Application avancée de l’électrophorèse capillaire dans la détection des protéines monoclonales sériques à haute résolution

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour l’analyse des protéines sériques à haute résolution utilisant l’électrophorèse capillaire. Sous un champ électrique à haute tension, les protéines sériques migrent à travers un capillaire en fonction de la charge et de la mobilité électrophorétique. L’électrophérogramme résultant permet la détection, la localisation et la quantification des pics de protéines monoclonales.

Résumé

L’immunoglobuline monoclonale, également appelée protéine M ou paraprotéine, est produite par la prolifération clonale des plasmocytes ou lymphocytes B et sert de biomarqueur clé pour les gammopathies monoclonales. La détection et la quantification précises de la protéine M sérique sont essentielles pour le diagnostic précoce de la maladie, la classification clinique et le suivi thérapeutique. Ce protocole décrit une méthode utilisant l’électrophorèse capillaire (CE) pour la séparation à haute résolution des protéines sériques. Les protéines sont séparées dans un tampon alcalin sous électrophorèse haute tension et détectées par absorption ultraviolette, générant des électrophhérogrammes permettant une visualisation claire et une quantification des pics anormaux de protéines monoclonales. Comparé aux méthodes traditionnelles, CE offre une meilleure résolution de la région bêta et permet une analyse automatisée et rapide avec des exigences minimales de manipulation des échantillons. Cinq électrophérographies représentatives ont démontré la migration de la protéine M dans les régions β1, β2 et γ, avec des niveaux de protéine M de 0, 44,1 % (45,8 g/L), 10,5 % (8,6 g/L), 35,5 % (28,4 g/L), et des pics doubles de 41,3 % (46,0 g/L) et 12,4 % (13,8 g/L). Dans une étude rétrospective portant sur 700 échantillons séromiques cliniques, l’EC a atteint un taux de détection positif de 51,86 %, contre 52,86 % pour l’électrophorèse par immunofixation (IFE). En utilisant l’IFE comme méthode de référence, l’EC a démontré une sensibilité de 92,70 % et une spécificité de 93,94 %. Ces résultats ont confirmé que l’EC est une approche rapide et automatisée pour le dépistage et la quantification de la protéine M sérique dans les laboratoires cliniques de routine.

Introduction

Les troubles liés à la protéine M se caractérisent par la présence d’une immunoglobuline monoclonale (protéine M) dans le sérum et/ou l’urine. Ces protéines sont généralement sécrétées par les plasmocytes clonaux ou les lymphocytes B et sont principalement associées à des dyscrasies malignes des plasmocytes ou des gammopathies monoclonales^{bénignes 1,2}. Le spectre clinique de ces affections comprend la gammopathie monoclonale de signification indéterminée (MGUS), le plasmacytome solitaire (SPC), le myélome multiple fumant (SMM), le myélome multiple (MM), la leucémie des plasmocytes (PCL), la macroglobulinémie de Waldenström (WM), l’amyloïdose systémique à chaîne légère (AL), le lymphome non hodgkinien à cellules B (B-NHL) et d’autres troubles lymphoprolifatifs à cellules B (LPD)³. Une étude rétrospective menée en Espagne a révélé que parmi ces affections, le MGUS est le plus répandu, représentant 54,1 % des cas, suivi du MM (31,3 %) et d’autres gammopathies malignes (14,6 %). Il est également important de noter que la protéine M peut être produite en réponse à certaines affections non néoplasiques, comme le syndrome^{néphrotique 5}.

Le test de la protéine M joue un rôle crucial dans le diagnostic et la surveillance des troubles liés à la protéine^{M 6}. Cependant, le diagnostic précoce reste un défi clinique, car les patients atteints de MM sont souvent asymptomatiques aux premiers stades, ce qui conduit à un diagnostic retardé à une phase relativement avancée de la maladie. Environ 1 % des personnes atteintes de MGUS évoluent vers une maladie maligne chaque année — le plus souvent vers MM, WM ou SPC⁷. Bien que presque tous les cas de MM soient considérés comme ayant évolué à partir du MGUS, moins de 10 % des patients atteints de MM ont des antécédents documentés de diagnostic antérieur de MGUS. Par conséquent, une identification rapide de la protéine M dans le sérum et/ou l’urine peut fournir des indices précieux pour un diagnostic précoce de ces troubles, ce qui est crucial pour améliorer la survie et le pronostic des patients. Les recherches indiquent que les patients atteints de MGUS identifiés par un dépistage actif présentent moins de complications que ceux diagnostiqués de manière^{incidente 8}. Lors du suivi thérapeutique, les informations concernant l’isotype et le schéma de migration électrophorétique de la protéine M sont essentielles pour distinguer entre la récurrence de la protéine monoclonale d’origine et l’émergence de bandes oligoclonales ou d’une protéine M^{réactive secondaire 9}. L’apparition d’une nouvelle protéine M, souvent observée après une greffe de cellules souches autologues, est généralement considérée comme un indicateur pronostique favorable pour la plupart des^{patients 10}. Conformément à cette observation, les données comparatives de survie indiquent que les patients développant une protéine M secondaire présentent une survie globale médiane de 115,3 mois, contre 31,0 mois pour ceux qui n’en ont^{pas 11}.

