Ce protocole présente une technique de transplantation hétérotope cervicale hétérotopique, sans brassard, conçue pour permettre la pose fiable d’un second greffon cardiaque hétérotope afin d’évaluer la tolérance immunitaire spécifique au donneur dans des conditions physiologiques avec un minimum d’interférences de matériel étranger.
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Article de méthode
Modèle cervical sans suture de brassard pour la transplantation cardiaque hétérotope secondaire afin d’évaluer la tolérance immunitaire spécifique au donneur chez la souris
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Dans cet article
Résumé
Résumé
La transplantation cardiaque hétérotope murine est un modèle bien établi pour étudier le rejet des allogreffes et la tolérance immunitaire. Dans les études de tolérance, la pose d’un second greffon cardiaque hétérotopique est souvent nécessaire pour évaluer la spécificité du donneur, la région cervicale fournissant un site anatomique idéal. Bien que les techniques basées sur le brassard simplifient les anastomoses vasculaires, ces méthodes introduisent des matériaux artificiels capables de favoriser l’inflammation péri-anastomotique, de modifier l’hémodynamique et de perturber les analyses immunologiques. De plus, un rétrécissement des vaisseaux résultant de modifications génétiques, de traitements immunosuppresseurs, d’un âge avancé du receveur ou de conditions expérimentales chroniques peut rendre la pose des bras techniquement complexe dans les vaisseaux de petit calibre. Ici, nous présentons une technique sans manche, basée sur des sutures, pour la transplantation hétérotope cervicale chez la souris. Cette méthode évite l’utilisation de polymères intraluminaux, préserve le flux sanguin physiologique et réduit les complications associées à des dynamiques de flux modifiées. Le protocole comprend une préparation minutieuse des vaisseaux donneurs et receveurs, des micro-anastomoses de bout en bout de l’artère carotide et de la veine jugulaire externe, des évaluations de la pédale intraopératoire et des stratégies de surveillance postopératoire. En minimisant l’utilisation de matériaux artificiels et en s’adaptant à des vaisseaux de petit calibre, cette technique sans manchette établit une base physiologique et reproductible pour la transplantation cardiaque secondaire. Cette approche permet des études mécanistes rigoureuses de la tolérance spécifique au donneur dans les modèles de transplantation cardiaque murine.
Introduction
La transplantation cardiaque est une intervention vitale pour les patients atteints d’insuffisance cardiaqueterminale 1. Les receveurs atteints d’allogrefes cardiaques nécessitent une thérapie immunosuppressive à vie pour éviter le rejet2. Malgré l’immunosuppression, la survie à long terme des greffes reste compromise par un rejet aigu et chronique, en particulier le rejet médié par anticorps (RAM) et la vasculopathie cardiaque allogreffée (CAV)3. De plus, ces protocoles comportent des effets secondaires importants, notamment la néphrotoxicité, le syndrome métabolique, les infections et les cancers, qui réduisent à la fois la survie des greffons et despatients 2,4. Ces défis soulignent l’urgence d’une tolérance immunitaire, un état dans lequel le système immunitaire du receveur accepte la greffe du donneur sans nécessiter d’immunosuppression à vie5. Atteindre la tolérance éliminerait les toxicités liées aux médicaments, réduirait le risque d’infection et de cancer, préviendrait les lésions allo-immunes chroniques et permettrait le sevrage des stéroïdes, améliorant ainsi le contrôle métabolique et préservant la fonction des greffons. Bien que les stratégies de tolérance multiple aient montré des résultats prometteurs dans les modèles animaux, notamment le chimérisme mixte, le blocage costimulateur, les infusions de cellules régulatrices et les approches ciblées par les gènes, la traduction clinique restelimitée 6,7,8,9. Un obstacle important est la nécessité de modèles in vivo fiables qui testent rigoureusement la tolérance spécifique audonneur 5.
La transplantation cardiaque hétérotope murine est un modèle expérimental puissant et largement utilisé pour étudier les mécanismes de rejet des allogreffes et la tolérance 10,11,12,13,14. La disponibilité de souches de souris et de modèles transgéniques définis génétiquement permet une analyse rigoureuse des voies immunitaires impliquées dans les lésions par greffe et une régulation 9,15,16. Dans les études de tolérance, une deuxième greffe cardiaque hétérotopique, soit par un donneur apparié, soit par un tiers, est souvent nécessaire pour évaluer la spécificité du don de la régulationimmunitaire 13,17,18. La région cervicale constitue un site anatomique idéal pour cette seconde greffe, offrant un accès chirurgical direct, une surveillance fiable des greffons par palpation ou imagerie, ainsi qu’une récupération efficace des tissus pour des analyses immunologiques et histologiquesultérieures 8,19. Ces caractéristiques rendent le modèle cervical particulièrement précieux pour étudier les mécanismes d’induction et de rejet de tolérance dans un large éventail de contextes de greffe.
