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Article de méthode

Récupération postopératoire et stabilité de l’enregistrement chronique intracrânienne de l’électroencéphalographie multiélectrode chez les rats

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DOI :

10.3791/69937

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24 avril 2026

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1Core Facility Center, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Intensive Care Unit, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Department of Neurosurgery, Anesthesiology, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 4First Affiliated Hospital of Jinzhou Medical University, 5Department of Cardiology, Beijing Anzhen Hospital, Capital Medical University, 6Institute of Heart Lung and Blood Vessel Disease, Beijing Key Laboratory of Precision Medicine of Coronary Atherosclerotic Disease, Clinical center for coronary heart disease, Capital Medical University, 7Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 8Department of Physiology, Amsterdam University Medical Centre

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole définit un cadre standardisé pour l’évaluation post-chirurgicale après l’implantation chronique d’EEG multi-électrode chez le rat, incluant la surveillance séquentielle de la qualité du signal, la récupération comportementale et les marqueurs neuroinflammatoires afin de déterminer l’initiation appropriée d’enregistrements stables à long terme.

Résumé

L’implantation intracrânienne multi-électrodes permet l’acquisition simultanée de signaux neuronaux à travers les régions cérébrales mais introduit des perturbations post-chirurgicales pouvant affecter la qualité des données et le timing expérimental. Ce protocole décrit un flux de travail standardisé pour l’implantation chronique d’électrodes EEG intracrâniennes multi-sites ainsi qu’une évaluation structurée post-implantation chez les rats Sprague–Dawley. Les électrodes en fil de tungstène sont implantées stéréographiquement à trois sites intracrâniens prédéfinis (cortex cingulaire antérieur, hippocampe CA1 et cortex entorhinal) à l’aide d’une stratégie chirurgicale visant à minimiser la perturbation tissulaire.

Après l’implantation, le protocole spécifie une évaluation longitudinale sur cinq domaines : la précision de la localisation des électrodes, l’intégrité du potentiel local du champ, le comportement lié à la douleur, le comportement alimentaire et les marqueurs neuroinflammatoires. Des évaluations électrophysiologiques et comportementales sont réalisées à des moments postopératoires prédéfinis (jours de base et postopératoires 1, 4, 7, 10 et 13) afin de soutenir un suivi cohérent des effets post-chirurgicaux précoces (n = 3). Des analyses histologiques sont utilisées pour caractériser les réponses locales des tissus à la fin de l’étude (n = 3 par moment donné).

Des critères opérationnels et des intervalles d’évaluation sont fournis pour guider les décisions concernant la préparation expérimentale et l’initiation des enregistrements à long terme. Ce protocole offre une approche structurée du suivi post-implantation et informe le calendrier approprié des expériences neurophysiologiques en aval.

Introduction

L’électroencéphalographie intracrânienne (EEG) permet une mesure à haute résolution de l’activité neuronale en enregistrant directement les signaux provenant du tissucérébral 1,2, offrant des avantages en spécificité spatiale et fidélité du signal par rapport aux approches EEG du cuirchevelu 3. Les enregistrements intracrâniens à plusieurs régions offrent des éclairages sur les interactions au niveau du réseau, largement utilisées pour étudier la dynamique neuronale sous-jacente à la cognition et aux maladies, et sont couramment mises en œuvre dans les modèles de rongeurs pour des études mécanistiques etlongitudinales 4,5.

Les électrodes en fil de tungstène sont couramment utilisées pour les enregistrements chroniques en raison de leur stabilité mécanique et de leurbiocompatibilité 6,7,8. Cependant, l’implantation nécessite une chirurgie invasive qui peut temporairement perturber la physiologie neuronale, l’intégrité tissulaire et le comportementanimal 9,10,11. Des défis tels que le stress chirurgical aigu, l’inflammation locale, les réponses gliales et les changements dans le comportement alimentaire ou nociceptif peuvent influencer la qualité du signal et l’interprétation expérimentale durant la période post-implantationprécoce 12,13,14. Cependant, cette période de récupération reste largement empirique, avec des fenêtres de récupération rapportées allant de 5 à 7jours 15,16. Les retards prolongés, en revanche, peuvent introduire des confondus supplémentaires liés au remodelage tissulaire ou au déplacementd’électrodes 17.