L’électrophorèse protéique est une technique analytique très sophistiquée. Une gamme de méthodes est disponible pour détecter la protéine M sérique, notamment l’électrophorèse des protéines sériques (SPE), l’IFE, l’immunotypage par électrophorèse capillaire (IT), le test à chaîne légère libre (FLC), la détection à chaînes lourdes et légères (HLC), ainsi que la spectrométrie de masse (MS). Chaque approche offre des avantages distincts tout en faisant face à des limites inhérentes. La SPE peut être subdivisée en électrophorèse sur gel d’agarose (AGE) et EC. AGE, qui utilise un support à base d’agarose, est une méthode simple et économique, adaptée à une séparation et une analyse rapides. Cependant, elle est limitée par une sensibilité relativement faible, avec une limite de détection typique de 0,3 à 0,5 g/^{L 12}, ce qui peut entraîner l’échec à détecter les protéines M de faible ou faible concentration. De plus, la technique est sujette à la flexion et à la déformation de la bande, ce qui compromet la reproductibilité.

L’IFE est largement reconnu comme la référence en matière de typage de la protéine M. Après l’électrophorèse initiale, des anticorps spécifiques (anti-IgG, anti-IgA, anti-IgM, κ, λ) sont appliqués pour former des bandes immunoprécipitées, permettant d’identifier le type d’immunoglobuline et le sous-type de chaîne légère. L’IFE peut détecter la protéine M à des concentrations aussi faibles que 0,05-0,15 g/L, offrant une sensibilité plus de 10 fois supérieure à celle de l’EPS. Malgré cet avantage, un prétraitement spécialisé est nécessaire pour certains échantillons, tels que ceux contenant des polymères de la protéine M, afin d’assurer la dissociation avec β-mercaptoéthanol. Un traitement inadéquat peut entraîner des résultats trompeurs. De plus, les patients suivant de nouvelles thérapies combinées (par exemple, des schémas contenant daratumumab, bortézomib, dexaméthasone et thalidomide/lénalidomide) peuvent donner des résultats faux positifs en^{IFE 13}. Une limitation clé de l’IFE est qu’elle ne fournit que des résultats qualitatifs, car elle ne peut pas quantifier les niveaux de la protéine M et est donc inadaptée au suivi de l’efficacité^{thérapeutique 14}. Parmi les patients traités, les résultats IFE peuvent rester positifs même si la concentration en protéine M diminue lors du traitement réussi.

En revanche, l’informatique utilise des tampons capillaires comme milieu de séparation, offrant une résolution supérieure à celle de l’IFE conventionnel. Néanmoins, le processus nécessite des étapes laborieuses de prétraitement des échantillons, telles que le mélange d’antisérum, ce qui prolonge le flux global de détection. Les FLC, qui sont des chaînes légères immunoglobuliniques (κ et λ) non liées aux chaînes lourdes, sont directement quantifiées dans le sérum à l’aide d’anticorps ciblant leurs épitopes de « zone cachée », offrant une grande sensibilité à la détection des troubles liés à la chaîne légère avec une limite de détection aussi basse que 10 à 30 mg/L. Dans le MM, des niveaux élevés de FLC sériques sont corrélés à une charge tumorale et permettent une évaluation plus précoce de la réponse au traitement, en raison de leur demi-vie plus courte par rapport aux immunoglobulines^{intactes 15}. Cependant, son application clinique doit être combinée avec d’autres méthodes diagnostiques, telles que l’électrophorèse, afin d’écarter d’autres affections et d’assurer une évaluation complète. Par exemple, une fonction rénale altérée peut entraîner une fausse élévation des niveaux de la chaîne lumineuse. Les tests HLC représentent une autre approche quantitative qui utilise des anticorps ciblant les épitopes sur les chaînes constantes et légères de l’immunoglobuline. Cette conception permet la quantification séparée des appariements immunoglobuliniques spécifiques à l’isotype (par exemple, IgGκ et IgGλ), et le rapport HLC dérivé sert d’indicateur sensible de la clonalité. Cependant, les résultats peuvent être influencés par les niveaux d’immunoglobulines polyclonales de fond, et la méthode peut être moins fiable lors de l’analyse de variantes complexes de la protéine M. La SEP offre une sensibilité exceptionnelle et permet une caractérisation protéomique approfondie des protéines M. Cependant, son application est limitée par des coûts élevés d’équipement, des procédures analytiques longues et une expertise spécialisée requise pour l’interprétation des données.

