Établissement d’une procédure standardisée de ligature des artères rénales pour l’hypertension chez les hamsters dorés syriens

Résumé

Cette étude a établi et optimisé un modèle partiel de ligature des artères rénales chez les hamsters syriens (2K1C), qui induit de manière stable une hypertension secondaire liée à la RA sur un fond d’hyperlipidémie, offrant une base hautement reproductible pour la recherche cardiovasculaire.

Résumé

L’hypertension est considérée comme une menace majeure pour la santé mondiale, pouvant entraîner de graves complications, notamment un remodelage vasculaire, une insuffisance cardiaque, un infarctus du myocarde et une maladie rénale terminale. Les hamsters dorés syriens, un modèle avec une protéine de transfert d’ester cholestéryl (CETP) à expression naturelle, sont sensibles à l’hyperlipidémie induite par le régime alimentaire. Pour établir un modèle fiable et reproductible pour hamster afin d’étudier la relation entre la sténose de l’artère rénale (RAS), l’hypertension secondaire et les maladies cardiovasculaires, le modèle de Goldblatt à deux reins, une pince (2K1C) a été utilisé. Cette étude détaille une procédure chirurgicale affinée pour induire le SAR chez les hamsters dorés syriens via une ligature partielle de l’artère rénale, en mettant l’accent sur des facteurs critiques tels que la technique d’isolement chirurgical et le choix du matériau de la ligatura, qui influencent significativement les résultats. La mise en œuvre de ce protocole chirurgical standardisé a permis à environ 90 % des hamsters traités de présenter une élévation systolique constante de la pression artérielle de 25 à 30 mmHg. Cette procédure optimisée de ligature des artères rénales offre une méthode robuste pour générer un modèle de hamster hypertendu avec une grande consistance, une reproductibilité accrue et une utilité pour la recherche sur les maladies cardiovasculaires.

Introduction

La sténose de l’artère rénale (SAR) est une cause majeure d’hypertension secondaire et constitue un facteur de risque important pour la morbidité^{cardiovasculaire 1}. Un défi majeur en recherche clinique est la difficulté à délimiter la voie causale reliant dyslipidémie, hypertension et lésions des organes finaux, car les comorbidités et les médicaments concomitants perturbent fréquemment les études sur les patients. Cela souligne le besoin crucial d’un modèle animal capable de reproduire avec précision cette physiopathologie complexe dans un cadre expérimental contrôlé et reproductible.

Le modèle Goldblatt à deux reins et une pince (2K1C) est une méthode bien établie pour induire l’hypertension renovascule chez les rongeurs. Cependant, les espèces conventionnelles telles que les souris et les rats présentent des limitations considérables. Notamment, ces rongeurs ne possèdent pas la protéine de transfert d’esters de cholestéryl (CETP), une enzyme clé dans le métabolisme des lipoprotéines de haute densité^{chez l’humain 2}. En conséquence, ils sont résistants à l’hypercholestérolémie et à l’athérosclérose induits par l’alimentation, ne reproduisant pas le profil métabolique couramment observé chez les patients atteints de la SAR. De plus, la réponse hypertensive à la découpe de l’artère rénale dans ces modèles est souvent atténuée et très variable ; par exemple, les souris C57BL/6 présentent une augmentation minimale de la pression artérielle, tandis que les rats de Sprague-Dawley présentent une variabilité interindividuelle considérable, ce qui entrave les recherches mécanistiques et thérapeutiques^{reproductibles 3,4}.

En revanche, le hamster doré syrien (Mesocricetus auratus) possède des avantages physiologiques uniques pour ce type de recherche. Son expression naturelle du CETP permet le développement d’un profil lipoprotéique de type humain, incluant un LDL-C élevé et un HDL-C légèrement augmenté, suite à un régime riche en graisses et en cholestérol, entraînant la formation spontanée de lésions athéroscléreuses dans l’aorte et les artères^coronaires. Cela fournit un fond métabolique et vasculaire très pertinent pour l’étude des maladies cardiovasculaires. De plus, des preuves récentes indiquent que les hamsters réactivent la pression artérielle de manière significativement plus robuste face à l’activation du système rénine-angiotensine-aldostérone (RAAS) que les souris et les chymases, ce qui les rend particulièrement adaptés à la recherche sur^{l’hypertension 6}.