Malgré l’utilisation généralisée de l’EEG intracrânien chronique, il n’existe pas de cadre standardisé pour la surveillance post-implantation intégrant des évaluations électrophysiologiques, comportementales, inflammatoires et histologiques pour éclairer le timing expérimental. Par conséquent, le protocole actuel répond à cette lacune en présentant une approche structurée pour évaluer le statut post-implantation dans un modèle d’implantation multi-électrodes intracrânien chronique chez des rats Sprague–Dawley (SD) anesthésiés (6 semaines). Utilisant des électrodes en fil de tungstène implantées dans le cortex cingulaire antérieur (Cg1), l’hippocampe CA1 et le cortex entorhinal (EC), le protocole spécifie une évaluation longitudinale de la stabilité des électrodes, les caractéristiques du signal EEG, les indicateurs comportementaux et les marqueurs inflammatoires sur une période de deux semaines. Bien que les évaluations soient réalisées sous anesthésie générale pour la commodité pratique, cette approche n’affecte pas l’objectif principal d’établir un cadre pour l’implantation et la stabilité des électrodes. Ce protocole vise à guider la surveillance post-chirurgicale et à soutenir la détermination cohérente des moments appropriés pour initier les études neurophysiologiques en aval.

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Protocole

Toutes les procédures animales ont été réalisées conformément aux directives institutionnelles et approuvées par le Comité de Soins et d’Utilisation Institutionnelles des Animaux de la Capital Medical University (ID d’approbation : AEEI-2024-391).

1. Préparation animale

  1. Procurez des rats mâles SD âgés de 6 semaines (poids corporel 220–230 g). Hébergez les animaux dans un environnement spécifique sans agents pathogènes (24 ± 2 °C, 50 ± 10 % d’humidité, 12 heures de cycle clair/obscur). Fournissez nourriture et eau à volonté de toute évidence. Acclimatez les rats pendant 7 jours avant l’opération.
  2. Après l’implantation de l’électrode, les rats domestiques individuellement dans les mêmes conditions environnementales afin d’éviter les dommages à la tête de la scène.
    REMARQUE : Le diagramme de flux de l’étude et les mesures correspondantes sont présentés à la Figure 1A. Les réactifs et équipements sont listés dans le tableau des matériaux.

2. Chirurgie d’implantation multi-électrode

  1. Anesthésiez les rats avec de l’isoflurane (3–4 % d’induction, 2 % d’entretien) administré avec de l’oxygène à 2 L/min.
  2. Placez le rat dans un cadre stéréotaxique et maintenez la température corporelle à 37 °C à l’aide d’une bouillotte thermostatique. Appliquez une pommade ophtalmique à l’érythromycine pour éviter le dessèchement cornéen.
  3. Raser le cuir chevelu et désinfecter avec une solution d’iodophore à 0,5 %.
  4. Effectuer une incision médiane du cuir chevelu (1 × 2 cm) pour exposer le crâne et retirer doucement le périoste à l’aide de coton-tige-coton stériles.
  5. Préparation et forage du crâne
    1. Identifier le bregma et le lambda et niveler le crâne dans les plans antérieur-postérieur et médial-latéral.
    2. Forez des trous de meule (diamètre ≤2 mm) aux coordonnées ciblées à l’aide d’une perceuse dentaire à basse vitesse avec irrigation saline intermittente.
  6. Préparation et insertion des électrodes
    1. Utilisez des électrodes en fil de tungstène isolées en polyimide (diamètre de la tige : 300 μm) avec une extrémité exposée de 4 à 8 mm (extrémité coupée à fleur). Mesurer l’impédance de l’électrode (| Z|) à 1 kHz ; les valeurs acceptables varient de 7 à 10 kΩ avec un angle de phase allant de 1° à 2°.
    2. Insérer lentement des électrodes dans les régions suivantes : Cg1 (cortex cingulaire antérieur) : AP +1,2 mm, ML −0,2 mm, DV −2,4 mm ; CA1 (hippocampe) : AP −3,3 mm, ML −1,8 mm, DV −3,0 mm ; EC (cortex entorhinal) : AP −6,7 mm, ML −4,0 mm, DV −8,0 mm.
    3. Implantez une vis crânienne en acier inoxydable sur la région controlatérale CA1 et utilisez-la comme électrode de terre.
  7. Fixation et fermeture de l’électrode
    1. Vérifier la profondeur et le ciblage corrects des électrodes à l’aide de coordonnées stéréotaxiques lors de l’implantation ; confirmer la localisation des électrodes a posteriori par identification histologique des traces d’électrodes.
    2. Fixez les électrodes et les vis à l’aide de résine dentaire (durcez 30 à 60 s par couche).
    3. Connectez les câbles d’électrode à un connecteur de tête et suturez la peau environnante.
  8. Enregistrer l’activité EEG de base pendant 30 minutes au moment correspondant (Figure 1A) tout en maintenant l’anesthésie.