Plusieurs techniques de transplantation cardiaque hétérotope cervicale utilisant des sutures ont été décrites au cours des trois dernières décennies. Les premiers travaux ont établi que le cou est un site envisageable pour l’implantation de greffons et la surveillance fonctionnelle directe à l’aide d’anastomoses de bout en bout basées sur suture entre les vaisseaux du donneur et le système carotide et jugulairedu receveur 20. D’autres groupes ont rapporté des configurations de manchons sans manchette comme moyen alternatif de fixer l’artère pulmonaire donneuse ou l’aorte au vascularisationcervicale 21. Un nouveau modèle cervical de suture latérale a été proposé pour préserver la continuité des carotides natives et s’approcher davantage de la géométrie de l’anastomose abdominale standard de bout encôté 22. Ensemble, ces approches mettent en avant la polyvalence du site cervical et illustrent les compromis nécessaires entre la complexité technique, l’hémodynamique et la quantité de matière étrangère à l’interface anastomotique.
Une technique vasculaire anastomotique largement appliquée dans la transplantation cervicale murine est la technique du brassardintraluminal 23,24,25,26. Les techniques cervicales à base de manchette introduisent des stents intraluminaux pour simplifier les anastomoses microvasculaires et augmenter les taux de réussite technique, en particulier chez les microchirurgiens moinsexpérimentés 24,25,26. Alors que les approches basées sur les menottes simplifient le défi technique de connexion des vases, cette technique introduit des matières étrangères dans le site anastomotique. La présence de polymères peut favoriser une inflammation péri-anastomotique, modifier l’hémodynamique locale et potentiellement compromettre les analysesimmunitaires 27,28. De plus, le rétrécissement des vaisseaux du receveur, que ce soit dû à des souches de souris génétiquement modifiées, à un traitement immunosuppresseur, à un âge avancé du receveur ou à des conditions expérimentales chroniques, peut rendre le placement des brassards techniquement difficile dans les vaisseaux de petitcalibre 29.
Pour remédier à ces limites, nous avons développé une technique totalement sans manche, basée sur des sutures, pour la transplantation cardiaque hétérotopique cervicale. Dans cette configuration, l’artère carotide du receveur est anastomosée de bout en bout à l’aorte ascendante du donneur, et la veine jugulaire externe du receveur est anastomosée d’un bout à l’autre du tronc pulmonaire du donneur, assurant un flux d’entrée et de sortie directs pour la perfusion coronaire (Figure 1A). En minimisant l’utilisation de matériaux synthétiques intraluminaux, cette approche évite le contact direct polymère-sang au site anastomotique et est conceptuellement attrayant pour les études portant sur les réponses immunitaires et inflammatoires locales. La méthode implique une préparation méticuleuse des vaisseaux donneurs et receveurs, ainsi que des micro-anastomoses de bout en bout de l’artère carotide et de la veine jugulaire externe. De plus, une évaluation de la perpétuité intraopératoire et un suivi postopératoire sont réalisés. En pratique, ce modèle cervical sans manchette est appliqué lorsqu’une greffe cardiaque secondaire est nécessaire pour tester la tolérance spécifique du donneur après une greffe abdominale avec une survie à long terme, en particulier chez les souris transgéniques ou immunosupprimées avec des vaisseaux de petit calibre. Cependant, la technique nécessite également une expertise avancée en microchirurgie et l’accès à un microscope opératoire ; D’autres limitations liées à la ligature carotide et à la sélection du receveur sont abordées ci-dessous. En fournissant une plateforme reproductible, cette technique améliore à la fois la fiabilité des modèles de transplantation secondaire et soutient les études mécanistes de la tolérance spécifique au donneur dans les systèmes murins. Ce protocole utilise des anastomoses de bout en bout en reliant l’artère carotide du receveur à l’aorte ascendante du donneur et la veine jugulaire externe du receveur au tronc pulmonaire du donneur, assurant ainsi une perfusion coronaire robuste du greffon (Figure 1B). Les anastomoses de bout en bout créent un schéma simple d’entrée-sortie qui soutient de manière fiable la perfusion coronaire dans ce modèle.