Malgré ces avantages, l’utilité du modèle hamster 2K1C a été limitée par l’absence d’un protocole chirurgical standardisé et survivant. Les techniques existantes, qui vont de la ligature complète avec des taux de mortalité élevés à la ligature partielle dépendante de l’opérateur, donnent des résultats incohérents et une faible^{reproductibilité 7}. Ainsi, pour exploiter pleinement la double susceptibilité du hamster aux maladies métaboliques et hypertensives, nous avons développé une approche chirurgicale affinée et hautement reproductible pour le modèle 2K1C. Ce protocole optimisé garantit une induction constante de l’hypertension sur un fond de dyslipidémie induite par l’alimentation, offrant ainsi une plateforme expérimentale robuste et intégrée pour étudier les effets synergiques de la RAS, de l’hyperlipidémie et des lésions cardiovasculaires.

Protocole

Les protocoles animaliers ont été approuvés par le comité d’éthique des animaux de laboratoire de l’Institut international d’innovation en santé de Jiangmen (N2023008) et de l’Université de Pékin (DLASBE0730). Des hamsters dorés syriens mâles, âgés de 10 à 12 semaines, ont été utilisés pour l’expérience. Les détails des réactifs et équipements utilisés étaient listés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation préopératoire

1. Nourrissez les animaux avec un régime alimentaire normal et fournissez de l’eau claire dans des conditions normales (température 21–24 °C, humidité 40 %–60 %, cycle clair-obscur de 12 h).
2. Stérilisez tous les instruments et matériaux chirurgicaux avant utilisation. Désinfectez la plateforme chirurgicale avec 75 % d’éthanol. Préchauffez une bouillotte à environ 38 °C avant l’opération.
3. Placez le hamster dans une chambre d’induction anesthésique administrée en isoflurane à 3 % (conformément aux protocoles approuvés par l’institution).
4. Confirmez l’anesthésie profonde en l’absence de réflexe de retrait des pédales. Maintenir l’anesthésie via un cône nasal contenant 1,5 % à 2 % d’isoflurane.
5. Retirez les poils de la région lombaire moyenne gauche à l’aide d’une tondeuse électrique.
6. Désinfectez la peau exposée avec de l’iode povidone.

2. Intervention chirurgicale

1. Effectuer une incision longitudinale d’environ 1,5 à 2 cm dans la peau le long de la ligne médiane de la région lombaire gauche à l’aide d’un scalpel. Disséquez sans détour les muscles sous-jacents pour séparer le grand dorsal de la couche iliocôtiste. Créez un canal d’accès d’environ 1 cm le long de la direction des fibres musculaires.
2. Rétractez doucement la graisse rétropéritonéale à l’aide de pinces contondantes pour exposer le rein. Externaliser le rein gauche et identifier le pédicule rénal. Séparez l’artère rénale et la veine à l’aide de pinces émoussées.
3. Placez une aiguille de 0,27 mm de diamètre à côté de l’artère rénale. Passez une suture en polypropylène 6-0 autour de l’artère et de l’aiguille. Faites un nœud simple par-dessus la main.
   1. Retirez soigneusement l’aiguille, en laissant une constriction circonférentielle qui réduit le diamètre luminal à 0,27 mm. Confirmez la réussite de la sténose en observant un rétrécissement visible, mais pas une cessation complète, du flux sanguin, accompagnée d’un léger changement de la couleur rénale.
4. Ramenez le rein dans la fosse rénale. Fermez séparément la couche musculaire et la peau à l’aide de sutures non absorbables en polypropylène 4-0 et 3-0, respectivement. Désinfectez la zone chirurgicale avec du povidone-iode suivi d’éthanol.
5. Placez l’animal sur un coussin chauffant et surveillez l’état respiratoire jusqu’à ce que la conscience revienne. Administrez du carprofène (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) jusqu’à 3 jours après l’opération. Hébergez le hamster individuellement pendant au moins une semaine.