La CE est une puissante technique analytique de séparation qui utilise des capillaires élastiques en silice fusionnée comme canaux de séparation et un champ électrique direct à haute tension comme force motrice. Il assure une séparation à haute résolution en tirant parti des différences dans la mobilité électrophorétique et/ou le comportement de partitionnement des analytes cibles. Depuis sa création, la technologie a évolué des configurations à capillaire unique à des réseaux capillaires à haut débit et des dispositifs microfluidiques miniaturisés. Ses applications couvrent désormais divers domaines, notamment l’analyse pharmaceutique, le diagnostic biomédical et clinique, les tests de sécurité alimentaire et la caractérisation^{biothérapeutique 16,17}. L’EC est de plus en plus reconnu comme un outil crucial pour le criblage et l’analyse quantitative des protéines M. Il détermine le pourcentage de protéine M par rapport à la protéine totale, qui peut ensuite être multiplié par la concentration totale de protéines pour calculer les niveaux absolus de protéines M. Plus particulièrement, son besoin minimal d’échantillons le rend particulièrement adapté à l’analyse de spécimens précieux ou limités en volume.

La CE offre trois avantages techniques clés. Premièrement, sa forte sensibilité analytique (0,1–0,5 g/L) permet la détection efficace des protéines M à faible concentration, réduisant ainsi le risque de mauvais diagnostic dans des conditions telles que le MGUS et les maladies des chaînes légères. Deuxièmement, le flux de travail entièrement automatisé élimine les erreurs d’interprétation subjective inhérentes aux méthodes traditionnelles de coloration à base de gel. Enfin, le temps d’analyse est considérablement réduit à 15 à 20 minutes, nettement plus court que les 60 à 90 minutes nécessaires pour l’électrophorèse conventionnelle. En tant que technique analytique clé entre l’électrophorèse de zone et la chromatographie liquide, le CE réalise la séparation électrophorétique en solution libre. Sous un champ électrique appliqué, les molécules protéiques sont principalement séparées par un écoulement électroosmotique au sein d’un tampon alcalin à un pH spécifique. Après dilution avec un tampon dédié, les échantillons sont injectés à l’anode capillaire sous haute tension pour initier une séparation rapide et efficace des protéines, puis détectés à la cathode à 200 nm. Après chaque cycle analytique, les capillaires subissent un nettoyage automatisé et un regain de tampon pour traiter les échantillons suivants. La séparation des protéines se fait dans l’ordre suivant : gamma-globuline, bêta-2-globuline, bêta-1-globuline, alpha-2-globuline, alpha-1-globuline et albumine, permettant d’identifier des anomalies dans une ou plusieurs fractions protéiques sériques. Notamment, l’EC offre une résolution améliorée dans la région bêta, la séparant nettement en composants globulines bêta-1 et bêta-2, fournissant ainsi des informations cliniques plus^{détaillées 18}. Porté par l’intégration de l’intelligence artificielle et les avancées continues dans la détection multi-paramètres, l’EC est sur le point d’évoluer vers une modalité de dépistage de première ligne pour la détection de la protéine M. Par conséquent, ce protocole décrit l’utilisation de l’électrophorèse capillaire pour la détection rapide, la localisation et l’analyse quantitative des protéines monoclonales sériques dans des échantillons cliniques.

Protocole

Le protocole de l’étude a été examiné et approuvé par le Comité d’éthique de l’Hôpital populaire provincial du Guangdong (Numéro d’approbation : KY2025-176-01). Tous les participants ont donné un consentement éclairé écrit avant la collecte de l’échantillon.

