Article de méthode

Établissement et analyse du rejet aigu médié par anticorps dans la transplantation cardiaque murine

274 vues

⸱

DOI :

10.3791/70191

⸱

13 février 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Research Institution, Division of Kidney Transplantation, Department of Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cette étude a établi un modèle murin pratique de rejet aigu médié par anticorps après transplantation cardiaque, caractérisé par une production robuste d’ADS, des changements pathologiques typiques et une survie modérée des allogreffes.

Résumé

Un facteur majeur de l’échec des allogreffes chez les receveurs de greffe cardiaque est le rejet médié par anticorps (RAM). Le modèle de la RAM murine sert donc d’outil essentiel pour déchiffrer ses mécanismes sous-jacents et favoriser le développement de traitements innovants. Dans cette étude, les souris recevrices ont été divisées en trois groupes : non sensibilisées (NS), présensibilisées (PS) et présensibilisées avec traitement à la cyclosporine A (PS + CsA). Le groupe NS, qui a affiché une survie moyenne des allogreffes de 6,8 ± 0,7 jours, n’a montré aucune augmentation des niveaux sériques de DSA ni de coloration négative en C4d par allogreffe dans les quatre jours suivant la transplantation cardiaque (CT), suggérant une pathologie dominée par un rejet cellulaire aigu. Cette étude a établi un modèle de RAM aiguë en pré-sensibilisant les receveurs par transplantation cutanée (ST) une semaine avant le scanner, préactivant ainsi le système immunitaire. Cette approche a réussi à induire un phénotype sévère de la RAM (AMR), comme en témoignent une courte survie en allogreffe de 2,8 ± 0,4 jours, une augmentation significative des niveaux de DSA-IgG après la ST et la post-CT, ainsi que des signes pathologiques précoces de vascularite et d’un dépôt étendu de C4d dans les 12 heures suivant le CT. Néanmoins, la sévérité extrême de ce modèle limite son application plus large. Pour minimiser l’activation concomitante des lymphocytes T induite par ST et établir un modèle de RAM aiguë plus spécifique, cette étude a administré de la cyclosporine A. Par conséquent, le groupe PS + CsA a affiché un temps de survie à l’allogreffe de 5,2 ± 0,4 jours. Les niveaux sériques de DSA-IgG étaient significativement élevés au 7e jour post-ST et sont restés élevés dans les cinq jours suivant le scanner. L’évaluation pathologique au deuxième jour post-scanner a confirmé une vascularite significative et un dépôt de C4d, des résultats qui répondent collectivement aux critères diagnostiques de la RAM aiguë modérément sévère. En conclusion, cette étude a établi un modèle murin hautement pratique et transférable de la RAM aiguë après un scanner CT, défini par une production robuste de DSA, des modifications pathologiques caractéristiques et une survie modérée par l’allogreffe.

Introduction

La transplantation cardiaque (CT) reste la thérapie de référence pour les maladies cardiaques à stadeterminal 1. Bien que la survie médiane post-transplantation dépasse désormais 13 ans, l’échec à long terme de la greffe resteinévitable 2. Le rejet médié par anticorps (RAM) est un facteur majeur de la perte tardive du greffon après le scanner3. Des études ont montré que l’incidence de la perte de greffe due à la RAM dépasse celle causée par le rejet médié par les cellules T, et que le risque d’échec de greffe dans la RAM à début tardif est environ deux fois supérieur à celui de la RAM précoce 4,5. Par conséquent, une identification précoce et une intervention rapide pour la RAM sont essentielles pour améliorer la survie des greffons.