3. Mesure de la tension artérielle

REMARQUE : Mesurez la pression artérielle de manière non invasive à 2 et 4 semaines après l’opération à l’aide d’un système de surveillance de la tension artérielle à la queue de la queue.

1. Anesthésiez les hamsters dans une chambre fournie à 3 % d’isoflurane.
2. Placez l’animal en position prone sur une planche d’opération et installez un masque pour maintenir l’anesthésie.
3. Fixez un brassard sur le membre avant et enregistrez la tension artérielle pendant au moins 2 minutes pour chaque animal.

4. Échographie

REMARQUE : Évaluez l’hémodynamique rénale et l’adaptation structurelle 4 semaines après l’opération à l’aide de systèmes Doppler couleur et d’échographie volumique tridimensionnelle.

1. Anesthésiez les hamsters dans une chambre fournie à 3 % d’isoflurane.
2. Placez l’animal en position prone sur une planche d’opération et installez un masque pour maintenir l’anesthésie.
3. Enlever les poils abdominaux à l’aide d’une crème dépilatoire pour assurer un contact acoustique optimal. Appliquez du gel de couplage avant de placer la sonde à ultrasons.
4. Placez la sonde au-dessus du rein gauche et obtenez une image longitudinale claire en mode B.
5. Mesurez la longueur rénale et l’épaisseur corticale à l’aide de la fonction du pied à coulisse.
6. Activez le mode Doppler couleur et visualisez le flux sanguin rénal.
7. Notez la vitesse systolique maximale, la vitesse en fin de diastolie, et calculez l’indice résistif.
8. Effectuer un balayage tridimensionnel pour reconstruire le volume rénal.
9. Enregistrez toutes les images et données de mesure.
10. Retirez la sonde et surveillez l’animal jusqu’à la convalescence.

Résultats

Dans cette étude, ces hamsters ont été divisés au hasard en deux groupes : 8 dans le groupe de chirurgie simulée et 11 dans le groupe chirurgical. Toutes les données sont présentées comme des moyens ± écarts-types, sauf indication contraire. Le temps d’intervention approximatif était de 20 à 25 minutes par animal. Il n’y a eu aucun décès intraopératoire, et le taux de survie dans les 9 semaines suivant l’opération était de 100 %. Deux semaines après l’opération, la tension artérielle non...

Discussion

Le modèle à deux reins, une pince (2K1C) est un modèle animal classique dans la recherche sur l’hypertension vasculaire rénale. Avec des racines historiques remontant au siècle dernier, il simule efficacement la pathogenèse de l’hypertension rénovasculaire humaine. Le mécanisme sous-jacent implique une ischémie induite par une sténose de l’artère rénale, qui active le système rénine-angiotensine (SAR), conduisant finalement à une hypertension systémique. Ce modèle reflète non seulement d...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Suture de fil de 0,37 diamètre	Johnson & Johnson MedTech, Chine	JH-18-5100
Suture au polypropylène 6-0	Yangzhou Huanyu Medical Equipment Co., Ltd., Chine	N/A
Machine d’anesthésie animale	Midmark Corporation, États-Unis	V2330299
Carprofène  ;	Macklin, Chine	C830557-5g
Kit de test de cholestérol & nbsp ;	Zhongsheng Beikong, Chine	100000180
Système d’échographie Doppler couleur	Mindray Medical, Chine	Resona8
Kit de test de glucose	Zhongsheng Beikong, Chine	100000240
Kit de test de cholestérol pour lipoprotéines de haute densité	Zhongsheng Beikong, Chine	100020235
LDLR KO Hamster doré syrien	Université de Pékin, Chine	N/A
Muromachi MK-2000ST Tensiomètre non invasif pour souris et souris Rats	Muromachi Kikai Co., Ltd., Japon	140305MU
Tapis chauffant pour animaux	Meitai, Chine	DXT30*35-1X
Rat Renin kit ELISA & nbsp ;	Covid, Chine	KWD-E7398R-B
Aiguille de suture	Johnson & Johnson MedTech, Chine	JH-18-5037
Kit de test triglycéride	Zhongsheng Beikong, Chine	100000220
Stérilisateur à vapeur à pression verticale	Yamato Scientific, Japon	J3170372