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Développement d’un nouveau modèle de fixation interne pour les fractures radiales chez le rat : évaluation de la cicatrisation des fractures et isolement des ganglions de la racine dorsale

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DOI :

10.3791/69707

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13 mars 2026

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1Affiliated Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3School of Pharmacy, Nanjing University of Chinese Medicine, 4Nantong Tongzhou Hospital of Traditional Chinese Medicine, 5Institute of Modern Biology, Nanjing University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

L’étude combine de manière innovante des points de suture et des aiguilles en titane pour une fixation interne stable dans un modèle de fracture radiale chez le rat. La cicatrisation des fractures a été évaluée par micro-tomodensitométrie (micro-CT), et les neurones du ganglion primaire de la racine dorsale (DRG) ont été isolés et cultivés pour des investigations complémentaires.

Résumé

Le modèle de fracture radiale chez le rat est d’une importance majeure en recherche orthopédique, notamment pour l’étude des mécanismes de guérison des fractures, le dépistage de drogues et l’évaluation des matériaux biologiques. Malgré certaines limites, son rôle dans la recherche scientifique reste irremplaçable. Comme le rayon des rats est relativement fin, les plaques et vis en acier actuellement utilisées en pratique clinique ne conviennent pas au traitement des fractures radiales chez le rat. Pour répondre à cette limitation, cette étude utilise de manière innovante la fixation par suture et la fixation par aiguille en titane, un modèle de fixation interne pour les fractures radiales qui offre une fixation relativement stable et établit un modèle animal robuste pour étudier la fixation interne de telles fractures. L’imagerie in vivo a été réalisée à l’aide d’un système de micro-CT d’animaux vivants pour détecter la cicatrisation des fractures du radi chez les rats Sprague-Dawley (SD). L’extraction et l’application du DRG du rat sont des étapes importantes dans la recherche en neurosciences, largement utilisées dans des domaines tels que les neurosciences, la pathologie et la biologie cellulaire. Ce protocole convient à la culture primaire des neurones ganglionnaires de la racine dorsale chez des rats souffrant de fractures radiales et peut être utilisé pour étudier les mécanismes de lésions nerveuses et de réparation après fractures, tels que l’apoptose neuronale et la libération de neurotransmetteurs.

Introduction

Les fractures du radion comptent parmi les fractures cliniques les plus courantes, avec une incidence mondiale importante, et constituent une cause majeure de fractures de l’os long auxextrémités 1,2,3. Les études de population révèlent une répartition bimodale des âges des fractures du radi, atteignant généralement un pic à la fois chez les populations pédiatriques et âgées4. Un traitement retardé entraîne souvent un dysfonctionnement de la rotation de l’avant-bras, gravement altérant les activités de la vie quotidienne (AVQ)5,6. Des controverses persistent dans la gestion des fractures du radi, principalement centrées sur les systèmes de classification des fractures et la sélection des modalitésde traitement 7,8. Les preuves cliniques suggèrent que la fixation interne à réduction ouverte (ORIF) améliore significativement l’amplitude de mouvement (ROM) et la récupération de force des articulations du coude ou dupoignet 9 ; Cependant, cette approche est associée à des taux plus élevés d’infections postopératoires et de complications internes liées àla fixation 10,11.

Le DRG sert de pont anatomique et fonctionnel critique pour la transmission de l’information sensorielle entre les systèmes nerveux périphérique et central (SNC). Au-delà de son rôle principal de collecte et de transmission des signaux sensoriels périphériques (par exemple, toucher, température), la DRG régule activement les sensations anormales telles que la douleur, en faisant une structure clé sous-jacente à la fois à la fonction sensorielle normale et à la gestion clinique de ladouleur 12,13,14. Des modifications pathologiques telles que des blessures, une inflammation ou une neurodégénérescence dans la DRG peuvent déclencher des anomalies sensorielles (par exemple, engourdissement, picotements) ou des douleurs chroniques, ce qui en fait un point central de la recherche en neurosciences et en médecine de la douleur.

Dans ce cas, les rats SD mâles de 8 semaines pesant environ 200 g ont été sélectionnés pour (1) un modèle de fixation interne des fractures transverses du radi chez les rats et une évaluation post-guérison ultérieure, et (2) l’isolement et la culture in vitro de DRG chez des rats avec un modèle de fixation interne pour les fractures radiales. Ce protocole est conçu pour faciliter l’expérimentation reproductible dans les études explorant les mécanismes de guérison des fractures, les changements sensoriels médiés par la DRG, et les cibles thérapeutiques potentielles pour la douleur ou le dysfonctionnement post-fracture.