La RAM est alimentée par des anticorps spécifiques au donneur (DSA), qui provoquent l’échec des greffons par activation du complément, une inflammation vasculaire et une lésionischémique 6. La liaison de la DSA à l’endothélium vasculaire initie des lésions endothéliales, favorise la thrombose et induit des réponses inflammatoires aiguës et chroniques. Les principaux mécanismes de la lésion médiée par l’ADS impliquent la cytotoxicité dépendante du complément et les voies cellulaires de cytotoxicité dépendantes desanticorps 7. Bien que des thérapies ciblées telles que l’anticorps anti-C5 éculizumab et l’agent appauvrissant des cellules B rituximab aient été développées, les résultats cliniques dans la RAM à un stade avancé restentinsatisfaisants 7,8,9. Par conséquent, une investigation mécanistique plus approfondie utilisant des modèles animaux aigus est essentielle pour mieux comprendre la progression de la maladie et identifier de nouvelles cibles thérapeutiques.

Le modèle de scanner hétérotopique vascularisé chez la souris constitue une plateforme bien établie pour l’étude du scanner, en particulier dans les lésions ischémie-reperfusion et le rejet 10,11,12. La fonction du greffon est généralement surveillée par la palpation abdominale quotidienne de l’intensité du battement cardiaque, ce qui reflète l’état fonctionnel et définit l’insuffisance dugreffon 13. Cependant, les modèles conventionnels ne détectent souvent pas l’apparition de la RAM peu après la transplantation et nécessitent donc une pré-sensibilisation pour induire la formation de DSA et déclencher une RAM aiguë. De plus, les souches de souris diffèrent dans leur réactivité immunitaire ; par exemple, les souris C57BL/6 présentent une activation plus forte du complément, tandis que les souris BALB/c favorisent les réponses biaisées vers Th214,15. Par conséquent, la stratégie de pré-sensibilisation et la sélection de la souche du destinataire sont tous deux des déterminants critiques de la performance du modèle.

Dans des études antérieures, cette équipe a utilisé différentes souches de rats pour la transplantation rénale après une transplantation cutanée (ST), a établi un modèle AMR et analysé ses caractéristiques, accumulant une expérienceconsidérable 16,17,18. En 2021, cette équipe a également établi un modèle murin de RAM aigu induit par la ST en CT pour la recherche fondamentale, démontrant une grandestabilité 19. Contrairement à la présensibilisation relativement inefficace par transfusion sanguineallogénique 20 ou à la perfusion plus complexe et chronophage de lymphocytesde rate 21, ST offre un protocole de sensibilisation robuste, stable et plus simple. Ce modèle facilite la détection précoce post-greffe de niveaux élevés de DSA sérique et de lésions observables d’allogreffes dues à la RAM aiguë, ce qui le rend particulièrement adapté aux études interventionnelles sur la RAM aiguë. Cependant, la RAM aiguë induite par la ST est généralement sévère, causant des lésions tissulaires importantes qui masquent souvent la progression d’une blessure chronique. Cette étude vise à fournir une description détaillée de la méthodologie et des procédures utilisées pour établir ce mode, d’analyser les caractéristiques immunologiques et pathologiques du modèle, et de résumer l’expérience pratique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les expériences animales ont été menées conformément strictement aux règlements de gestion expérimentale des animaux du Guangdong, à la Déclaration d’Helsinki et aux principes des 3R. Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité de Guangzhou Jennio Biotech Co., Ltd. (numéro d’approbation JENNIO-IACUC-2024-A027). Les souris mâles Balb/c et C57BL/6 (6-8 semaines, pesant 20-25 g), tous de qualité spécifique sans pathogène (SPF), ont été obtenus auprès d’une source commerciale. Les réactifs et équipements utilisés dans cette étude sont détaillés dans le tableau des matériaux.

