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Article de recherche

Un modèle murin d’ablation lymphatique cardiaque par donneur par électrocautérité pour la recherche en transplantation

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DOI :

10.3791/69959

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16 janvier 2026

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1Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Animal Experimental Centre, National Centre for Cardiovascular Disease, Department of Cardiac Surgery, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, National Center for Cardiovascular Diseases, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Nous avons développé un nouveau modèle murin d’ablation lymphatique cardiaque par donneur lors d’une transplantation cardiaque. Ce modèle démontre que la perturbation des lymphatiques du donneur atténue le rejet aigu, réduit la lésion du myocarde et prolonge la survie des greffons, offrant de nouvelles perspectives sur la fonction lymphatique cardiaque dans l’immunité de la transplantation.

Résumé

Bien que les vaisseaux lymphatiques cardiaques aient suscité une attention croissante ces dernières années, la relation entre le système lymphatique cardiaque du donneur et le rejet aigu lors de la transplantation cardiaque reste à élucider.

L’activité électrophysiologique cardiaque a été évaluée par électrocardiographie (ECG) chez des souris normales avant et après une ablation lymphatique cardiaque. Les principaux vaisseaux lymphatiques des cœurs donneurs ont été visualisés par injection d’Evans Blue puis ablés par électrocatérisation. Un modèle de transplantation cardiaque présentant un dysfonctionnement lymphatique cardiaque par donneur a été établi à partir de cœurs soumis à une ablation lymphatique. La fonction du greffon cardiaque a été évaluée par échocardiographie, western blotting et ELISA. L’impact de l’ablation lymphatique par donneur sur le rejet aigu a été évalué par coloration par hématoxyline-éosine (HE) et suivi du temps de survie des greffons.

Les résultats de l’ECG n’ont montré aucun changement significatif de l’électrophysiologie cardiaque avant et après l’ablation lymphatique, confirmant que les principaux vaisseaux cardiaques restaient intacts. Evans Blue a été injecté dans l’apex cardiaque pour étiqueter les vaisseaux lymphatiques. Les principaux lymphatiques ont ensuite été ablés par électrocautérage. Après l’achèvement de la procédure d’ablation, les souris ont été héparinées et leur cœur a ensuite été prélevé. L’aorte et l’artère pulmonaire ont été sectionnées, et la veine cave supérieure/inférieure, ainsi que les veines pulmonaires, ont été ligatues. Les cœurs du donneur préparés (ablatés) étaient ensuite transplantés. Les niveaux de cTnI et la fraction d’éjection ont montré que l’ablation lymphatique n’aggravait pas la lésion cardiaque. La coloration HE a révélé que l’ablation de lymphatiques cardiaques donneurs a soulagé le rejet aigu, réduit la lésion myocardique et prolongé la survie des greffons.

Nous avons établi avec succès un modèle de transplantation cardiaque murin avec dysfonction lymphatique cardiaque par donneur et démontré que l’ablation de lymphatiques cardiaques donneurs peut atténuer le rejet aigu, atténuer les lésions myocardiques et prolonger la survie des greffes. Ces résultats apportent de nouvelles perspectives et une base pour comprendre le rôle du système lymphatique cardiaque dans la transplantation cardiaque.

Introduction

Le rejet des allogreffes cardiaques reste l’une des complications les plus courantes et graves après une transplantation cardiaque, principalement classée en rejet cellulaire aigu et rejet médié par anticorps. Bien que les thérapies immunosuppressives modernes aient considérablement amélioré les taux de survie des greffons, le rejet reste un facteur déterminant majeur des résultats de la greffe. Selon la littérature, environ 12 % des patients vivent au moins un épisode de rejet aigu modéré ou sévère au cours de la première année suivant latransplantation 1.

Le système lymphatique cardiaque a suscité une attention croissante pour son rôle potentiel dans le rejet de la greffe. Au-delà de ses fonctions bien établies dans l’équilibre des fluides et la surveillance immunitaire, le système lymphatique joue un rôle important dans la modulation des réponses immunitaires. Les vaisseaux lymphatiques servent de conduits principaux pour les cellules immunitaires d’entrer et de sortir destissus 2,3. Dans le cœur, le réseau lymphatique fournit l’infrastructure fondamentale pour le transport et la recirculation des cellules immunitaires, y compris les lymphocytes. Par cette voie, les lymphocytes migrent du sang vers l’espace interstitiel, où ils assurent une surveillance immunitaire. Par la suite, ils sont drainés vers les ganglions lymphatiques et reviennent finalement à la circulationsystémique 2,4. De plus, des études indiquent que les lymphocytes T et leurs sous-ensembles jouent un rôle central dans les réponses aiguës de rejet, et que l’activation et la migration de ces cellules peuvent être influencées par le systèmelymphatique 5.