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Protocole

Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université de médecine chinoise de Nankin (n° 202508A046). Tous les rats utilisés dans les tests suivants ont été maintenus dans des conditions spécifiques sans agents pathogènes (SPF). Un schéma représentant le protocole est montré à la Figure 1.

1. Établissement d’un modèle de fixation interne pour les fractures radiales chez les rats

REMARQUE : Les rats étaient habitués à un environnement calme avec un éclairage doux et diffus avant l’opération, les protégeant du bruit et de l’éclairage intense. Lors de la manipulation, l’abdomen et la poitrine des rats étaient soutenus par une douce contention manuelle, évitant de saisir la queue, une pratique connue pour provoquer douleur et détresse et réduire l’inconfort lié à la lutte.

  1. Préparez les instruments chirurgicaux comme illustré à la Figure 2. Les instruments chirurgicaux comprennent une lame de scalpel, un manche de scalpel, des ciseaux d’opération, un porte-aiguilles, des pinces hémostatiques et des pinces tissulaires dentelées. Le rat mâle Sprague-Dawley (SD) avait environ 8 semaines et pesait environ 200 g.
  2. Anesthésiez le rat à l’aide d’une machine d’anesthésie au gaz isoflurane. Pour l’induction, utilisez de l’isoflurane à 4 % et maintenez une anesthésie ventilatoire (2 % d’isoflurane) à l’aide d’un cône nasal tout au long de la chirurgie. Maintenez la température de la salle d’opération à environ 28 °C.
    REMARQUE : Déterminez le succès de l’anesthésie en vérifiant les signes vitaux (tels que la respiration et le rythme cardiaque), le réflexe cornéen (aucune réponse indique une anesthésie efficace), le réflexe de clignement (absence) et la réponse à la contraction des orteils (absence de rétraction après stimulation).
  3. Placez le rat en position latérale, exposez le membre antérieur droit et rasez les poils à l’aide d’une tondeuse. Drapez un drap stérile et enroulez un garrot autour du membre antérieur proximal droit pour réduire les saignements chirurgicaux.
  4. Préparez la peau en alternant trois fois l’alcool et les gommages à la bétadine.
  5. Réaliser une incision longitudinale de 1,5 cm sur le côté radial dorsal de l’avant-bras droit, comme illustré à la Figure 3. Séparez les espaces musculaires et exposez complètement le rayon du membre antérieur droit.
    REMARQUE : Le rayon est exposé en séparant brusquement les muscles le long de l’interespace musculaire. Seuls les muscles dorsaux du radius sont exposés sans complètement dénuder les muscles environnants.
  6. Utilisez des ciseaux d’opération pour couper le rayon et créer une fracture transversale. Les ciseaux sont orientés à un angle de 90 degrés par rapport au rayon (Figure 4).
  7. Prenez une aiguille en titane de 0,8 mm de diamètre et 10 mm de long et insérez-la dans la fracture du radius le long de son axe longitudinal (Figure 5). Fixez le rayon et l’aiguille en titane avec une suture (4-0 [1,5 métrique] tressée en soie non absorbable), comme illustré à la Figure 6.
  8. Attachez la suture avec trois nœuds consécutifs, puis fixez l’aiguille en titane au rayon via quatre points de suture interrompus.
    REMARQUE : Les extrémités proximale et distale de la fracture sont fixées deux fois, respectivement.
  9. Suture (tressée en soie 4-0 [1,5 métrique] non absorbable) la peau, coupez l’excès de suture et refermez la plaie. Désinfectez la peau avec des gommages Betadine.
  10. Couvrez la plaie avec une gaze stérile et fixez-la avec des bandages. Placez le rat dans une cage pour qu’il reprenne connaissance jusqu’à sa guérison.
  11. Gestion de la douleur postopératoire :
    1. Si l’animal présente des signes de douleur, ne mange pas et/ou hésite à marcher sur ses membres postérieurs, consultez le personnel vétérinaire et administrez des analgésiques supplémentaires.
      REMARQUE : Le céfuroxime sodique est utilisé dans le traitement des infections bactériennes. Le chlorhydrate de tramadol est utilisé pour administrer des analgésiques.