3. Soins postopératoires et manipulation

  1. Laissez les rats récupérer sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’ils soient complètement déambulatoires.
  2. Les rats domestiques sont contrôlés à température et humidité avec une litière souple et un accès à la nourriture et à l’eau pour réduire le stress.
  3. Inspectez quotidiennement les sites d’incision, la stabilité des électrodes et l’intégrité du stade supérieur.
  4. Les animaux domestiques individuellement, assurent les soins quotidiens des plaies (solution iodophore à 0,5 %), et surveillent le bien-être sans agents pharmacologiques pour éviter les effets de confusion, conformément aux étudesprécédentes 6,18.

4. Enregistrement EEG longitudinal

  1. Effectuer des enregistrements EEG les jours 1, 4, 7, 10 et 13 après l’implantation.
  2. Anesthésier les rats avec de l’isoflurane (3–4 % d’induction, 1,5 % d’entretien).
  3. Stabilisez les câbles d’enregistrement pour minimiser les artefacts de mouvement et le bruit électromagnétique.
  4. Enregistrer un EEG de 30 minutes à partir de 9h00 pour contrôler la variabilité circadienne.
  5. Utiliser les paramètres d’acquisition suivants : taux d’échantillonnage : 1 000 Hz ; filtre passe-bande matériel : 0,5–40 Hz ; gain : 8–10. Effectuer un filtrage supplémentaire et le rejet des artefacts hors ligne.
  6. Les signaux EEG acceptables montrent des bases de base stables, un bruit ou une dérive minimals, et une amplitude et une fréquence physiologiquement plausibles ; excluez les enregistrements ne répondant pas à ces critères.

5. Analyse du signal EEG

  1. Analysez les signaux EEG à l’aide du logiciel référentisé.
  2. Inspectez visuellement les signaux et retirez les segments présentant des mouvements ou des artefacts électriques.
  3. Calculer la densité spectrale de puissance (PSD) en utilisant la FFT (fonction pwelch).
  4. Quantifiez l’activité oscillatoire en calculant la surface sous la courbe PSD (AUCpsd) pour des bandes de fréquences prédéfinies.
  5. Calculez le rapport signal/bruit (SNR) comme le rapport de puissance dans la bande du signal cible (0,5–40 Hz) à la bande de bruit de fond (40–80 Hz).
    REMARQUE : Les signaux stables présentent des profils PSD cohérents sur des jours d’enregistrement consécutifs.

6. Évaluation de la douleur

  1. Évaluer la douleur à l’aide de l’échelle RatGrimace 19,20 un jour avant l’opération (au départ) et sur tous les jours d’enregistrement.
  2. Utilisez une chambre d’observation (25 cm × 15 cm × 15 cm) et positionnez la caméra dans le coin supérieur gauche à un angle de 45°.
  3. Capturez des images faciales, aléatrisez l’ordre des images, et notez le raffermissement orbital, l’aplatissement du nez/joue, les changements de moustaches et la position de l’oreille (échelle 0–2).
  4. Additionnez les scores pour générer un score total de douleur par animal à chaque moment donné.

7. Comportement alimentaire et poids corporel

  1. Peser les rats et mesurer la consommation alimentaire quotidiennement. Calculer la consommation alimentaire en soustrayant le reste de la nourriture prépesée après 24 heures.
  2. Enregistrer le comportement des rats en continu pendant 24 heures sur 24 à l’aide d’un système d’enregistrement vidéo. Analyser le comportement alimentaire hors ligne par des expérimentateurs aveuglés aux conditions expérimentales.
  3. Surveillez l’alimentation en continu. Définissez une épisode d’alimentation comme ≥1 événement durant 5 s–15 min21.
  4. Calculer l’apport ajusté au poids corporel (g × 100/g de poids corporel) ; la moyenne de l’apport par repas (g/nombre d’événements alimentaires) ; et le taux d’apport (g/durée totale de l’alimentation en minimum).