1. Préparation animale

  1. Héberger la souris de qualité SPF dans le système approprié de l’installation animale.
  2. Divisez les souris en trois groupes expérimentaux comme décrit à la Figure 1
    1. Groupe non sensibilisé (NS) : Utilisez des souris Balb/c comme donneuses et des souris C57BL/6 comme receveuses pour le scanner.
    2. Groupe pré-sensibilisé (PS) : Utilisez des souris Balb/c comme donneuses et des souris C57BL/6 comme receveuses pour ST, suivies d’un scanner une semaine plus tard.
    3. Groupe A pré-sensibilisé + cyclosporine (PS + CsA) : Utilisez des souris Balb/c comme donneuses et des souris C57BL/6 comme receveuses pour ST, suivies d’un scanner une semaine plus tard. Dès le jour de la ST, injectez les souris receveuses par voie sous-cutanée avec du CsA à 2 mg/(kg·j) jusqu’à l’échec de la greffe ou la collecte de l’échantillon.

2. Préparation préopératoire

  1. Assurez-vous que les souris donneuses ne sont pas privées de nourriture ou d’eau avant l’opération, tandis que les souris receveuses sont à jeûne pendant 8 heures mais ne manquent pas d’eau.
  2. Anesthésie
    1. Placez la souris dans une chambre d’induction anesthésique pour l’induction (concentration d’isoflurane : 3 %-4 % ; Débit : 300-500 mL/min) (suivant les protocoles approuvés par l’institution). Secouez la chambre d’induction pour vérifier si l’animal est complètement anesthésié.
      REMARQUE : Si l’animal est retourné sur le côté et ne tente pas de revenir en position couchée, cela indique une anesthésie complète.
    2. Après avoir ajusté la concentration d’entretien sur la plateforme chirurgicale, retirez la souris de la chambre d’induction, fixez son nez dans le masque anesthésique (concentration d’isoflurane : 1,0 %-2,5 % ; Débit : 100-200 mL/min), et vérifier si la souris est complètement anesthésiée (appuyer sur la patte ou la queue avec un doigt ; s’il n’y a pas de réponse, cela indique une anesthésie complète).

3. Présensibilisation via ST (pour les groupes 2 et 3)

  1. Prélèvement de la peau de la queue donneuse
    1. Désinfectez la peau de la queue des souris donneuses anesthésiées avec 75 % d’alcool.
    2. Utilisez un scalpel pour amputer la queue (au tiers distal), fixez le moignon avec une pince de la main gauche, et utilisez le scalpel de la main droite pour couper la peau entre les nervures de la queue, exposant le tendon blanc sous-jacent. Ensuite, fixez le coccyx avec une pince, utilisez des pinces courbes pour pincer la peau à l’incision, puis retirez-la soigneusement.
    3. Placez la peau pelée dans un bécher contenant une solution saline glacée stérile, avec le tissu orienté vers le bas. Coupez un morceau de peau de 1,0 cm × 1,0 cm pour une utilisation ultérieure.
  2. ST dorsale receveuse
    1. Raser le poil de la zone dorsale des souris receveuses anesthésiées à l’aide d’une tondeuse, désinfecter avec de l’alcool à 75 %, puis placer un drapeau stérile.
    2. Utilisez un scalpel pour inciser la peau, saisissez les bords de la peau avec une pince dentée, puis coupez un morceau de peau légèrement plus grand que 1,0 cm × 1,0 cm avec des ciseaux de tissu pour créer le lit de greffe.
    3. Placez la greffe de peau de la souris donneuse sur le lit de greffe avec le côté tissu vers le bas. Après avoir coupé la greffe, suturez la peau donneuse à la peau du receveur au microscope en utilisant 8-0 Fil de nylon, assurant que la peau donneuse est placée uniformément sur le lit de greffe.
    4. Couvrez la plaie avec un bandage adhésif stérile, puis placez la souris dans une cage d’hébergement après qu’elle ait repris connaissance.