1. Préparation des matériaux

REMARQUE : Le kit de réactifs doit être stocké à 2–30 °C et a une durée de conservation allant jusqu’à 3 ans.

1. Stockez le tampon de courant à 2–8 °C et laissez-le atteindre la température ambiante avant utilisation. Une fois ouverte, la solution reste stable jusqu’à 3 mois. Utilisez cette solution comme tampon courant pour la séparation sérique des protéines lors de l’électrophorèse capillaire.
   REMARQUE : Le tampon de fonctionnement est prêt à être utilisé avec un pH de 9,9 ± 0,5. Le kit de réactifs contient trois flacons de 700 mL de tampon alcalin utilisés comme tampon courant pour la séparation des protéines sériques.
2. Diluez 75 mL de bouillon de solution de rinçage concentrée à 750 mL avec de l’eau déionisée avant utilisation. Conservez la solution de rinçage diluée à température ambiante. Une fois ouverte, la solution reste stable jusqu’à 3 mois. Utilisez cette solution pour nettoyer les tubes capillaires après électrophorèse.
   REMARQUE : La solution de rinçage contient de l’hydroxyde de sodium et est utilisée pour le nettoyage capillaire.
   ATTENTION : La solution de rinçage contient de l’hydroxyde de sodium, une substance corrosive qui peut provoquer de graves brûlures. En cas de contact visuel, rincez immédiatement avec beaucoup d’eau et consultez un médecin. Si la peau ou les vêtements sont contaminés, retirez immédiatement les vêtements contaminés. Portez toujours des vêtements de protection appropriés et utilisez une protection pour les yeux et le visage.
3. Conservez les gobelets de réactifs dans l’emballage d’origine scellé à 2–30 °C dans un endroit propre et sec. Utilisez les gobelets réactifs pour la dilution d’échantillons sur des instruments entièrement automatisés.
4. Conservez le filtre scellé dans un endroit sec à température ambiante (15–30 °C). Utilisez les filtres jetables pour filtrer les solutions tampons et l’eau déionisée.
5. Conservez la solution de nettoyage capillaire (voir Tableau des matériaux) à 2–8 °C et évitez les précipitations.
   REMARQUE : Chaque bouteille de concentré de solution nettoyante capillaire (25 mL/bouteille) contient des enzymes protéolytiques, des tensioactifs et d’autres additifs. Les additifs ne sont pas dangereux à la concentration d’application et sont nécessaires pour des performances optimales. La solution prévient les blocages capillaires et maintient des performances optimales.
6. Utilisez de l’eau déionisée filtrée avec une taille de pores ≤ 0,45 μm, une conductivité inférieure à 3 μS/cm et une résistivité supérieure à 0,33 MΩ·cm. Changez l’eau chaque jour pour éviter la contamination microbienne. Utilisez cette eau pour nettoyer les tubes capillaires de l’analyseur d’électrophorèse.
7. Préparez une solution d’hypochlorite de sodium contenant 2 à 3 % de chlore disponible. Utilisez cette solution pour le nettoyage par échantillon afin d’éliminer les protéines adsorbées. Conservez la solution chlorée en activité à température ambiante dans un récipient fermé. La solution reste stable jusqu’à 3 mois. Ne pas stocker près de la lumière du soleil, de la chaleur, des sources d’inflammation, des acides ou de l’ammoniac.

2. Collecte d’échantillons

1. Assurez-vous que les patients jeûnent pendant un minimum de 8 à 12 heures avant la prise de sang.
2. Demandez aux patients de se reposer en position assise ou couchée pendant 10 à 15 minutes afin de stabiliser l’hémodynamique.
3. Préparez les fournitures suivantes : aiguilles sanguines veineuses jetables, tubes de collecte sous vide (tubes sériques), garrot, cotons-tiges stériles, désinfectant alcool ou iodophore à 75 %, bandage adhésif médical et conteneur à déchets biologiques.
   REMARQUE : La veine cubitale médiane dans la fosse coudière est le site de ponction préféré.
4. Appliquez un garrot 3 à 5 cm au-dessus du site de la ponction pour engorger suffisamment la veine.
5. Désinfectez la peau avec 75 % d’alcool ou d’iodophore en spirale centrifuge du centre vers l’extérieur, couvrant une zone de ≥5 cm de diamètre, et laissez le désinfectant sécher naturellement à l’air libre sans toucher à nouveau la zone.
6. Tenez l’aiguille avec le biseau vers le haut à un angle de 15 à 30° par rapport à la peau et percez la paroi de la peau et des veines en douceur.
7. En observant le retour sanguin, sécurisez l’aiguille et connectez le tube à vide. Laissez le sang remplir le tube passivement sous pression négative, sans compression manuelle, pour éviter l’hémolyse.
8. Après la collecte, relâchez d’abord le garrot, puis retirez doucement l’aiguille, et appliquez immédiatement une pression sur le site de la perforation avec un coton stérile pendant 3 à 5 minutes pour assurer l’hémostasie.
9. Placez l’échantillon prélevé à température ambiante et laissez le sang coaguler naturellement.