8. Évaluation de la neuroinflammation

  1. Euthanasiez les rats par une surdose d’isoflurane suivie d’une décapitation.
  2. Prélever le tissu cérébral des hémisphères implantés au départ et aux jours postopératoires 1, 4, 7, 10 et 13 (n = 3 par moment).
  3. Plaque western
    1. Extraire la protéine totale du tissu cérébral et quantifier la concentration de protéines à l’aide d’un test d’acide bicinchoninique (BCA). Ajuster tous les échantillons à une concentration finale de 2 μg/μL et dénaturer à 100 °C pendant 5 minutes.
    2. Séparer les protéines par 10 % de SDS-PAGE à 120 V pendant 90 minutes, en chargeant 20 μg de protéines par voie.
    3. Transférer les protéines sur une membrane PVDF à 300 mA pendant 1 heure.
    4. Bloquer les membranes et incuber toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires contre le facteur de nécrose tumeur-α (TNF-α) et l’interleukine-6 (IL-6) (1:1 000).
    5. Incuber avec un anticorps secondaire conjugué à HRP (1:20 000, 2 h, température ambiante).
    6. Visualisez les bandes en utilisant l’ECL et l’image avec un système d’imagerie chimioluminescence utilisant le mode exposition automatique.
    7. Effectuez une densitométrie à l’aide d’ImageJ.

9. Sécurité et élimination des déchets

  1. Manipulez l’isoflurane à l’aide d’un système actif de récupération.
  2. Éliminez les objets tranchants et les tissus biologiques dans des contenants désignés pour les biohazards.
  3. Éliminer les réactifs chimiques conformément aux réglementations de sécurité institutionnelles.

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Résultats

Les 21 rats SD ont tous toléré l’implantation intracrânienne d’électrodes et ont complété le protocole d’étude. Des mesures longitudinales (EEG, poids corporel, comportement alimentaire et scores de douleur) ont été collectées sur les mêmes animaux à différents moments (n = 3), tandis que les évaluations neuroinflammatoires étaient des mesures terminales à chaque moment (n = 3 rats par jour : base, 1, 4, 7, 10, 13). Les données ont été évaluées pour la normalité à l’aide de tests de Shap...

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Discussion

L’implantation chronique d’électrodes intracrâniennes pour le suivi EEG chez les rongeurs reste une technique fondamentale pour étudier la dynamique neuronale à haute résolution temporelle. Établir une fenêtre de suivi et de récupération postopératoire appropriée est essentiel pour garantir à la fois la fiabilité du signal et le bien-être animal. Cette étude fournit un cadre structuré pour évaluer la stabilité électrophysiologique, les résultats comportementaux et les réponses inflammato...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le projet Excellent Young Talents de Capital Medical University (A2308).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Système actif d’évacuation à isofluoraneRDWR510-31-6
AnimauxRivière Charles
Kit de test BCASolarbioPC0020
Système d’imagerie ChemiDocBio-Rad17001401
Résine dentaireSommetXG473P03
Réactif de détection ECLSolarbioPE0010
Pommade ophtalmique à l’érythromycineRenhe1.00E+11
Anticorps secondaire anti-lapin de chèvreProteintechSA00001-2
GraphPad Prism 9.0Logiciel GraphPadLogiciel d’analyse statistique
Amplificateur de têteBIOPAC Systems IncEEG100C
BouillotteTechnologie YuYanS-100
ImageJInstituts nationaux de la santéLogiciels d’analyse d’images
Anticorps polyclonal IL-6Proteintech21865-1-AP
IodophoreCleanboom430-DFXDY100
IsofluranePropulsionR510 & ndash ; 31
Dispositif d’enregistrement neuro avec NeuroExplorer (v 5.012)PlexonOPX-A1600-128-16CLogiciel d’analyse de données électrophysiologiques
Membrane PVDFCytivaRPN303F
Système SDS-PAGEBio-Rad1658004
Appareil stéréotaxiqueZhongShi science technologieZS-PDC
TNF-& alpha ; Anticorps polyclonalProteintech17590-1-AP
Appareil de transfertBio-Rad1703937
Fil de tungstèneSystèmes A-M785500
Système d’enregistrement vidéoBasleracA1920
Anticorps monoclonal &bêta ;-actineProteintech2D4H5

Références

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