4. CT

  1. Prélèvement de cœur par donneur
    1. Raser la fourrure de la poitrine et de l’abdomen des souris donneuses anesthésiées à l’aide d’une tondeuse, désinfecter avec de l’alcool à 75 %, puis placer un drapeau stérile.
    2. Effectuer une incision abdominale médiane avec un scalpel, exposant le segment supérieur de la veine cave inférieure, et injecter 1 mL de solution héparinisée à 50 U/mL (4 °C) dans la veine cave inférieure à l’aide d’une seringue.
    3. Utilisez des ciseaux de tissu pour ouvrir la cavité thoracique et exposer le cœur. Isoler l’aorte ascendante et la sectionner avant sa première branche ; isoler l’artère pulmonaire et la transecter à sa bifurcation ; ligadez la veine cave inférieure et le tissu conjonctif au niveau du hilum pulmonaire à l’aide de sutures 6-0 non traumatiques ; Coupez le tissu distal au site de ligature avec des ciseaux et retirez le cœur.
    4. Placez rapidement le cœur prélevé dans 2 mL de solution d’adénine à citrate hypertonique (HCA) et conservez-le dans un mélange d’eau glacée pour une utilisation ultérieure. Euthanasiez la souris donneuse en utilisant la méthode de la luxation cervicale.
  2. Récipiendaire CT
    1. Raser le poil de l’abdomen des souris receveuses anesthésiées à l’aide d’une tondeuse, désinfecter avec de l’alcool à 75 %, puis placer un drapeau stérile.
    2. Soulevez la peau avec une pince dentée et réalisez une incision médiane dans la paroi abdominale, du processus xiphoïde jusqu’à la base de la vessie à l’aide de ciseaux de tissu. Placez une gaze stérile et humide de chaque côté de l’incision pour la protéger.
    3. Utilisez des cotons-tiges stériles pour pousser les boucles intestinales du côté droit de l’incision et enveloppez-les d’une gaze humide. Après avoir disséqué brusquement le péritoine, exposez la veine cave inférieure et l’aorte abdominale, liguez les veines lombaires, puis utilisez une pince vasculaire pour stopper le flux sanguin vers les extrémités distale et proximale de l’aorte et de la veine cave.
    4. Au microscope, utilisez des microciseaux pour inciser la paroi veineuse d’environ 2 mm, correspondant au diamètre de l’artère pulmonaire cardiaque du donneur ; De même, incisez la paroi artérielle de 1 à 2 mm, correspondant au diamètre de l’aorte ascendante cardiaque du donneur.
    5. Prélèvez le cœur du donneur et effectuez une anastomose de bout en côté entre l’artère pulmonaire cardiaque du donneur et la veine cave inférieure du receveur à l’aide de sutures non traumatiques 12-0. De même, effectuer une anastomose latérale entre l’aorte ascendante cardiaque du donneur et l’aorte abdominale du receveur (lors du fait du dernier nœud, utilisez du sérum physiologique pour évacuer l’air de la lumière ; laissez perler de façon intermittente une solution de sérum à 4 °C sur la surface du cœur donneur pendant l’anastomose pour le refroidir).
    6. Relâchez la pinçon vasculaire et rétablissez l’apport sanguin au cœur (le remplissage normal des artères coronaires est visible, le cœur devient rose, et il reprend les battements en 1 à 2 minutes). Après avoir réinséré les boucles intestinales, fermez la cavité abdominale avec des points de suture en nylon 4-0.
      REMARQUE : Si les saignements intraopératoires dépassent 0,5 mL, administrez une solution physiologique normale par voie sous-cutanée pour maintenir le volume de liquide.
    7. Après l’opération, placez les souris sur une plateforme de réchauffement à 37 °C pour la surveillance. Une fois que la souris receveuse reprend connaissance, replacez-la dans la cage de logement. La souris reprend son alimentation et sa consommation normales après l’opération.