Bien que l’on sache que des vaisseaux lymphatiques existent dans le cœur et forment des réseaux analogues à des vaisseaux sanguins, leur importance n’a pas reçu une attention comparable au fil des années. Des études ont démontré que l’absence de vaisseaux lymphatiques fonctionnels conduit à une hypertrophie cardiaque marquée et à un œdème, indiquant un rôle crucial des lymphatiques dans le maintien de l’homéostasie du tissucardiaque 6. De plus, un drainage lymphatique altéré ou absent peut réduire l’efficacité de la délambée des cellules inflammatoires, aggravant ainsi les réponses inflammatoires locales et influençant le processus de remodelage cardiaque7.

Dans les maladies cardiaques, diverses interventions ciblant les vaisseaux lymphatiques existent. Dans les modèles murins, une carence lymphatique cardiaque peut être induite en générant des souris Vegfc+/-8. Cliniquement, l’embolisation lymphatique médiastinaleinterventionnelle 9 et la chirurgie péricardique par fenêtreminimalement invasive 10 peuvent être utilisées pour traiter l’épanchement péricardique chyleux. Pour les patients atteints de physiologie circulatoire de Fontan, la décompression lymphatique peut être réaliséechirurgicalement 11, via la décompression percutanée des canauxthoraciques 12, ou en établissant une anastomose lymphoveneuse13. Les techniques d’occlusion incluent l’embolisation des canauxthoraciques 14, l’embolisation sélective des canauxlymphatiques 15 et la ligature des canauxthoraciques 16. Cependant, les interventions directes ciblant les vaisseaux lymphatiques cardiaques eux-mêmes restent limitées.

Compte tenu du rôle crucial des vaisseaux lymphatiques cardiaques, nous avons mis en place un nouveau modèle de transplantation cardiaque murin en ablant les principaux vaisseaux lymphatiques dans les cœurs de donneurs par électrocautération . Ce modèle a été utilisé pour étudier l’impact de la dysfonction lymphatique des greffes par donneur sur le rejet aigu après transplantation.

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Protocole

Les souris mâles C57BL/6J et BALB/c (mâles, 6-8 semaines, 25-28 g de poids corporel) ont été maintenus dans des conditions spécifiques sans agents pathogènes. Toutes les procédures expérimentales ont été menées conformément aux protocoles approuvés par le Comité d’éthique animale de l’hôpital de Fuwai (Approbation n° : 0108-7-800-ZX(X)-019).

Visualisation et ablation des vaisseaux lymphatiques cardiaques chez la souris
Pour simuler un dysfonctionnement lymphatique cardiaque, les principaux vaisseaux lymphatiques cardiaques ont été ablés par électrocautérage.

Toutes les souris ont été anesthésiées par injection intraperitonéale de tribromoéthanol à 1,25 % à une dose de 0,2 mL pour 10 g de poids corporel et ventilées mécaniquement tout au long de la procédure. Après anesthésie au tribromoéthanol, les souris BALB/c ont subi une intubation endotrachéale à l’aide d’un cathéter de calibre 22 et ont été connectées aux électroélectrocardiogrammes (ECG) (Figure 1A, Figure supplémentaire S1). Dans les paramètres du ventilateur, le ratio respiratoire était fixé à 1:1 ou 1:2, avec un volume de marée de 0,3 mL et un rythme respiratoire de 100 respirations/min. Après avoir connecté le cathéter au ventilateur, l’état de la souris était étroitement surveillé ; L’intubation était considérée comme réussie si la fréquence respiratoire de la souris correspondait à celle du ventilateur, tandis que des taux irréguliers ou une distension abdominale indiquaient une défaillance nécessitant une réintubation. Une thoracotomie a ensuite été pratiquée dans l’espace intercostal gauche 3-4 avec une incision d’environ 1 cm, et un écarteur a été utilisé pour exposer l’ensemble du cœur (Figure 1B). Par la suite, 5 μL de colorant bleu d’Evans ont été injectés intramusculairement dans l’apex cardiaque pour visualiser les vaisseaux lymphatiques, avec une période d’attente d’une minute après l’injection pour permettre une opacification complète (Figure 1C, E ; Figure supplémentaire S2A-B), notant que le bleu d’Evans doit être injecté très lentement. Après visualisation, la localisation des principaux vaisseaux lymphatiques cardiaques a été confirmée en comparant avec les données anatomiques précédemmentrapportées 17,18, et l’ablation a été réalisée à l’aide d’un stylo électrocautéraire réglé à 10 W en mode continu, avec un temps de coagulation d’environ 3 à 7 secondes (Figure 1D,F). L’électrocardiographie (ECG) était surveillée avant et après l’ablation afin de garantir l’absence de lésion vasculaire (Figure 1G,H). Enfin, après une ablation lymphatique majeure, les souris ont été héparinées en préparation d’une prélèvement cardiaque ultérieur par donneur. Une représentation schématique de la procédure chirurgicale est présentée à la Figure 2.

