC-LS	SCHOTT	MC-LS
Confocal software  ;	Nikon	Logiciel d’imagerie Nikon NIS-Elements
Cryoseal XYL	Epredida	9312-4
DAPI (4',6-diamidino-2-phénylindole, dilactate)	Thermo Fisher Scientific	D3571
Plats de dissection, grands	Systèmes vivants & nbsp ; Instrumentation	SKU : DD-90
Anti-chèvre Donkey AF647 pAb	Technologies de vie	A21447	Lot : 1739289 RRID : AB_2535864
Anti-souris Donkey AF555 pAb	Technologies de vie	A31570	Lot : 1774719 RRID : AB_2536180
Anti-lapin Donkey AF488 pAb	Technologies de vie	A21206	Lot : 2668665 RRID : AB_2535792
E-cadharine (dilution 1:400)	BD Biosciences	610181	lot : 25510 RRID : AB_397580
Éosine	ELITechGroup	$SS-071C
Pinces recouvertes d’époxy	OUTILS SCIENTIFIQUES DE QUALITÉ	11210-10
Éthanol	SIGMA-ALDRICH	459828-4L
TUBE FLEXIBLE 1,5 mL	Eppendorf	22364111
Éponges en gaze	Fisherscientific	22-362-178
Ciseaux fins durcis	OUTILS SCIENTIFIQUES DE QUALITÉ	14090-09
Hématoxyline	Epredia	7211
KIT (0.2 & micro ; g/mL ; dilution 1:1000)	R& Systèmes D	AF1356	Beaucoup : IEO0217101 RRID : AB_354750
SOLUTION DE NETTOYAGE DE LENTILLE BOUTEILLE VAPORISATRICE DE 1 OZ	Nikon	77013066
Verre de revêtement de microscope	Fisher Scientific	12541016
Lames de microscope	CardinalHealth	M6133A
Épingles Minutien	OUTILS SCIENTIFIQUES DE QUALITÉ	26002-20
MYH11 (dilution 1:400)	Technologies biomédicales	BT-562	RRID : AB_10013421
Vernis à ongles	COULEURS PÉCHERESSES	7.33855E+11
Aiguille 30 G x 1/2 pouce.   ;	BD Biosciences	305106
Paraformélélidoïde	SIGMA-ALDRICH	158127-500G
Lames à tranchant simple Personna	La Compagnie Razor Blade	76247-652
Solution de blocage IgG souris-sur-souris ReadyProbes (30x)	Thermo Fisher Scientific	R37621	Beaucoup : 3226230
Fixation antifondu diamant SlowFade (support de montage)	Thermo Fisher Scientific	S36972
Système de coloration StainTray 10 lames	Simport Scientific	M918-2
Microscope stéréo 0,8x-5x	Nikon	SMZ645
Sacchrose & nbsp ;	SIGMA-ALDRICH	S9378-1KG
Surface-Amps X-100 (Triton X)	Thermo Fisher Scientific	28314
TMEM16A (ANO1 : dilution 1:400)	Abcam	ab53212  ;	Lot : GP3295656-1 RRID : AB_883075
Pipette de transfert	Faucon	357575
TUBB3 (dilution 1:400)	Technologie de signalisation cellulaire	4466	Lot : 5 RRID : AB_1904176
Xylènes  ;	Fisher Scientific	X3P-1GAL	BEAUCOUP 206238