3. Évaluation de la qualité des échantillons

1. Prélève des échantillons de sérum à la centrifugeuse à 2 095 x g pendant 10 minutes à température ambiante.
2. Soumettre les échantillons de sérum à une évaluation rigoureuse de la qualité visuelle sous une lumière naturelle adéquate sur un fond blanc uni.
3. Évaluez l’hémolyse en examinant la couleur et la clarté du surnageant. Classez les échantillons comme non hémolysés si le surnageant apparaît clair et jaune, tandis que toute décoloration rose ou rouge indique une hémolyse légère à sévère.
   REMARQUE : L’hémolyse peut produire une double zone alpha-2. La fraction de bêta-2 peut diminuer dans des échantillons séromiques vieillis ou mal stockés.
4. Inspectez la présence d’interférences fibrinogènes en vérifiant la présence de brins de fibrine visibles, de caillots ou de réseaux gélatineux au sein du surnageant, ainsi que d’une séparation de phase incomplète, de trouble ou de signaux analytiques incohérents.
   REMARQUE : Le fibrinogène migre en position bêta-2 (épaule sur bêta-2 ou superposée à la zone bêta-2, avec possiblement une augmentation de cette fraction). Dans certains échantillons (plasma, sérum non entièrement défibriné, ou patients sous traitement anticoagulant), le fibrinogène peut perturber l’analyse et conduire à une interprétation inexacte, comme la suspicion d’une bande monoclonale ou une augmentation de la fraction bêta-2.
5. Excluez les échantillons présentant hémolyse, interférence de fibrinogène ou autres anomalies pré-analytiques une fois détectées lors de l’analyse.
6. Prélever un nouvel échantillon sanguin selon les protocoles standardisés de phlébotomie et de traitement, en assurant un temps de coagulation approprié et des paramètres de centrifugation standardisés. Utilisez uniquement des échantillons d’apparence satisfaisante — clairs, sans hémolyse, fibrine, lipémie ou contamination — pour des tests ultérieurs.
7. Testez les échantillons sérumiques séparés dès que possible à température ambiante. Si un test immédiat n’est pas possible, conservez les échantillons à 2–8 °C pendant 10 jours et à -20 °C jusqu’à 30 jours. Ne congelez pas et ne décongelez pas les échantillons à répétition.
   REMARQUE : Évitez les échantillons de plasma. Lors de l’analyse d’échantillons de plasma vieillis (ce qui n’est pas recommandé), les composants labiles comme le complément C3 se dégradent avec le temps, de sorte que la zone bêta-2 correspond essentiellement au fibrinogène.
8. Avant le test, restaurez les échantillons à température ambiante et mélangez-les soigneusement. Assurez-vous que les échantillons congelés sont complètement décongelés avant utilisation.
   REMARQUE : Utilisez des échantillons de protéines sériques non diluées. Certains sérums réfrigérés peuvent devenir visqueux ou troubles, en particulier ceux contenant des cryoglobulines ou des cryogels. Utilisez directement des échantillons contenant des polyimmunoglobulines sans traitement préalable supplémentaire.