5. Soins postopératoires et surveillance

  1. Observation de l’état général
    1. Veillez à observer quotidiennement le niveau de douleur de la souris après l’opération, qu’il s’agisse d’une diminution de l’appétit, d’une activité réduite, d’un léchage ou d’un grattage excessif de la plaie, ou d’une agressivité accrue.
    2. Assurez-vous d’observer quotidiennement la plaie chirurgicale après l’opération en vérifiant la rougeur, le gonflement, l’exsudat ou les symptômes d’infection purulente. Si nécessaire, nettoyez et désinfectez la plaie.
  2. Observation de la survie des greffes cardiaques
    1. Assurez-vous d’observer et de palper quotidiennement pour vérifier et enregistrer la force du battement cardiaque transplanté. Si nécessaire, anesthésiez la souris et faites une incision pour observer les battements cardiaques.
      REMARQUE : Lorsque le battement cardiaque du cœur transplanté s’arrête complètement, il est enregistré comme une insuffisance de greffe, et le temps de survie est indiqué.

6. Évaluations postopératoires

  1. Détection de niveau DSA
    1. Dans le groupe NS, prélever des échantillons sanguins les jours postopératoires 0, 4 et 7 après le scanner pour surveiller les niveaux d’ADS après la transplantation. Dans le groupe PS, prélever des échantillons les jours 0, 4 et 7 après la ST et les jours 1 et 3 après le scanner afin d’évaluer la dynamique de l’ADS après la pré-sensibilisation. Dans le groupe PS+CsA, prélever du sang les jours 0, 4 et 7 après ST et les jours 1, 3 et 5 après le scanner afin d’évaluer les effets du CsA sur les niveaux de DSA.
    2. Centrifugez l’échantillon de sang total de la souris receveuse et prélevez le sérum (2000 x g, 10 min, 4 °C) ; diluez le sérum 10 fois avec PBS et incubez-le avec des cellules de rate de souris de donneur à 37 °C pendant 30 minutes.
    3. Après centrifugation à 350 × g et 4 °C pendant 5 minutes, jeter le surnageant. Lavez les cellules en pipotant doucement 1 mL de PBS, puis répétez cette étape de lavage deux fois après centrifugation ultérieure.
    4. Incubez les cellules avec l’anticorps IgG anti-souris (isothiocyanate de fluorescéine) (FITC) et l’anticorps IgM anti-souris de phycoérythrine (PE) à 4 °C pendant 1 heure.
    5. Après avoir lavé les cellules avec du PBS, resuspendez-les à une concentration de 5 × 106 /mL.
    6. Utilisez la cytométrie en flux pour détecter séparément les deux anticorps et analysez l’intensité moyenne de fluorescence (MFI) pour évaluer les niveaux de DSA (IgG, IgM) chez la souris receveuse (Paramètres : Acquérir 10 000 événements pour analyse. Utilisez FSCA vs. SSCA pour exclure les débris, puis appliquez FSCA vs. FSCH gating pour enlever les doublets. Inclure un contrôle négatif et ajuster la tension de chaque canal pour positionner la population négative dans la plage 100-10 1 ).
  2. Examen histopathologique de greffe cardiaque
    1. Prélève les greffons à 6h, 12h, 1 jour, 2 jours, 3 jours, 4 jours et 5 jours après le scanner. Après la collecte, fixez les greffons dans du paraformodéhyde à 4 %, intégrez régulièrement la paraffine, coupez et colorez avec de l’hématoxyline-éosine (H&E). Observez les changements pathologiques des greffons sous un microscope optique 400x.
  3. Coloration C4d
    1. Découpez les échantillons incrustés de paraffine en sections de 4 μm, aplatissez-les dans l’eau à 42 °C, puis séchez au four à 60 °C pendant 30 minutes.
    2. Déparaffinez et hydratez le tissu en utilisant séquentiellement le xylène I, le xylène II, l’éthanol et l’eau déionisée.
    3. Immergez les sections dans une solution de récupération d’antigènes EDTA, chauffez à 95-100°C pendant environ 15 minutes, puis refroidissez à température ambiante.
    4. Incubez les sections avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 % à température ambiante pendant 10 à 15 minutes pour inactiver la peroxydase endogène.
    5. Diluez les anticorps anti-C4d (1:200) avec un diluant anticorps et incubez avec les sections à 4 °C pendant la nuit. Après l’incubation, lavez les sections avec du PBS.
    6. Ajoutez les anticorps secondaires correspondants et incubez à température ambiante pendant 30 minutes, puis lavez avec du PBS.
    7. Ajoutez une solution de chromogène DAB et incubez à température ambiante pendant 30 secondes pour la coloration.
    8. Effectuer une contre-coloration à l’hématoxyline, déshydrater à l’éthanol, plonger dans le xylène et monter avec une résine neutre.
    9. Observez les résultats de coloration des greffes sous un microscope optique 400x.

