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Article de méthode

Le Ki-67 avec des rapports neutrophiles/lymphocytes et CD4-positifs/CD8 prédit une réponse précoce dans le cancer du poumon non à petites cellules

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DOI :

10.3791/70014

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20 mars 2026

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1Department of Oncology, Binhaiwan Central Hospital of Dongguan, 2Department of internal medicine, Binhaiwan Central Hospital of Dongguan

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole standardise l’évaluation précoce de la réponse chez les patients atteints de CPNPC recevant des inhibiteurs-1/-L1 en intégrant le NLR de base, le rapport débit-cytométrique CD4/CD8, le score immunohistochimique Ki-67 tumoral et l’évaluation RECIST 1.1 après deux cycles, avec des points de contrôle qualité axés sur la reproductibilité tout au long du parcours.

Résumé

Cette étude a évalué la valeur prédictive combinée du statut d’expression tumorale Ki-67, le rapport neutrophiles/lymphocytes (NLR) du sang périphérique, et le rapport des lymphocytes T positifs CD4/CD8 positifs pour l’évaluation de la réponse à court terme chez les patients atteints d’un cancer du poumon non à petites cellules recevant un traitement inhibiteur-1/-L1. Nous avons analysé rétrospectivement 102 patients consécutifs traités à l’hôpital central de Binhaiwan entre janvier 2021 et octobre 2023, qui ont complété deux cycles de traitement. Les réponses ont été évaluées à l’aide des critères d’évaluation de la réponse dans les tumeurs solides (RECIST), version 1.1 : 13 patients ont obtenu une réponse complète, 26 une réponse partielle, 54 une maladie stable et 9 une maladie progressive. Pour l’analyse, nous avons défini la réponse comme réponse complète plus réponse partielle et non-réponse comme maladie stable plus maladie progressive. Le dépistage univariable a identifié des prédicteurs candidats associés au statut de réponse, qui ont été saisis dans la régression logistique multivariable ajustée selon l’âge, le statut de performance du Eastern Cooperative Oncology Group et l’historique tabagique, identifiant le statut Ki-67, le NLR et le rapport positif CD4/CD8 positif comme prédicteurs indépendants de la classification de la réponse à court terme. L’analyse des caractéristiques de fonctionnement du récepteur a soutenu une meilleure discrimination pour le modèle combiné de biomarqueurs par rapport aux marqueurs uniques, mettant en lumière une approche pratique et minimalement invasive pour la stratification précoce de la réponse dans ce contexte clinique.

Introduction

Représentant près de 85 % des cancers pulmonaires, le cancer du poumon non à petites cellules (NSCLC) est le sous-type histologique le plus répandu et touche principalement les adultes d’âge moyen et âgés enChine. Son étiologie est multifactorielle et inclut l’exposition au tabac, le contact prolongé avec la poussière industrielle ou les polluants, la susceptibilité héréditaire et l’exposition chronique aux agents cancérigènes environnementaux2˒3. Le CPNPC à un stade précoce présente souvent des symptômes respiratoires non spécifiques et peut être mal attribué à des affections courantes des voies respiratoires en soins primaires, contribuant à un retard dans la reconnaissance et à une forte proportion de patients diagnostiqués à des stadesavancés 4˒5.

Ces dernières années, le blocage des points de contrôle immunitaires est devenu un élément central du traitement systémique des CPNPC avancés. Les inhibiteurs de la mort programmée 1 (-1) et du ligand 1 de la mort programmée (-L1) ont démontré un bénéfice clinique durable et une amélioration de la survie chez certainspatients 6. Cependant, l’hétérogénéité de la réponse reste importante, et le fardeau financier ainsi que la toxicité potentielle d’une thérapie prolongée sont non négligeables7˒8. Les prédicteurs utilisés cliniquement tels que l’immunohistochimie tumorale-L1 et la charge mutationnelle tumorale (TMB) fournissent des informations précieuses, mais les deux présentent des contraintes pratiques qui limitent leur déploiement uniforme. L’évaluation de-L1 peut être influencée par l’hétérogénéité intratumorale et la variabilité du test/plateforme, tandis que le TMB nécessite généralement des ressources de séquençage, un délai de traitement plus long et des coûts plusélevés 9. Ces contraintes rendent cliniquement pertinent le développement de flux de travail utilisant des matériaux disponibles de manière routinière et pouvant être exécutés avec un contrôle qualité standardisé dans des centres à capacité de laboratoire variable.