Transplantation hétérotope cardiaque abdominale
La transplantation cardiaque hétérotopique dans la cavité abdominale de souris a été réalisée comme décritprécédemment 19. Un bref protocole est résumé ci-dessous :

Procédure par donneur
Une laparotomie a été réalisée le long de la ligne alba chez des souris BALB/c, et 1 mL de solution physiologique à 50 U/mL à 4 °C a été injecté dans la veine cave inférieure, tandis que l’aorte abdominale a été sectionnée pour induire une héparinisation systémique. Après cela, le cœur a été exposé, et 8-0 Des points de suture étaient utilisés pour ligater la veine cave supérieure gauche et droite, qui étaient ensuite sectionnées à l’extrémité distale des points (Figure 3A,B). Par la suite, l’aorte a été isolée du tissu adipeux environnant et coupée près de l’arc aortique (Figure 3C), et une procédure similaire a été réalisée pour isoler et transecter l’artère pulmonaire (Figure 3D). La veine cave inférieure du segment thoracique a été ligaturée avec 8-0 des sutures et des coupes à l’extrémité distale (Figure 3E), après quoi les veines pulmonaires ont été ligaturées et transsectées à l’aide de sutures tressées en soie 7-0 (Figure 3F). Enfin, le cœur du donneur excisé a été conservé dans une solution physiologique à 4 °C pour une transplantation ultérieure, tous les cœurs étant conservés pendant la même durée d’environ 30 minutes afin d’assurer la cohérence expérimentale.

Procédure du receveur
Anesthésiez les souris receveuses de C57BL/6J en préparation d’une transplantation de cœur abdominal. Une laparotomie a été réalisée le long de la ligne alba pour exposer l’aorte abdominale et la veine cave inférieure de la souris receveuse (Figure 4A). Après avoir ligaturé les vaisseaux des branches dorsales de la veine cave inférieure avec des sutures en nylon 10-0, des pinces vasculaires ont été utilisées pour obstruer le flux sanguin à travers l’aorte abdominale et la veine cave inférieure (Figure 4B). Par la suite, une fenêtre a été créée dans l’aorte abdominale et la veine cave inférieure de la souris recevrice, et le sang a été purgé des vaisseaux avec du sérum d’héparine. À l’aide de sutures en nylon 11-0, une anastomose latérale a été réalisée pour relier l’artère pulmonaire du cœur donneur à la veine cave inférieure du receveur et l’aorte du cœur donneur à l’aorte abdominale du receveur (Figure 4C-E). Enfin, les pinces vasculaires ont été libérées pour rétablir le flux sanguin vers la souris receveuse (Figure 4F).

Conception expérimentale
Groupe expérimental : Les vaisseaux lymphatiques cardiaques chez les souris BALB/c ont été visualisés à l’aide d’un colorant bleu Evans et ablés avec un stylo électrocautérique. Les cœurs de souris BALB/c avec vaisseaux lymphatiques ablés ont été transplantés dans des souris C57BL/6J.

Groupe témoin : Les vaisseaux lymphatiques cardiaques chez les souris BALB/c ont été visualisés à l’aide d’un colorant Evans Blue, mais aucune ablation n’a été réalisée. Les cœurs des souris BALB/c ont été transplantés dans des souris C57BL/6J.

Dans cette étude, la taille de l’échantillon a été standardisée à travers tous les groupes expérimentaux et les moments temporels, avec n=5 souris par groupe pour les tests réalisés 24 heures après la transplantation cardiaque, n=5 par groupe pour les tests 7 jours après la transplantation, et n=5 par groupe pour l’observation du temps de survie des greffons cardiaques.

Les cœurs de donneurs prélevés ont été conservés dans une solution salée glacée à 4 °C pendant 30 minutes avant la transplantation cardiaque. Les cœurs de donneurs expérimentaux et du groupe témoin ont été maintenus en solution saline pendant la même durée.

La durée du battement des greffons cardiaques était évaluée quotidiennement par palpation dans les deux groupes (n=5 par groupe).