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Protocole
Des souris ont été achetées au laboratoire Jackson. Des souris mâles et femelles, âgées de 6 à 10 semaines et pesant entre 20 et 30 g lors de la première greffe cardiaque abdominale, ont été incluses dans cette étude. Les donneurs et les receveurs ont été hébergés dans des conditions spécifiques sans agents pathogènes (FPS) à l’établissement pour rongeurs du Massachusetts General Hospital. Toutes les procédures ont été réalisées de manière humaine conformément aux directives des NIH pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire. Toutes les expériences animales ont été approuvées et menées sous la supervision du Comité Institutionnel de Soins et d’Utilisation des Animaux (IACUC) à l’Hôpital Général du Massachusetts (numéro de protocole 2020N000125). Le tableau des matériaux liste tous les réactifs, instruments et équipements utilisés dans ce protocole. L’approbation de l’IACUC est requise avant d’initier les expériences. Héberger et entretenir toutes les souris conformément aux directives institutionnelles et aux normes réglementaires applicables.
1. Préparation des animaux et des instruments
- Avant l’opération, stérilisez tous les instruments en les exposant à la vapeur saturée à 250 °F (121 °C) sous pression pendant 20 minutes. Les instruments microchirurgicaux requis sont présentés à la Figure 2. Protégez les extrémités des instruments microchirurgicaux pour éviter les dommages. Remplacez immédiatement les instruments cassés ou déformés pour maintenir un taux de réussite chirurgical optimal.
- Soins préopératoires pour les receveurs
- Ce protocole utilise des souris recevrices précédemment implantées avec une greffe cardiaque hétérotopiqueabdominale 10,11,12. Confirmez que les receveurs sont en bonne santé, que l’incision principale est complètement cicatrisée et exempte d’infection, et que la greffe abdominale continue de battre. Effectuer cette greffe cervicale secondaire entre le jour postopératoire (POD) 50 à 100 jours suivant la greffe abdominale. N’utilisez que les receveurs avec un greffon abdominal fonctionnel, car il s’agit d’un protocole detolérance 8,17.
- Des souris receveuses rapides pendant 1 à 2 heures avant l’intervention afin de minimiser le risque d’aspiration. Administrez Ethiqa XR (buprénorphine à libération prolongée, 3,25 mg/kg) et le méloxicam (5 mg/kg) par voie sous-cutanée pour l’analgésie. Ethiqa XR offre une analgésie soutenue jusqu’à72h30.
- Préparation des donneurs
- Sélectionnez des souris donneuses compatibles selon le sexe et l’âge correspondant à la souche appropriée selon le plan de l’étude. Pour les études de tolérance immunitaire aux allogreffes cardiaques, les groupes de donneurs peuvent inclure syngénique (même souche que le receveur), donneur allogénique (même souche que le donneur principal de transplantation cardiaque abdominale) et allogénique tiers (souche différente à la fois du donneur principal et du receveur).
- Confirmez l’état de santé et la période d’adaptation appropriée de toutes les souris donneuses et receveuses avant l’anesthésie.
2. Anesthésie
- Induction et soutien de l’anesthésie
- Induire une anesthésie avec 1 % à 2,5 % d’isoflurane en oxygène (débit de 1 à 2 L/min) à l’aide d’un vaporisateur de précision dans une chambre d’induction. Maintenir l’anesthésie via un cône nasal ou un tube endotrachéal. Appliquez le lubrifiant ophtalmique vétérinaire sur les deux yeux de la souris pour éviter le dessèchement cornéen sous anesthésie.
- Confirmez la profondeur de l’anesthésie en l’absence de réflexe de retrait des pédales. Placez l’animal sur une bouillotte pour maintenir la température corporelle tout au long de la procédure.
3. Prélèvement de cœur par donneur
- Exposition des donneurs
- Placez la souris donneuse en position couchée et fixez les membres avec du ruban adhésif. Enlever les poils et désinfecter la peau 3 fois avec des égouttons d’alcool isopropylique à 70 %.
- Réalisez une laparotomie de la ligne médiane suivie d’une sternotomie de la ligne médiane à l’aide de ciseaux fins pour exposer les cavités abdominale et thoracique. Mobilisez doucement les intestins du côté gauche avec une gaze humidifiée. Placez une gaze imbibée de solution saline sous les intestins pour maintenir l’hydratation.