7. Analyse statistique

  1. Utilisez la moyenne ± l’écart-type pour présenter toutes les données.
  2. Utilisez le test t pour les comparaisons de groupes de données continues avec une distribution normale, tandis que le test U de Mann-Whitney pour les comparaisons de groupes de données continues ne suivant pas une distribution normale.
  3. Utilisez l’analyse de Kaplan-Meier pour comparer le temps de survie des allogeffes cardiaques entre groupes.
  4. Utilisez la version 27.0 de SPSS pour analyser statistiquement toutes les données, et considérez une valeur P de <0,05 comme statistiquement significative.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Durée de survie à l’allogreffe cardiaque
Après l’établissement réussi du modèle murin, les temps de survie des greffons entre groupes ont été évalués à l’aide d’une analyse de Kaplan-Meier. Comme prévu, les souris du groupe PS ont montré une survie moyenne des allografes cardiaques significativement plus courte que celles du groupe NS (2,8 ± 0,4 jours contre 6,8 ± 0,7 jours, P < 0,01), attribuable à la RAM aiguë. Pour faciliter l’évaluation future des stratégies théra...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Actuellement, les traitements pour la RAM à un stade avancé restent inefficaces, et les méthodes fiables pour son diagnostic précoce font défaut22, 23, 24, 25. Pour combler cette lacune, cette étude a établi un modèle murin de RAM aiguë pour faciliter l’investigation mécanistique. Les receveurs ont été pré-sensibilisés avec la ST et administrés de CsA pour supp...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas exister de conflit d’intérêts.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n° 82200847), le Projet Science et Technologie de la ville de Guangzhou (n° 2024A03J0765) et le Fonds de recherche en sciences médicales du Guangdong (n° A2025268).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Anticorps monoclonal anti-C4DHycult Biotech (Pays-Bas)HP8034Pour l’immunohistochimie (détection du dépôt du complément)
Ensemble complet d’instruments microchirurgicauxGuangzhou Qihua Medical Equipment Co., Ltd.Utilisé pour réaliser une chirurgie de transplantation cardiaque chez la souris
Microscope chirurgical stéréoscopique à zoom continuBeijing Zhongtian Guangzheng Technology Co., Ltd.TS-39NKUtilisé pour réaliser une chirurgie de transplantation cardiaque chez la souris
Cyclosporine ANovartis Pharmaceuticals (Suisse)H20100673Utilisé pour inhiber la MTC chez les souris receveuses
Anticorps IgG anti-souris FITCBio Legend (États-Unis)406001Utilisé pour la quantification cytométrique en flux des niveaux DSA-IgG
Cytomètre en débitBecton Dickinson, États-UnisBD FACScaliburUtilisé pour l’évaluation des niveaux séricaux de DSA chez les souris receveuses
Anticorps IgM anti-souris PEBio Legend (États-Unis)406507Utilisé pour la quantification cytométrique en flux des niveaux DSA-IgM
Système d’anesthésie gazeuse pour petits animauxAnhui Zhenghua Bio-Instrument Equipment Co., Ltd.ZH-MZJÉquipé d’isoflurane pour l’anesthésie générale
Pinces Bouledogue VasculaireROBOZ SURGICAL INSTRUMENT CO.RS-5481TUtilisé pour bloquer le flux sanguin lors d’une transplantation cardiaque