D’un point de vue pratique, une approche pilotée par un protocole qui intègre un petit nombre de biomarqueurs accessibles peut soutenir la planification précoce du suivi après l’initiation du traitement. Par exemple, un échantillonnage standardisé de base avant la première perfusion et une fenêtre d’évaluation définie sur deux cycles peuvent aider les cliniciens à identifier les patients qui méritent un suivi plus approfondi ou une réévaluation plus précoce, tout en maintenant la transparence sur les étapes nécessaires pour reproduire les mesures entre les sites. Cette insistance sur la faisabilité et la reproductibilité est particulièrement pertinente pour les articles du protocole JoVE, où les étapes méthodologiques — et leurs points de contrôle qualité — sont au cœur de la contribution.

Ki-67 est un marqueur de prolifération nucléaire reflétant la dynamique de croissance tumorale et a été discuté en lien avec la contexture immunitaire. Un taux élevé de Ki-67 a été rapporté comme corrélé à l’expression de-L1 et pourrait être lié à des phénotypes d’évasion immunitaire qui façonnent la sensibilité aux inhibiteurs de points de contrôle immunitaires (ICI)10. Parallèlement, le rapport neutrophiles/lymphocytes (NLR) est un indice facilement accessible de l’état inflammatoire systémique et a été largement étudié comme facteur pronostique ou prédictif chez les patients recevant un traitement inhibiteur de-1/-L1 11. Un NLR plus élevé est généralement interprété comme reflétant un milieu immunosuppresseur — par neutrophilie relative et/ou lymphopénie — et a été associé à une réponse plus faible et à une survie réduite dans plusieurscohortes 12. Le rapport des lymphocytes T périphériques CD4-positifs/CD8 positifs offre une fenêtre supplémentaire vers l’homéostasie immunitaire adaptative, et l’équilibre fonctionnel entre les compartiments auxiliaires et cytotoxiques des cellules T est mécanistiquement pertinent pour une immunité antitumorale efficace sous le blocus-1/-L1 13.

Bien que Ki-67, NLR et le rapport CD4-positif/CD8 positif aient chacun montré une valeur potentielle en tant que marqueurs individuels, leur utilisation intégrée comme flux de travail opérationnel et minimement invasif pour l’évaluation précoce de la réponse dans les CPNPC reste insuffisamment caractérisée. Par conséquent, cette étude a examiné si la combinaison de l’expression de Ki-67 tumoral avec la NLR du sang périphérique et le rapport positif CD4/CD8 positif améliore la classification de la réponse à court terme après deux cycles de traitement par inhibiteurs-1/-L1, dans le but d’éclairer la stratification précoce du risque et de soutenir une réévaluation clinique rapide dans la pratique courante.

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Protocole

1. Éthique et conformité réglementaire

  1. Obtenir l’approbation du Comité d’éthique de l’hôpital central Binhaiwan de Dongguan (Approbation n° : 2021045).
  2. Veillez à ce que toutes les procédures respectent la Déclaration d’Helsinki.
  3. Confirmez que le consentement éclairé écrit a été obtenu avant le traitement et documentez le statut du consentement dans le dossier de l’étude.

2. Identification des patients et contrôle des critères d’éligibilité

  1. Identifier les patients consécutifs diagnostiqués avec un cancer du poumon non à petites cellules qui ont initié une thérapie programmée de la protéine de mort 1 / inhibiteur programmé de la mort du ligand 1 entre janvier 2021 et octobre 2023 au centre d’étude.
  2. Confirmez le diagnostic pathologique en consultant le rapport de pathologie.
  3. Confirmez la fin de deux cycles de traitement et définissez un cycle comme 3 semaines.
  4. Appliquer les critères d’inclusion.
    1. Confirmez l’âge de 35 à 80 ans au début du traitement.
    2. Confirmer l’absence de métastases hépatiques sur l’imagerie de base.
    3. Confirmez l’absence d’autres tumeurs primaires.
    4. Confirmez le temps de survie prévu documenté > 12 mois dans le dossier médical.
    5. Confirmez la disponibilité des dossiers médicaux de référence complets et des données d’imagerie de base.
  5. Applique des critères d’exclusion.
    1. Excluez les patients ayant subi une chirurgie cardiothoracique dans les 6 mois précédant le début du traitement.
    2. Excluez les patients dont le suivi est documenté et qui compromet le suivi.
    3. Excluez les patients souffrant de troubles psychiatriques graves compromettant le respect du protocole.
    4. Exclure les patients présentant des anomalies hématologiques ou de coagulation lors de l’évaluation initiale.
    5. Excluez les patients présentant une infection active sévère au départ.
    6. Excluez les patients ayant reçu une immunothérapie ou une thérapie ciblée dans les 30 jours précédant l’inscription.
    7. Excluez les patients qui interrompent le traitement pendant la fenêtre d’évaluation de deux cycles en raison d’un transfert, de contraintes financières ou d’un décès.
  6. Attribuer un identifiant d’étude unique à chaque patient éligible et désidentifier tous les dossiers avant analyse.
  7. Vérifier l’éligibilité de manière indépendante par deux enquêteurs et résoudre les divergences par consensus.
  8. Enregistrer l’adjudication dans un registre de sélection contenant l’identifiant de l’étude, l’élément filtré, la description de l’incohérence, les arbitres et la date.
    REMARQUE : Consignez les conditions de base susceptibles de déplacer les marqueurs inflammatoires (par exemple, fièvre, infection cliniquement suspectée ou exposition systémique aux corticostéroïdes) dans le journal de dépistage afin de soutenir les décisions d’exclusion et l’interprétation14.