- Perfusion et prélèvement de cœur par donneur
- Préparez une solution héparinisée froide (125 UI/mL) et chargez 0,2 à 0,3 mL dans une seringue de 0,5 mL.
- Annulez doucement la veine cave inférieure avec une aiguille ou un cathéter de 26 à 30G. Perfusez lentement 2 à 3 mL de solution héparisée froide sur 30 secondes. Attends au moins 1 à 2 minutes pour optimiser l’héparinisation.
- Réalisez une thoracotomie bilatérale pour exposer le cœur avec une visualisation maximale. Séparez la cage thoracique antérieure du côté dorsal et réfléchissez-la vers le haut, en la fixant avec une aiguille ou une pince.
- Disséquer de manière directe le tissu conjonctif entre l’aorte ascendante (AA) et le tronc pulmonaire (PT ; Figure 3A).
- Liguez les veines caves inférieure et supérieure avec 8 à 0 points de nylon près du cœur et transectez les vaisseaux ligés distalement aux ligatures. Disséque la physio aussi sèchement que possible.
- Liguez les veines pulmonaires gauche et droite avec une suture en nylon 6-0 et transectez les vaisseaux ligés distalement à la ligature.
- Exciser le cœur, en préservant une longueur suffisante de l’AA en sectionnant à l’origine de l’artère brachiocéphalique et de la physiothérapie. Préserver la paroi antérieure de la physiothérapie aussi longtemps que possible. Taillez l’AA et la PT pour assurer une anastomose sécurisée (Figure 3B).
- Placez le cœur dans une cuve de culture cellulaire de 60 mm remplie de solution saline normale refroidie et reperfusez doucement le cœur du donneur avec 1 mL supplémentaire de solution héparinée froide (125 UI/mL) via l’AA ou la physiothérapie pour éliminer les résidus sanguins. Évitez les injections à haute pression pour prévenir l’œdème myocardique ou les lésions des vaisseaux. Ajustez les récipients sur la plaque refroidie selon les besoins.
- Placez le cœur dans une solution froide de lactate de Ringer sur glace jusqu’à l’implantation. Le cœur du donneur est préférable implanté dans les 90 minutes suivant une ischémie froide et ne doit pas être conservé plus de 120 minutes.
4. Exposition de la zone cervicale du receveur
- Incision et isolement des vaisseaux
- Induire une anesthésie avec 1 % à 2,5 % d’isoflurane en oxygène (débit de 1 à 2 L/min) à l’aide d’un vaporisateur de précision dans une chambre d’induction. Maintenir l’anesthésie avec un cône nasal ou un tube endotrachéal. Confirmez une profondeur d’anesthésie adéquate en l’absence de réflexe de retrait pédalier. Injecter 0,5 mL de solution salée tiède normale par voie sous-cutanée dans la région dorsale du receveur pour un regain de liquide.
- Placez le destinataire sur une bouillotte pour maintenir la température corporelle. Rase toute la région cervicale. Placez la souris en position couchée avec la queue tournée vers l’opérateur. Immobilisez la tête, les membres et la queue avec du ruban adhésif, assurant une fixation sécurisée sans trop vous étirer. Appliquez une goutte de lubrifiant ophtalmique sur chaque œil pour éviter le dessèchement. Désinfectez la peau cervicale 3 fois avec des écouvillons à 70 % d’alcool isopropylique.
- Réaliser une incision longitudinale cutanée avec un T inversé au-dessus du cou, du sternum jusqu’à l’angle mandibulaire droit (Figure supplémentaire 1A).
- Mobiliser de manière brutale la veine jugulaire externe droite (VJE) depuis la clavicule médiale droite jusqu’à sa confluence majeure. Cauterisez et transectez de petites branches de l’EJV (Figure 4B).
- Isoler le lobe droit de la glande thyroïde et le transpercer par cautérisation. Transecter le muscle sternomastoïdien par cautérisation pour exposer l’artère carotide droite (AC).
- Mobiliser brusquement la CA droite aussi loin que possible au-dessus de la bifurcation carotidienne (Figure 4C).
- Appliquez une petite pince vasculaire sur la partie proximale de la CA. Placez une ligature en nylon 10 - 0 autour de la partie distale au niveau de la bifurcation carotide pour obstruer le flux sanguin.