2. Micro-CT

  1. Anesthésiez le rat à l’aide d’une machine d’anesthésie à gaz isoflurane (dose d’induction de 4 %).
  2. Placez le rat en position prone dans la chambre de scan, ajustez la position des membres et de la tête pour centrer la zone cible dans le champ de vision, et maintenez une ventilation et une anesthésie continues (2 % d’isoflurane) tout au long de la procédure.
  3. Poussez le lit fixe dans la chambre de balayage et fermez la porte de la chambre.
  4. Réglez les paramètres de micro-CT comme suit. Mode de balayage : standard ; Durée d’exposition : 2 min ; champ de vision : 72 mm ; taille du voxel : 144 μm ; tension : 90 kV ; courant : 88 μA ; filtre : 3D-soft.
    REMARQUE : Les données de balayage sont automatiquement transmises au logiciel, et une image CT tridimensionnelle est générée.
  5. Séparez les tissus cibles.
    1. Analysez la zone osseuse sélectionnée à partir des images originales de micro-CT. Faites glisser la ligne de la fonction de transfert pour séparer l’os du muscle, en évitant ainsi trop de tissu musculaire inclus. Effectuez la reconstruction haute résolution sur la zone osseuse segmentée pour générer un modèle 3D.
  6. Exportez les images traitées.
    1. Après avoir traité les images, localisez et cliquez sur le bouton de fin pour finaliser le flux de travail actuel.
    2. Une fenêtre pop-up apparaîtra, sélectionnez d’abord une image fixe pour confirmer que vous souhaitez exporter une image statique (pas une séquence dynamique).
    3. Choisissez jpeg comme format de fichier de sortie parmi les options disponibles.
    4. Sélectionnez une grande taille pour garantir que l’image exportée conserve une haute résolution adaptée à l’analyse ou à la documentation.
    5. Cliquez sur OK pour terminer le processus d’exportation.

3. Isolement et culture de DRG chez les rats atteints de fractures radiales

REMARQUE : L’euthanasie est administrée avec une anesthésie inhalée d’isoflurane à 4 %, suivie d’une luxation cervicale rapide pour euthanasier les animaux. Les DRG sont extraits 20 jours après l’établissement du modèle de fracture radiale.

  1. Sectionner la colonne vertébrale, retirer les corps vertébraux C1-C7. Coupez la colonne cervicale le long des lignes médianes antérieures et postérieures, puis divisez-la en moitiés gauche et droite. Si nécessaire, coupez les processus épineux pour faciliter l’opération.
  2. Nettoyez doucement les tissus de la moelle épinière et les fibres nerveuses à l’intérieur des forames intervertébraux. Rincez les forames intervertébraux avec une seringue remplie de PBS pour retirer le sang et exposer les recoins latéraux.
    REMARQUE : La DRG est située à l’intérieur des recoins latéraux, se présentant sous forme de nodule jaune clair, avec des fibres nerveuses reliées à chaque extrémité.
  3. Utilisez des pinces tissulaires dentelées pour soulever la DRG, soulevez-la doucement, puis utilisez des ciseaux opératoires pour couper les fibres nerveuses aux deux extrémités.
  4. Transférer les DRG extraits dans un tube centrifugeuse de 1,5 mL avec un milieu d’extraction ; Mettre sur la glace.
    REMARQUE : Préparez le milieu d’extraction en ajoutant 2 % de sérum bovin fœtal (FBS) au α-Minimum Essential Medium (α-MEM). Les DRG sont incubés dans le milieu d’extraction pendant environ 30 minutes avant de passer à l’étape suivante.
  5. Aspirez lentement et jetez le milieu d’extraction. Ajoutez 1 mL de solution enzymatique digestive mixte active. Digérez dans un bain-marie à 37 °C pendant 60 à 70 minutes.
    REMARQUE : Pour préparer la solution enzymatique mixte agissante, dissoudez 100 mg de collagénase de type I et 100 mg de dispase dans 1 mL de solution séline tamponnée phosphate (PBS). Lors de l’utilisation, diluez-le dans une solution fonctionnelle de 5 mg/mL et conservez-le sur de la glace.
  6. Recouvrir une boîte de Petri en pipettant un volume approprié de la solution de travail sur la fibronectine, puis incuber à 37 °C pendant 1 heure.
    REMARQUE : La solution de travail de la fibronectine plasmatique humaine (solution de travail de la fibronectine) est préparée en diluant la solution de fibronectine de 1 mg/mL avec ddH₂O pour obtenir une solution active de fibronectine à 0,02 mg/mL.
  7. Après la digestion, aspirez et jetez la solution enzymatique mixte agissante. Ajoutez 1 mL de médium complet, et pipettez doucement le tissu DRG plusieurs fois.
    REMARQUE : Pour préparer un milieu complet, mélangez 45 mL de milieu MEM-α, 4,5 mL de FBS et 0,5 mL de solution de pénicilline-streptomycine (PS), puis stérilisez par filtration via une membrane microporeuse de qualité stérilisante de 0,22 μm.
  8. Collectez le filtrat, centrifugez à 75 × g pendant 8,5 minutes à 25 °C.
  9. Après centrifugation, aspirez et jetez le surnageant dans le tube de centrifugeuse, puis ajoutez 1 mL de milieu complet pour resuspendre le précipité.
  10. Enlève la boîte de Petri. Jetez la solution active de fibronectine et lavez deux fois avec du PBS.
  11. Inoculez les cellules dans la boîte de Petri recouverte, ajoutez 1 mL de milieu complet, puis incubez dans un incubateur à température constante à 37 °C avec 5 % de CO₂ pendant 8 à 12 heures.
  12. Après 8 à 12 heures, remplacez le médium complet par un médium de remplacement. Ensuite, remplacez la moitié du volume par le support de remplacement tous les 2-3 jours.
    REMARQUE : Pour préparer le milieu de remplacement, mélangez 44,5 mL de medium MEM-α, 4,5 mL de FBS, 0,5 mL de solution de pénicilline-streptomycine (PS) et 0,5 mL de désoxyuridine. Stériliser par filtration via une membrane microporeuse de qualité stérilisante de 0,22 μm.