3. Extraction de données cliniques de référence

  1. Récupérez les variables de référence dans le système de dossier médical électronique.
  2. Enregistrer le sexe, l’âge, l’indice de masse corporelle, le niveau d’éducation, la localisation de la tumeur, le diamètre maximal de la tumeur, le stade tumeur–nœud–métastase, la modalité de traitement, les antécédents tabagiques et le statut de performance du Eastern Cooperative Oncology Group.
  3. Exportez toutes les variables de référence dans un tableau non identifié.
  4. Verrouillez le jeu de données pour analyse en enregistrant une copie en lecture seule avec un horodatage.
  5. Vérifiez l’exactitude des données en recoupant au moins 10 % des entrées avec les enregistrements sources.
  6. Enregistrer les corrections dans un journal de corrections contenant le nom du champ, la valeur originale, la valeur corrigée, les initiales du relecteur et la date.
  7. Résumez les caractéristiques de référence par l’état de réponse et compilez le tableau des caractéristiques de référence pour le rapport sous forme de tableau 1.

4. Prélèvement sanguin périphérique de base et rapport neutrophiles/lymphocytes dérivé de l’hématologie

  1. Prélever le sang veineux à jeun d’une veine du membre supérieur dans les 2 heures précédant la première administration d’inhibiteur à l’aide de tubes anticoagulants EDTA (voir Tableau des matériaux).
  2. Inversez chaque tube 8 à 10 fois immédiatement après la collecte.
  3. Effectuez une prise complète de numération sanguine dans les 2 heures suivant la collecte à l’aide d’un analyseur hématologique automatisé (modèle indiqué dans le tableau des matériaux).
  4. Vérifiez quotidiennement l’état interne du contrôle qualité de l’analyseur avant le test d’échantillon et notez l’état de réussite/échec du contrôle qualité, le niveau de contrôle, l’opérateur et le modèle de l’analyseur dans le journal de l’étude.
  5. Enregistrez le nombre absolu de neutrophiles et de lymphocytes absolus à partir de la sortie de l’analyseur.
  6. Calculez le ratio neutrophiles/lymphocytes en utilisant la formule NLR = nombre absolu de neutrophiles / nombre absolu de lymphocytes.
  7. Signalez des échantillons coagulés ou hémolysés comme invalides dans le journal de l’étude.
  8. Répétez la prise de sang dans la même fenêtre pré-traitement lorsque cela est cliniquement réalisable et documentez la raison de tout résultat manquant ou invalide.
  9. Enregistrer le temps de prélèvement sanguin et le temps de CBC pour documenter la fenêtre pré-analytique de 2 heures de ≤.