- Appliquez une ligature en nylon 10 - 0 sur la partie proximale de l’EJV au niveau de la serre CA. Une fois que le EJV se disperse, arrêtez les saignements provenant des petits sites de branches précédemment cautérisés et sectionnés. Identifiez la confluence des veines auriculaires rétromandibulaires et postérieures lorsque le EJV se distend et appliquez une petite pince vasculaire à cette confluence pour obstruer le flux.
- Préparation de l’anastomose vasculaire
- Tranchez l’EJV et la CA entre la ligature et la pince à l’aide de ciseaux fins.
- Rincez les ouvertures des vaisseaux avec du sérum physiologique normal pour éliminer le sang et les caillots. Gardez le champ opératoire humide tout au long de la procédure d’implantation de greffe.
5. Implantation de greffon
- Pose de greffe
- Placez la greffe cardiaque du donneur à l’envers dans la région cervicale du receveur, la physiothérapie étant orientée latéralement et l’aorte ascendante (AA) orientée médialement.
- Couvrez le greffon d’une gaze humidifiée, en laissant la kiné et les AA exposés. La gaze protège et stabilise le greffon tout en améliorant la visualisation.
- Anastomose des vaisseaux sanguins
- Anastomosez le donneur AA d’un bout à l’autre jusqu’au receveur AC à l’aide de 11 - 0 points de nylon par technique de manche, avec les morsures AA superficielles du donneur sur le CA du receveur. Évitez une tension excessive (Figure 4D).
- Anastomosez la PT du donneur d’un bout à l’autre jusqu’à la VEJ du receveur en utilisant 11 - 0 points de suture nylon par technique manche, avec les morsures superficielles du donneur sur l’EJV du receveur. Évitez une tension excessive (Figure 4E).
- Retirez la pince distale EJV. Retirez la pince CA proximale pour rétablir le flux sanguin (Figure 4F). Le greffon doit immédiatement se remplir de sang, devenir rouge et se contracter en 1 à 2 minutes (Vidéo supplémentaire 1). Appliquez quelques gouttes de solution physiologique tiède à 37 °C sur la greffe pour aider à restaurer la contractilité.
- Comprimer doucement les zones anastomotiques avec des pointes de coton pour obtenir une hémostasie.
- Fermeture de poche
- Positionnez la greffe de manière sécurisée dans la poche cervicale sans tordre ni comprimer les vaisseaux et la trachée.
- Fermez l’incision cervicale avec 6 à 0 points absorbables avec un point de suture simple interrompu (Figure supplémentaire 1B). Ne couvrez pas le site de l’opération avec un pansement ; Laissez la zone ouverte à l’air.
6. Soins postopératoires et surveillance
- Surveillance immédiate
- Placez l’animal dans une chambre de récupération chaude pendant au moins 1 heure. Observez les comportements anormaux tels que la désorientation, les tremblements ou l’incapacité à marcher.
- Injectez 0,3 mL de solution physiologique tiède normale par voie sous-cutanée pour un remplacement liquidique. Transférez le destinataire dans une nouvelle cage stérilisée fournie de gel nutritionnel. Transplantez les animaux individuellement et ne les remettez pas en logement collectif avant une guérison complète, comme indiqué par la mobilité et le comportement normaux.
- Administrez du Meloxicam (5 mg/kg, par voie sous-cutanée) toutes les 12 heures pendant 72 heures postopératoires. Le chirurgien et le vétérinaire examinent régulièrement les animaux pendant la période de convalescence.
- Euthanasiez de manière humaine si l’animal présente > perte de poids corporel de 20 %, un gonflement sévère sur le site opératoire, des signes d’infection, de la léthargie ou d’autres signes de détresse, en utilisant l’inhalation de CO₂ selon les directives institutionnelles.
7. Objectifs expérimentaux
- Collecte de tissus
- Prélève les greffons à des moments prédéterminés pour l’histopathologie ou l’analyse immunologique. Pour la cytométrie en flux et l’histopathologie, prélever les tissus 2 à 3 jours avant l’arrêt prévu de la pulsation de greffe, sur la base d’expériences préliminaires.
- Prélever les prélèvements de greffe, de rate, de ganglions lymphatiques et de sang selon les exigences de l’étude.