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Résultats

Les images micro-CT ont confirmé l’établissement réussi des modèles de rats à fracture radiale dans la Figure 7 et le modèle de fixation interne des fractures radiales chez le rat dans la Figure 8. Les images micro-CT ont été comparées entre la prise prise le jour de la construction du modèle de fixation interne de la fracture et vingt jours après l’établissement du modèle. Vingt jours après la modélisation, l’analyse micro-CT d...

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Discussion

La fracture du radion est l’une des fractures de l’os long les plus courantes en pratique clinique. Son processus de cicatrisation implique des interactions complexes entre la réparation du tissu osseux et la régulation neuronale (comme la régulation des ostéoblastes/ostéoclastes par des neuropeptides et des facteurs neurotrophiques libérés par le ganglion radiculaire dorsal)15,16,17,18.

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions du projet de recherche scientifique de la Société de médecine traditionnelle chinoise du Jiangsu (XYLD2024038) et du projet de recherche scientifique du Comité de santé et bien-être de Nantong (QNZ2023115).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
5-Fluoro-2' désoxyuridinesigmaF0503
Céfuroxime sodium  ;Shandong Runze Pharmaceutical Co., Ltd., ChineGuoyao Zhunzi H20205058
Solution de coloration DAPIBiyotimeC1005
DispersaseShanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd.S25046
Sérum fœtal bovin (FBS)Thermo16000-044
pinces hémostatiques & nbsp ;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. & nbsp ;J31070
Fibronectine plasmatique humaine (Fibronectine humaine) & nbsp ;sigmaF0895
IsofluranePropulsionR510-22-10  ;
Système d’imagerie micro-CT d’animaux vivantsPerkinElmer aux États-UnisQuantum GX  ;
Médium de culture MEM-ALPHA   ;BIC3060
porte-aiguilles  ;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. & nbsp ;200622
ciseaux d’opération   ;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. & nbsp ;J21130
PénicillineSolarbio140051251
Solution de pénicilline-streptomycine   ;NovaCellsN-PSS125
Povidone-iodeMeilunbioMB1313800g
Lame de scalpelShanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd.RYY070
Poignée de scalpelShanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. & nbsp ;J11010
suture   ;Johnson & Johnson MEDICAL (CHINE) LT.&NBSP ;SA84G
Aiguille de sutureShanghai XIAOYU MEDICAL EQUIPMENTS.& Delta ; 3/8 & middot ; 3 et les fois ; 6
aiguille en titaneDispositif médical Tianjin Yutong & nbsp ;2-0X250 & nbsp ;
pinces tissulaires dentées & nbsp ;Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. & nbsp ;J41055
Chlorhydrate de tramadolJiangsu Jiuxu Pharmaceutical Co., Ltd., ChineCYHB2201997
Tubuline bêta-IIIsigmaCBL412X
Colagnase de type I & nbsp ;Thermo17100-017
Microscope à fluorescence inversée Zeiss Axio Vert A1ZeissAxio Vert A1

Références

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Mots-clés

Fracture radiale chez le ratimagerie par micro TDMfixation par aiguille de titanefixation par sutureisolation des ganglions rachidiensculture de neurones primairesvaluation de la cicatrisation osseuse

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