5. Cytométrie en flux pour le rapport des lymphocytes T CD4 positifs/CD8 positifs

  1. Aliquot 50 μL d’EDTA a coagulé le sang entier dans un tube de flux de 12 × 75 mm (voir Tableau des matériaux).
  2. Ajouter 20 μL d’un réactif de sous-ensemble de lymphocytes T à quatre couleurs identifiant CD3, CD4, CD8 et CD45 à l’aide de quatre fluorochromes (voir Tableau des matériaux).
  3. Vortex pendant 1 à 2 secondes et incubation pendant 15 minutes à 20 à 25 °C protégé de la lumière.
  4. Ajoutez 450 μL de 1× de solution lysante de globules rouges préparée à partir d’un concentré de 10× (voir Tableau des matériaux).
  5. Mélangez par inversion douce et faites couver pendant 10 minutes à 20–25 °C à l’abri de la lumière.
  6. Ajoutez 2 mL de solution saline tamponnée phosphate (voir Tableau des matériaux) et mélangez par inversion 3 à 5 fois.
  7. Centrifugez à 350 × g pendant 5 minutes à température ambiante.
  8. Jetez le surnageant sans déranger la pastille.
  9. Resuspendez le pellet dans une solution séline tamponnée phosphate de 300 à 500 μL pour l’acquisition.
  10. Effectuez des vérifications quotidiennes de performance du cytomètre selon le flux de travail de l’instrument et notez le statut de réussite/échec dans la feuille d’exécution.
  11. Réglez les tensions du photomultiplicateur à l’aide d’un tube non coloré.
  12. Effectuez des contrôles monochromes (cellules ou billes) pour chaque fluorochrome.
  13. Calculez la compensation dans le logiciel d’acquisition à l’aide des contrôles monocolore.
  14. Maintenir les mêmes réglages de tension et la même matrice de compensation pour tous les échantillons du même lot et enregistrer la même date, opérateur, instantané de tension et nom de fichier de compensation.
  15. Prélèvez chaque échantillon à un débit faible à modéré et collectez au moins 10 000 événements lymphocytaires par échantillon.
  16. Lymphocytes de porte utilisant CD45 versus diffusion latérale.
  17. Les singlets de porte utilisent la zone de diffusion avant versus la hauteur de diffusion avant.
  18. Cellules T CD3-positives à la porte.
  19. Quantifier les sous-ensembles positifs au niveau du CD4 et du CD8 dans les événements positifs au niveau du CD3.
  20. Calculer le rapport positif au niveau du jour au jour du jour à l’année, selon le rapport positif au niveau du jour 4 du jour du jour, à l’aide du ratio positif au niveau du jour du jour 8 (le taux de positif au niveau du jour du jour).
  21. Vérifier la séparation des populations positives au niveau du jour au jour du cycle 4 et du cycle 8 sur les parcelles bivariées.
  22. Recalculer la compensation et relancer les contrôles après avoir observé un chevauchement incompatible avec la séparation attendue de la population.
  23. Enregistrez les graphiques représentatifs pour chaque lot (CD45/SSC, singlets, porte CD3, CD4 vs CD8) et archivez-les avec l’identifiant du lot et la date.
    REMARQUE : Enregistrez les numéros de lot des réactifs et les dates d’exécution dans des feuilles d’exécution internes pour supporter le suivi par lots15.