- Analyse de la survie
- Enregistrer le temps de survie au greffon, défini comme le jour où la pulsation palpable cesse. Définir la survie à long terme (tolérance) lors de la transplantation cervicale secondaire comme une pulsation persistante par greffe du donneur au-delà de 50 jours après la transplantation, l’histopathologie confirmant l’absence de larges zones de nécrose.
- Tracez les courbes de survie des greffes à l’aide de l’analyse de Kaplan-Meier.
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Résultats
Un aperçu schématique de la procédure de transplantation cardiaque hétérotope cervicale sans brassard est présenté à la Figure 1. La vue microscopique des anastomoses vasculaires est illustrée à la Figure 1A, où l’aorte ascendante du donneur est anastomosée d’un bout à l’autre de l’artère carotide du receveur et le tronc pulmonaire du donneur est anastomosé de bout en bout à la veine jugulaire externe du receveur.
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Discussion
Les modèles de transplantation cardiaque murine ont joué un rôle crucial dans l’avancement de notre compréhension de l’immunologie de la transplantation. Depuis le développement du modèle hétérotopique abdominal original, ces systèmes ont été utilisés pour caractériser les mécanismes cellulaires et moléculaires du rejet, tester de nouveaux schémas immunosuppresseurs et évaluer les modifications génétiques des souches du donneur etdu receveur
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Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par la subvention 23CDA1049388 de l’American Heart Association à T.J.B. et par la subvention des National Institutes of Health R01AI143887 à L.V.R.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Insulingue, seringue de 0,5 ml | Covidien | 8881600350 | Injection sous-cutanée |
| Injection de chlorure de sodium à 0,9 % | BD | 1727170103 | Injection intraveineuse |
| Suture en nylon 10-0 | AROSurgical Instruments | T04A10N07-13 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Suture nylon 11-0 | ETHICON | 9016G | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Seringue de 1ml | BD | 309659 | Injection intraveineuse |
| 30G X 1/2 aiguille | BD | 305106 | Injection intraveineuse |
| Seringue de 3 ml | BD | 309657 | Injection intraveineuse |
| Suture nylon 6-0 | ETHICON | J212H | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Plaque de culture cellulaire de 60 mm | FALCON | 353002 | Pour la conservation des greffes |
| Boîtiers en aluminium coloré | Outils scientifiques finement | 20330-04 | Pour la souris, la chirurgie microscopique des instruments de désinfection |
| Embouts en coton | Fisherbrand | 14-960-3M | Arrêtez le saignement |
| Pinces Dumont #5 | Outils scientifiques finement | 11251-20 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VI | GÉNÉRIQUES SUR ORDONNANCE | 86084010030 | Analgésie ; |
| Sœurs fines | Outils scientifiques finement | 15400-12 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Éponges en gaze | MEDLINE | NON25334 | Protéger la greffe et interstine |
| Lampe chauffante avec socle | Braintree Scientfic | HL-1B | Soins post-opératoires |
| Héparine sodique | Northstar Rxllc. | 72603-412-01 ; | Injection intraveineuse |
| Isoflurane | Anesthésique & Baxter Soins critiques | 1001936060 | Pour l’anesthésie ; |
| Écouvillons d’alcool isopropylique | BD | 326895 | Désinfectez la peau avant l’opération |
| Microscope | Carl Zeiss | 303294-9903 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Mini tondeuse | Braintree Scientfic | CLP-88 | Pour l’épilation des poils chez la souris |
| Optixcare Eye Lube Plus | AVENTIX | OPX-4252 | Lubrifiant ophtalmique pour la protection oculaire pendant la chirurgie |
| Alloxate de Pivetal (Meloxicam) | PIVETAL | 21294589 | Analgésie ; |
| Kit d’instruments de cautérisation portable | McKesson Argent | 42295143 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
| Ringer » Solution tampon au lactate | Thermo Scientific | AAJ67572AP | Pour la conservation des greffes |
| Coussin chauffant pour petits animaux | K& H ; | HM10 | Pour la chirurgie de la souris |
| Bande chirurgical blanc transpore | 3M | 7100115870 | Fixez la branche, la tête et la queue de la souris pendant l’intervention |
| Pince vessale | Outils scientifiques finement | 00398-02 | Pour la chirurgie microscopique chez la souris |
Références
- Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
- Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
- Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
- Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
- Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
- Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
- Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
- Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
- Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
- Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
- Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
- Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
- Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
- Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
- Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
- Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
- Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
- Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
- Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
- Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
- Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
- Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
- Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
- Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
- Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
- Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
- Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
- Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
- Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
- Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
- Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
- Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).
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