Modélisation animale
Cette étude a été approuvée par le comité d’éthique du deuxième hôpital affilié de l’Université de médecine traditionnelle chinoise du Fujian (Approbation n° FJPSPH-IAEC2024114) et menée conformément aux directives de bien-être animal. Les rats mâles de Sprague-Dawley pesant entre 180 et 200 g étaient hébergés dans des conditions contrôlées à 22-26°C et avec une humidité de 40-70 %. L’ICE a été induite par la méthode Allen de pertede poids 10 : anesthésie inhalée d’isoflurane à 3-4 %, incision médiane à T10, exposition des segments T9-T11, laminectomie (dure-mère intacte) et impact (pointe de 2 mm, vitesse de 0,5 m/s, profondeur de 1,3 mm, durée de 1 s). Les rats fictifs subissaient une laminectomie sans impact. Critères d’inclusion : score BBB < 8 à 24 heures après l’opération ; Critères d’exclusion : infection, transection de la moelle épinière. Soins postopératoires : analgésie (buprénorphine, 0,1 mg/kg de s.c., tous les 12 heures pendant 3 jours), expression vésicale (tous les 6 heures pendant 1 semaine) et soins stériles des plaies. Les rats modèles réussis ont été assignés aléatoirement à un groupe modèle, et aux groupes GLGZ à haute dose (2,32 g/kg, n = 10), moyenne (1,16 g/kg, n = 10), à faible dose (0,58 g/kg, n = 10).
Analyse de la fonction motrice
La partition de Basso, Beattie et Bresnahan (BBB) a été réalisée à l’aveugle. Les rats ont été observés en champ ouvert pendant 5 minutes, notant les mouvements articulaires des membres postérieurs, leur portée, leur allure et leur coordination.
Élastographie par ondes de cisaillement pour mesurer la raideur du droit fémoral
Un système d’échographie Doppler avec une sonde à réseau linéaire (18L6) a été utilisé. Les rats étaient placés en position couchée latérale (muscles détendus). L’EA était réalisée avec la sonde positionnée à un angle de 90° par rapport au muscle, à une profondeur de 1 à 2 cm. La région d’intérêt (ROI) a été fixée à 0,5 × 0,5 cm, et dix images ont été acquises par mesure. La valeur finale de rigidité représentait la moyenne de trois mesures valides. La vitesse des ondes de cisaillement (SWV) a été enregistrée ; Le contrôle qualité vert indiquait des imagesvalides 11.
Examen IRM
L’IRM a été réalisée à l’aide d’un scanner 7.0T avec une séquence de graisses supprimée pondérée T2 et une bobine spécifique à l’animal. Les paramètres d’acquisition étaient les suivants : temps de répétition (TR) 3 800 ms, temps d’écho (TE) 72 ms, épaisseur de tranche 1 mm, taille du voxel 0,1 × 0,1 × 1 mm, matrice 256 × 256, champ de vision (FOV) 25,6 × 25,6 mm, quatre moyennes de signal et verrouillage respiratoire. La surface de la lésion a été mesurée à l’aide d’un logiciel de traitement d’image.
Coloration histologique
La coloration HE a été réalisée par déparaffinisation séquentielle, réhydratation, coloration à l’hématoxyline pendant 5 minutes, rinçage à l’eau courante, différenciation à 1 % d’acide chlorhydrique-éthanol pendant 30 secondes, coloration à l’éosine pendant 2 minutes, déshydratation, nettoyage et montage. À titre de point de contrôle visuel, des sections colorées montraient des noyaux bleus et un cytoplasme rouge.
La coloration Nissl a été réalisée par déparaffinisation, réhydratation, incubation dans du bleu de toluidine à 0,1 % à 50-60 °C pendant 30 minutes, suivie d’un rinçage à l’eau distillée, de la différenciation de l’éthanol, de la déshydratation, du dégagement et du montage. À titre de contrôle visuel, des corps de Nissl bleu foncé ont été clairement observés dans le groupe simulé.
La coloration Luxol fast blue-cresyl violet a été réalisée par déparaffinisation, réhydratation, incubation dans Luxol fast blue à 60 °C pendant 2 heures, rinçage à 95 % d’éthanol, différenciation dans carbonate de lithium pendant 30 s, suivie d’une différenciation à 70 % d’éthanol, contre-coloration crèsyl violette pendant 10 minutes, déshydratation, déminage et montage. La concentration active de la crèsylle violette était de 0,1 %. À titre de contrôle visuel, une myéline bleu foncé a été observée dans le groupe simulé.
La coloration par immunofluorescence multiplex a été réalisée en commençant par la déparaffinisation, la réhydratation et la récupération d’antigènes à l’aide d’un tampon de citrate (pH 6,0) à 95 °C pendant 20 minutes. Les coupes ont été traitées avec du peroxyde d’hydrogène à 3 % pendant 10 minutes, suivies d’un blocage à 5 % de BSA à 37 °C pendant 1 heure. Les anticorps primaires ont été incubés toute la nuit à 4 °C (ASC : 1:500 ; Caspase-8 : 1:400 ; RIPK3 : 1:500). Après lavage avec PBS-T (0,1 % Tween-20, 3 x 5 min), des sections ont été incubées avec des anticorps secondaires marqués par HRP (1:1000) à 37 °C pendant 1 heure. Un marquage au fluorochrome a ensuite été appliqué : YTR520 Plus pour l’ASC, TYR570 Plus pour Caspase8, et TYR690 Plus pour RIPK3 (30 min), suivi d’une coloration nucléaire DAPI pendant 5 minutes. Des lames étaient montées, et l’imagerie réalisée à l’aide d’un microscope à fluorescence réglé à une exposition de 500 ms, gain de 1,0, grossissement ×200, avec des ensembles de filtres correspondant aux fluorochromes respectifs.
Pour le xylène et l’éthanol, toutes les opérations étaient effectuées dans une hotte de fumée, et des gants et lunettes de protection étaient portés pendant l’utilisation. Pour les réactifs colorants, le contact direct avec la peau était strictement évité. Tous les réactifs de déchets étaient éliminés dans des conteneurs désignés pour déchets dangereux. Pour les matériaux biologiques, une stérilisation complète à l’autoclave a été réalisée avant l’élimination finale afin d’éviter une contamination biologique potentielle.
Analyse statistique
ANOVA unidirectionnelle avec test post-hoc LSD a été utilisée pour les comparaisons de groupes. P < 0,05 était considéré comme statistiquement significatif.