6. Immunohistochimie tumorale Ki-67 et affectation du statut binaire

  1. Découpez des sections tumorales fixées au formol à 4 μm et montez des sections sur des lames chargées (voir tableau des matériaux).
  2. Déparaffinez les coupes dans le xylène et réhydratez les sections par éthanol gradué vers l’eau.
  3. Effectuer la récupération de l’épitope induite par la chaleur à l’aide d’un tampon de récupération de citrate, pH 6 (voir Tableau des matériaux).
  4. Préchauffez le tampon de récupération à une température proche de l’échauffement avant le timing.
  5. La chaleur glisse en buffer de récupération pendant 20 minutes.
  6. Des lames refroidies à température ambiante pendant 20 minutes.
  7. Rincez les lames avec un tampon de lavage pour éliminer la solution de récupération résiduelle.
  8. Incubez des sections avec du peroxyde d’hydrogène à 3 % pendant 10 minutes à température ambiante.
  9. Le lavage coule trois fois avec un tampon de lavage pendant 1 à 2 minutes par lavage.
  10. Incuber des sections avec l’anticorps primaire Ki-67 (clone MIB-1 ; formulation prête à l’emploi ; voir Tableau des matériaux) pendant 20 minutes à température ambiante.
  11. Le lavage coule trois fois avec un tampon de lavage pendant 1 à 2 minutes par lavage.
  12. Appliquer un système de détection basé sur HRP et développer le chromogène avec du DAB selon les instructions du fabricant (voir Tableau des matériaux).
  13. Arrêtez le développement des chromogènes en rinçant à l’eau une fois que la coloration nucléaire est clairement visible et que le fond reste bas.
  14. Contre-teinte avec de l’hématoxyline, rincer, bleu, déshydrater par de l’éthanol gradué, transparent au xylène, et monter avec un support permanent (voir Tableau des matériaux).
  15. Examinez les sections sous microscopie à champ clair à 400×.
  16. Sélectionnez cinq champs tumoraux viables non chevauchants et évitez la nécrose, les artefacts d’écrasement et les effets de bord.
  17. Comptez au moins 100 noyaux tumoraux par champ et notez le nombre de noyaux présentant une coloration nucléaire brune sans équivoque.
  18. Comptez au moins 500 noyaux tumoraux par cas sur les cinq champs.
  19. Calculez l’indice de marquage Ki-67 au niveau du cas en utilisant la formule indice d’étiquetage ( %) = (noyaux tumoraux totaux positifs / noyaux totaux de tumeurs comptés) × 100 %.
  20. Évaluer l’intensité de coloration pour chaque cas comme étant 0 (aucun), 1 (jaune clair), 2 (brun-jaune) ou 3 (brun foncé) en utilisant l’intensité prédominante à travers les noyaux tumoraux comptés.
  21. Notez le pourcentage de cellules positives pour chaque cas comme 0 (0–5 %), 1 (6–25 %), 2 (26–50 %), 3 (51–75 %) ou 4 (>75 %) en utilisant l’indice d’étiquetage au niveau des cas.
  22. Calculez le score immunoréactif à l’aide de l’IRS = score d’intensité × score de pourcentage.
  23. Attribuez l’état d’expression de Ki-67 pour l’analyse comme Ki-67 négatif pour IRS 0–4 et Ki-67 positif pour IRS 5–12, et utilisez ce statut binaire de manière cohérente tout au long du tableau 1–4 et modélisant les résultats.
  24. Effectuez un pointage à l’aveugle par deux pathologistes.
  25. Aveugler les deux pathologistes sur les résultats cliniques et les valeurs des biomarqueurs sanguins.
  26. Résoudre les désaccords de notation par révision conjointe et enregistrer la classification et la date de consensus finale.
  27. Archivez les images représentatives de chaque cas avec l’ID de l’étude et le grossissement.
  28. Inclure un tissu témoin positif connu et un témoin négatif (omettre l’anticorps primaire) à chaque coloration.
  29. Coloration répétée en cas de défaillance de contrôle ou de coloration en arrière-plan, empêchant l’interprétation.
    REMARQUE : Archivez la fiche de calcul de notation contenant les comptages de cinq champs, l’indice d’étiquetage, le score d’intensité, le score en pourcentage, l’IRS, et le statut final négatif/positif pourauditabilité 16.

7. Évaluation de la réponse après deux cycles

  1. Réalisez l’imagerie de base avant le premier cycle dans le cadre du flux de travail clinique habituel.
  2. Répétez l’imagerie après deux cycles de traitement et définissez chaque cycle comme 3 semaines.
  3. Évaluer la réponse au traitement en utilisant les critères d’évaluation de la réponse dans les tumeurs solides, version 1.1. 14
  4. Effectuer une évaluation indépendante en aveugle par deux radiologues.
  5. Aveugler les deux radiologues quant aux valeurs des biomarqueurs et aux covariables de modélisation.
  6. Résoudre les désaccords par consensus et consigner les détails de l’adjudication (initiales du lecteur, date, décision finale).
  7. Classez la catégorie de réponse en réponse complète, partielle, maladie stable ou maladie progressive selon RECIST 1.1.
  8. Attribuer la réponse complète + la réponse partielle au groupe de réponse.
  9. Attribuer maladie stable + maladie progressive au groupe non-réponse.
  10. Stockez les dates d’imagerie de référence et de suivi et vérifiez que la fenêtre d’évaluation correspond à deux cycles.
  11. Archivez les fiches de mesures RECIST avec l’ID de l’étude, le lecteur et la date d’audit.