Références

  1. Zhu, Y., et al. The Stanford experience of heart transplantation over five decades. Eur Heart J. 42 (48), 4934-4943 (2021).
  2. Truby, L. K., et al. Donation after circulatory death in heart transplantation: History, outcomes, clinical challenges, and opportunities to expand the donor pool. J Card Fail. 28 (9), 1456-1463 (2022).
  3. Yalcintas, A., et al. Risk factors of antibody-mediated rejection and predictors of outcome in kidney transplant recipients. Exp Clin Transplant. 18 (Suppl 1), 29-31 (2020).
  4. Everitt, M. D., et al. Clinical outcomes after a biopsy diagnosis of antibody-mediated rejection in pediatric heart transplant recipients. J Heart Lung Transplant. 44 (1), 82-91 (2025).
  5. Fernando, S. C., Polkinghorne, K. R., Lim, W. H., Mulley, W. R. Early versus late acute AMR in kidney transplant recipients - A comparison of treatment approaches and outcomes from the ANZDATA Registry. Transplantation. 107 (11), 2424-2432 (2023).
  6. Reed, E. F., et al. Acute antibody-mediated rejection of cardiac transplants. J Heart Lung Transplant. 25 (2), 153-159 (2006).
  7. Halverson, L. P., Hachem, R. R. Antibody-mediated rejection: Diagnosis and treatment. Clin Chest Med. 44 (1), 95-103 (2023).
  8. Coutance, G., et al. Intermediate-term outcomes of complement inhibition for prevention of antibody-mediated rejection in immunologically high-risk heart allograft recipients. J Heart Lung Transplant. 42 (10), 1464-1468 (2023).
  9. Piñeiro, G. J., et al. plasma exchange and immunoglobulins: An ineffective treatment for chronic active antibody-mediated rejection. BMC Nephrol. 19 (1), 261(2018).
  10. Lu, C., et al. Y4 RNA fragment alleviates myocardial injury in heart transplantation via SNRNP200 to enhance IL-10 mRNA splicing. Mol Ther. 33 (4), 1735-1748 (2025).
  11. Zhao, J., et al. Monotherapy with anti-CD70 antibody causes long-term mouse cardiac allograft acceptance with induction of tolerogenic dendritic cells. Front Immunol. 11, 555996(2021).
  12. Lin, C. M., Gill, R. G., Mehrad, B. The natural killer cell activating receptor, NKG2D, is critical to antibody-dependent chronic rejection in heart transplantation. Am J Transplant. 21 (11), 3550-3560 (2021).
  13. See, H. L. E., et al. Heart transplantation from brain dead donors: A systematic review of animal models. Transplantation. 104 (11), 2272-2289 (2020).
  14. Van Averbeke, V., et al. Host immunity influences the composition of mouse gut microbiota. Front Immunol. 13, 828016(2022).
  15. Leão, A. C., et al. Different responses involving Tfh cells delay parasite-specific antibody production in Trypanosoma cruzi acute experimental models. Front Immunol. 16, 1487317(2025).
  16. Liao, T., et al. In vivo attenuation of antibody-mediated acute renal allograft rejection by ex vivo TGF-β-induced CD4⁺Foxp3⁺ regulatory T cells. Front Immunol. 8, (2017).
  17. Zhao, D., et al. Triptolide inhibits donor-specific antibody production and attenuates mixed antibody-mediated renal allograft injury. Am J Transplant. 18 (5), 1083-1095 (2018).
  18. Zhao, D., et al. Mouse model established by early renal transplantation after skin allograft sensitization mimics clinical antibody-mediated rejection. Front Immunol. 8, 1356(2018).
  19. Ma, M., et al. Blockade of IL-6/IL-6R signaling attenuates acute antibody-mediated rejection in a mouse cardiac transplantation model. Front Immunol. 12, 778359(2021).