Évaluation histologique et évaluation du rejet parenchymateux (PR)
Les échantillons de tissu myocarde ont subi une fixation à 10 % de formol pendant 48 heures, suivie d’une déshydratation par une série éthanol graduée (70 %, 80 %, 95 %, 100 %), un dégagement du xylène, un plongement par paraffine et un coupe microtome (4 μm), avec des sections résultantes colorées à l’aide d’hématoxyline et d’éosine (H&E). Le rejet du greffon a été évalué à l’aide du score PR pour la transplantation cardiaque, et le degré de la lésion du greffon a été évalué de manièreaveugle 20.

Examen échocardiographique
La fonction cardiaque a été évaluée à l’aide du système d’échographie (transducteur sonde 40 MHz 550). Les souris étaient placées en position allongée sur une plateforme animale rotative à 360 degrés. Après l’ablation des poils abdominaux, la fonction cardiaque a été évaluée sous anesthésie isoflurane à 1,0 %. La fraction d’éjection (FE) de la greffe cardiaque a été mesurée par échocardiographie en mode M.

Détection des marqueurs de lésions myocardiques
L’étendue des lésions tissulaires myocardiques a été évaluée en mesurant l’expression d’enzymes spécifiques aux cardiomyocytes dans le sérum. Les niveaux de troponine I (cTnI) cardiaque ont été analysés selon les instructions du fabricant.

Plaque western
À 24 heures après la transplantation cardiaque, le tissu myocarde des principales régions des vaisseaux lymphatiques des greffes cardiaques a été prélevé, tant dans les groupes témoin qu’expérimental. Conformément auprotocole 21 décrit précédemment, l’expression des marqueurs associés aux vaisseaux lymphatiques a été analysée. Les tissus cardiaques ont été soigneusement lysés dans un tampon de lyse RIPA contenant des inhibiteurs de protéases (phénylméthane sulfonylefluorure). Avant la dénaturation thermique, la concentration en protéines était déterminée à l’aide d’un kit BCA et ajustée à une concentration uniforme. La protéine totale de chaque groupe était séparée via SDS-PAGE puis transférée sur une membrane PVDF. La membrane PVDF a été bloquée avec 5 % de lait écrémé (température ambiante pendant 1 à 2 heures) puis incubée toute la nuit à 4 °C avec les anticorps primaires respectifs. Le lendemain, la membrane a été traitée avec un anticorps secondaire (anti-lapin, 1:1000) à température ambiante pendant 30 minutes. Les bandes membranaires ont été incubées avec une solution ECL (1-2 mL) et exposées pour capturer les images.

Les anticorps utilisés étaient les suivants : anticorps polyclonal LYVE1 (1:500), anticorps contre la podoplanine (1:500) et récepteur anti-VEGF 3 (1:50).

Analyse statistique
Tous les résultats sont exprimés en moyenne ± erreur standard de moyenne (MEB). Lors de la comparaison entre deux groupes, des analyses statistiques ont été réalisées à l’aide du test t de Student ou du test Wilcoxon de somme des rangs, selon la répartition des données et les caractéristiques. La signification statistique a été définie comme p < 0,05.

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Résultats

Évaluation de la fonction des greffes cardiaques
Des modèles murins de transplantation cardiaque ont été établis dans les groupes témoins et expérimentaux selon le protocole décrit. L’état fonctionnel des greffons a été évalué 24 heures après la transplantation. Le niveau d’expression de la troponine cardiaque sérique I (cTnI) était plus élevé dans le groupe expérimental que dans le groupe témoin, mais la différence n’était pas statistiquement significative (

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Discussion

Le système lymphatique cardiaque constitue un élément vital pour maintenir l’homéostasie du liquide tissulaire et soutenir la fonction immunitaire au sein du cœur. En facilitant la réabsorption du liquide interstitiel, le transport lipidique et la circulation des cellules immunitaires, il assure la performance cardiaque tant dans des conditions physiologiques que pathologiques. Ces dernières années, de plus en plus de preuves ont mis en lumière l’implication critique du système lymphatiq...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Fonds national des sciences naturelles pour les jeunes chercheurs distingués de Chine (82125004 ; à Jiangping Song), par le projet clé de biotechnologie de la frontière du programme national de recherche et développement des clés du ministère chinois des Sciences et de la Technologie (2023YFC3404300 ; à Jiangping Song), et par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention n° 82300464 à Yuan Chang).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Stylo électrocoagulantWeitaiV70
Pinces microscopiquesJinzhongWA3030
Pinces microscopiquesJinzhongWA2040
Porte-aiguille microscopiqueJinzhongYZE010
Porte-aiguille microscopiqueJinzhongYZE020
Ciseaux microscopiquesJinzhongYBC010
Ciseaux microscopiquesJinzhongYBC020
Porte-aiguilleJinzhongJ32010
CiseauxJinzhongY00010
Ventilateur pour petits animauxZhuodiDW-300

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