8. Analyse statistique

  1. Effectuer des analyses statistiques à l’aide de logiciels statistiques (voir Tableau des matériaux).
  2. Présenter les variables continues normalement distribuées comme moyenne ± écart-type et comparer les groupes à l’aide d’un test t à échantillon indépendant.
  3. Présenter les variables catégorielles comme des comptages et des pourcentages, puis comparer les groupes en utilisant le test du chi carré ou le test exact de Fisher, selon le cas.
  4. Variables indépendantes du code selon le schéma de codage prédéfini et compilez la table de codage en Tableau 2.
  5. Filtrez les prédicteurs à l’aide d’analyses univariables et sélectionnez les variables répondant au critère prédéfini pour la modélisation multivariable.
  6. Ajustez un modèle de régression logistique multivariable en utilisant réponse = 0 et non-réponse = 1 comme variables dépendantes.
  7. Ajustez le modèle multivarié selon l’âge, le statut de performance du Eastern Cooperative Oncology Group et l’historique tabagique.
  8. Rapporter les estimations finales ajustées du modèle au tableau 3.
  9. Générez des courbes caractéristiques de fonctionnement du récepteur pour des prédicteurs simples et le modèle combiné.
  10. Déterminer les seuils basés sur les ROC en utilisant l’indice de Youden pour le NLR et le rapport positif CD4/CD8 positif, et appliquer les seuils dérivés de manière cohérente dans les analyses dichotomisées rapportées dans le tableau 4.
  11. Résumez la discrimination et la performance de classification pour les prédicteurs individuels et le modèle combiné dans le tableau 4.
  12. Réaliser des analyses de sensibilité en traitant le rapport neutrophiles/lymphocytes et le rapport CD4-positif/CD8-positif comme des prédicteurs continus sous le même ensemble de codage et d’ajustement des résultats.
  13. Rapporter les résultats de l’analyse de sensibilité sous forme de tableau complémentaire S1.
  14. Vérifiez la cohérence entre les valeurs du texte du manuscrit et les tableaux et figures correspondants, puis archivez les fichiers de sortie finaux et la version logicielle utilisée.

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Résultats

Caractéristiques de base
Les caractéristiques cliniques de base des 102 patients atteints de cancer du poumon non à petites cellules sont résumées dans le tableau 1. Le groupe de réponse (réponse complète + réponse partielle) comprenait 30 hommes et 9 femmes, tandis que le groupe non-réponse (maladie stable + maladie progressive) comprenait 50 hommes et 13 femmes (p = 0,771). Dans le groupe de réponse, 79,49 % des patients avaient moins de 65 ans, con...

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Discussion

L’inhibition des points de contrôle immunitaires est devenue un élément essentiel de la thérapie systémique pour le cancer du poumon non à petites cellules avancées (CPNC), mais un bénéfice cliniquement significatif reste concentré sur un sous-ensemble depatients 15 à 16. Cette hétérogénéité de la réponse, combinée au coût et à la toxicité potentielle d’un traitement prolongé, rend la stratification précoce de la réponse cliniquement pertin...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’aucun intérêt financier concurrent ou relation personnelle n’aurait pu influencer le travail rapporté dans cet article.

Remerciements

Nous remercions le Département de Pathologie et le Laboratoire Central de l’Hôpital Central Binhaiwan de Dongguan pour leur assistance technique en immunohistochimie et cytométrie en flux. Ce travail a été soutenu par le projet du Fonds de recherche en sciences et technologies médicales du Guangdong (Subvention n° B2022247).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Analyseur hématologique automatiséSysmex CorporationXN-1000Numération sanguine complète et calcul du NLR
Microscope à champ clairOlympeBX53Évaluation histologique
Tampon de récupération d’antigènes de citrate (pH 6,0)Abcamab93678Récupération d’antigènes induite par la chaleur
Kit de substrat DABLaboratoires VectorSK-4100Développement chromogénique
Tube de collecte sanguine anticoagulante EDTABD Biosciences367525Prélèvement de sang périphérique
Cytomètre en débitBD BiosciencesFACSCanto IIAnalyse des sous-ensembles des cellules T
Tubes de cytométrie à flux (12 figure-materials-1 75 mm)BD Falcon352058Tubes d’acquisition d’échantillons
Blocages de tissu tumoral fixé au formol et à la paraffineArchives de pathologie cliniqueN/AÉchantillons de tumeurs de CPNM
Réactif de sous-ensemble de cellules T à quatre couleurs (CD3/CD4/CD8/CD45)BD Biosciences340499Pour la détection des sous-ensembles lymphocytaires
Coloration à l’hématoxylineSigma-AldrichH3136Contre-coloration nucléaire
Kit de détection HRPDako (Agilent)K5007Système secondaire de détection d’anticorps
Anticorps primaire Ki-67 (clone MIB-1)Abcamab16667Détection immunohistochimique
MicrotomeLeica MicrosystemsRM2235Cutting 4 figure-materials-2 m sections FFPE
Solution physiologique tamponnée phosphate (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023Lavage et resuspension des cellules
Lames de microscope chargées positivementThermo Fisher ScientificJ1800AMNZMontage en coupe de tissu
Solution lysante des globules rougesBD Biosciences349202Lyse des érythrocytes avant cytométrie de flux
Logiciels d’analyse statistiqueIBMSPSS v26.0Analyse des données

Références

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