4. Procédures opérationnelles

1. Allumez l’analyseur automatisé d’électrophorèse capillaire (voir Tableau des matériaux) et le système informatique connecté. Attendez que l’instrument soit entièrement initialisé.
   REMARQUE : La longueur capillaire et le diamètre intérieur sont respectivement de 17,5 cm et 25 μm. La tension de séparation varie de 8 000 à 10 000 V. Une injection électrocinétique est utilisée, et la température de séparation est maintenue à environ 25 °C. Le temps total de course est d’environ 10 minutes par échantillon.
2. Lancez le logiciel PHORESIS (voir Tableau des matériaux) installé sur l’ordinateur pour le traitement des données.
3. Depuis l’interface logicielle, sélectionnez le programme PROTEIN (E) 6 puis insérez la bouteille tampon en fonctionnement dans l’instrument.
   REMARQUE : Ce programme est un protocole prédéfini calibré en usine, spécifiquement conçu pour le fractionnement des protéines sériques. Tous les paramètres sont préconfigurés dans le logiciel PHORESIS de l’instrument, sans besoin de modification manuelle.
4. Si nécessaire, placez la bouteille de réactif contenant la solution nettoyante résolubilisée à l’intérieur de l’instrument.
5. Montez une nouvelle coupe réactive sur la plateforme de chargement automatique de l’analyseur d’électrophorèse capillaire.
6. Installer une nouvelle boîte à déchets à l’emplacement standard d’élimination des déchets de l’analyseur d’électrophorèse capillaire pour les coupes de réactifs d’occasion.
7. Chargez les racks d’échantillons dans l’analyseur par l’ouverture du côté droit (capacité maximale : 15 racks).
   REMARQUE : Chaque rack peut accueillir jusqu’à 8 tubes d’échantillons. Le code-barres sur chaque tube à essai doit être visible à travers l’ouverture du rack.
8. Utilisez le support d’échantillons n°0 pour le sérum témoin. Utilisez un contrôle qualité tiers basé sur la moyenne cumulative et le coefficient de variation calculés à partir de 20 points de données de test.
9. Retirez le support d’échantillons terminé du bac de déchargement sur le côté gauche. Retirez et jetez la boîte à déchets contenant les gobelettes de réactifs usées si nécessaire.
   ATTENTION : Manipulez les gobelets de réactifs usés avec précaution, car ils peuvent contenir des échantillons biologiques.
10. Placez la solution de nettoyage capillaire en position S2 dans la chambre secondaire du réactif. Cliquez sur Entretien et Nettoyage sur l’écran de l’instrument, puis sélectionnez Démarrer Capiclean.
11. Placez une solution d’hypochlorite de sodium à 2-3 % dans la chambre du réactif secondaire (position T1). Cliquez sur Entretien et nettoyage sur l’écran de l’instrument, puis sélectionnez Démarrer la décontamination.
    REMARQUE : L’ensemble du processus de nettoyage capillaire dure automatiquement 45 minutes.
12. Initiez la séquence de nettoyage au moins une fois par semaine.

5. Analyse des résultats

1. Après chaque exécution d’analyse, transmettez les données brutes de l’instrument au logiciel pour traitement. Le logiciel génère un électrophérogramme qui s’affiche sur l’écran de l’ordinateur.
2. Analysez l’électrophérogramme et quantifiez les intensités d’absorption relatives de chaque bande protéique à une longueur d’onde de 200 nm à l’aide du logiciel.
   REMARQUE : Sur la base des concentrations totales de protéines mesurées par l’analyseur biochimique entièrement automatisé, le logiciel calcule la concentration de chaque bande protéique.
3. Utilisez les électrophhérogrammes générés pour l’évaluation visuelle et l’identification des bandes anormales.
   REMARQUE : Par défaut, le système affiche les électrophhérogrammes en mode redessin.
4. Utilisez un mode standard pour présenter les électrophhérogrammes initiaux dérivés de données brutes si nécessaire.
   REMARQUE : Les plages de référence de l’analyseur électrophorétique capillaire ont été établies par analyse statistique de 246 participants adultes en bonne santé (hommes et femmes) avec des niveaux normaux de triglycérides (Tableau 1). Il est recommandé que chaque laboratoire établisse ses propres normes.

6. Arrêt de l’instrument

1. À la fin de chaque séquence d’analyse, lancez la procédure d’arrêt de l’analyseur d’électrophorèse capillaire afin de stocker le capillaire dans des conditions idéales.
   1. Pour lancer la procédure d’arrêt, sélectionnez « Arrêt » dans le menu principal ou utilisez le rack d’arrêt fourni avec l’analyseur.
   2. Appuyez sur « Arrêter » dans le menu principal. Dans la fenêtre affichée à l’écran, appuyez sur pour lancer la procédure. Le processus d’arrêt commencera automatiquement à l’issue du programme d’analyse en cours.
   3. Le rack d’arrêt est étiqueté « EXTINCTION/SHUTDOWN CAPILLARYS 3 & MC ». Insérez ce rack à l’extrémité de la file d’attente du rack d’échantillons, et l’instrument lance automatiquement la procédure d’arrêt.
      REMARQUE : Lorsque la procédure d’arrêt est terminée, l’instrument est éteint et l’écran s’éteint.
2. Utilisez l’interrupteur d’alimentation physique à l’arrière de l’instrument pour débrancher l’analyseur du secteur.
3. Retirez toutes les bouteilles de réactifs des deux chambres de réactifs et stockez-les dans des conditions de stockage recommandées. Les défauts courants, les causes possibles et les solutions de l’analyseur d’électrophorèse entièrement automatisé sont fournis dans le Tableau Supplémentaire 1.