  20. Qian, Z., et al. Antibody and complement-mediated injury in transplants following sensitization by allogeneic blood transfusion. Transplantation. 82 (7), 857-864 (2006).
  21. Mang, Y., Zhang, S., Zhao, J., et al. Characteristics of pre-sensitization-related acute antibody-mediated rejection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Ann Transl Med. 10 (19), 1066(2022).
  22. Böhmig, G. A., et al. Antibody-mediated rejection - treatment standard. Nephrol Dial Transplant. 40 (8), 1615-1627 (2025).
  23. Massat, M., et al. Do anti-IL-6R blockers have a beneficial effect in the treatment of antibody-mediated rejection resistant to standard therapy after kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1641-1649 (2021).
  24. Nickerson, P. W. Rationale for the IMAGINE study for chronic active antibody-mediated rejection (caAMR) in kidney transplantation. Am J Transplant. 22 (Suppl 4), 38-44 (2022).
  25. Lee, B. T., Fiel, M. I., Schiano, T. D. Antibody-mediated rejection of the liver allograft: An update and a clinico-pathological perspective. J Hepatol. 75 (5), 1203-1216 (2021).
  26. Alegre, M. L., Atkinson, C., Issa, F., Valujskikh, A., Zhang, Z. J. Best practices of heart transplantation in mice. Am J Transplant. 25 (9), 1820-1829 (2025).
  27. Liu, Y., et al. Donor MHC-specific thymus vaccination allows for immunocompatible allotransplantation. Cell Res. 35 (2), 132-144 (2025).
  28. Charmetant, X., et al. Inverted direct allorecognition triggers early donor-specific antibody responses after transplantation. Sci Transl Med. 14 (663), eabg1046(2022).
  29. Ma, N., et al. Targeting TFH cells is a novel approach for donor-specific antibody desensitization of allograft candidates: An in vitro and in vivo study. Haematologica. 109 (4), 1233-1246 (2024).
  30. Charreau, B. Cellular and molecular crosstalk of graft endothelial cells during AMR: Effector functions and mechanisms. Transplantation. 105 (11), e156-e167 (2021).
  31. Nankivell, B. J., P'Ng, C. H., Shingde, M. Glomerular C4d immunoperoxidase in chronic antibody-mediated rejection and transplant glomerulopathy. Kidney Int Rep. 7 (7), 1594-1607 (2022).
  32. Manral, P., Caza, T. N., Storey, A. J., Beck, L. H. Jr, Borza, D. B. The alternative pathway is necessary and sufficient for complement activation by anti-THSD7A autoantibodies, which are predominantly IgG4 in membranous nephropathy. Front Immunol. 13, 952235(2022).
  33. Zarantonello, A., Revel, M., Grunenwald, A., Roumenina, L. T. C3-dependent effector functions of complement. Immunol Rev. 313 (1), 120-138 (2023).
  34. Hubler, F., et al. Discovery and characterization of a new class of C5aR1 antagonists showing in vivo activity. J Med Chem. 67 (5), 4100-4119 (2024).
  35. Luan, D., et al. FOXP3 mRNA profile prognostic of acute T cell-mediated rejection and human kidney allograft survival. Transplantation. 105 (8), 1825-1839 (2021).
  36. Carter, N. M., Pomerantz, J. L. Calcineurin inhibitors target Lck activation in graft-versus-host disease. J Clin Invest. 131 (11), e149934(2021).
  37. Notarantonio, A. B., et al. Differential clinical and immunological impacts of anti-T-lymphocyte globulin (ATLG) vs. anti-thymocyte globulin (ATG) in preventing graft-versus-host disease post-allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: A comparative study. Am J Hematol. 100 (4), 626-637 (2025).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Mod le murinsurvie de l allogreffesouris pr sensibilis escyclosporine Atransplantation cutan eIgG DSAd p t de C4dvascularite

Articles connexes