7. Paramètres de performance

1. Pour déterminer la sensibilité analytique de la procédure d’électrophorèse capillaire, préparez et analysez les dilutions en série d’un échantillon sérique contenant une protéine anormale dans la zone gamma à 1,198 g/dL. La dilution la plus élevée avec une anomalie discernable correspond à une concentration de 19 mg/dL de la protéine anormale.
   REMARQUE : Selon la position de la protéine anormale et du fond polyclonal dans la zone gamma, la limite de détection peut varier.
2. Évaluation de la précision – corrélation interne
   1. Pour garantir l’intégrité de l’échantillon, traiter tous les échantillons séromiques (y compris 18 échantillons normaux et 100 échantillons pathologiques) de manière identique et les traiter selon les mêmes directives.
   2. Mesurez les niveaux de chaque fraction protéique à la fois par séparations électrophorétiques obtenues par la procédure électrophorétique capillaire sur l’analyseur et par une autre technique d’électrophorèse capillaire commercialement disponible pour l’analyse des protéines.
   3. Analysez les valeurs mesurées des deux procédures à l’aide d’une procédure statistique de régression linéaire. Les résultats obtenus ont démontré une corrélation parfaite entre les deux procédures.

Résultats

Les positions de migration, les caractéristiques de pic et les pourcentages relatifs de chaque bande protéique ont été analysés quantitativement en détectant l’absorption de la protéine sérique. L’interprétation clinique a ensuite été réalisée en se basant sur la présence et le schéma de bandes anormales observées dans l’électrophhérogramme. Un électrophérogramme capillaire représentatif montrant le schéma normal de migration des fractions protéiques sériques est présenté à la Figure 1. Les ...

Discussion

La SPE est une technique diagnostique fondamentale en laboratoire clinique, séparant les protéines sériquiques en fonction des différences de points isoélectriques, de poids moléculaires et de^{conformations 19}. Cette étude décrit systématiquement un protocole pour la détection rapide et la quantification de la protéine M sérique à l’aide de l’EC. Le protocole met en avant l’excellente performance analytique de la méthode, dont les principaux avantages sont une gran...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
TAMPON CAPI 3 PROTÉINE (E) 6	SEBIA	2503	Tampon courant utilisé pour la séparation des protéines sériques dans l’électrophorèse capillaire (appelé tampon courant dans le manuscrit).
Solution de lavage de lavage	SEBIA	2062	Solution de rinçage diluée utilisée pour nettoyer les tubes capillaires après électrophorèse.
Coupes réactives	SEBIA	2582	Pour la dilution d’échantillons sur des instruments entièrement automatiques.
CAPILLAIRES DE FILTRE	SEBIA		Filtre jetable utilisé pour filtrer les solutions tampons et l’eau déionisée lors du nettoyage capillaire.
CAPICLEAN	SEBIA	2060	Pour le nettoyage des tubes capillaires des instruments CAPILLARYS 3 OCTA (appelés solution de nettoyage capillaire dans le manuscrit)
Solution d’hypochlorite de sodium	Usine de réactifs chimiques de Guangzhou	1703079	Pour le nettoyage de la sonde d’échantillon.
Eau déionisée	Watsons	/	Utilisé pour le rinçage capillaire dans l’analyseur automatisé d’électrophorèse capillaire.
Contrôle qualité Randox	Randox	HN1530	Pour le contrôle qualité.
Analyseur d’électrophorèse capillaire entièrement automatisé	SEBIA	CAPILLAIRES 3 OCTA & nbsp ;	Instrument utilisé pour l’analyse des protéines séroniques à haute résolution et à haut débit.
Logiciel PHORESIS 9.30	SEBIA	/	Logiciels utilisés pour l’acquisition et l’analyse automatisées des motifs d’électrophorèse.