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Une méthode chirurgicale pour établir un modèle murien d’arthrose du genou à l’aide d’une procédure de casse modifiée

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DOI :

10.3791/70379

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15 mai 2026

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1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Spine Institute, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Key Laboratory of theory and therapy of muscles and bones, Ministry of Education (Shanghai University of Traditional Chinese Medicine), 4School of Traditional Chinese Medicine, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit les étapes chirurgicales affinées du modèle Hulth modifié, fournissant une méthode standardisée et reproductible pour induire l’arthrose expérimentale.

Résumé

L’arthrose du genou (KOA) est une maladie articulaire dégénérative chronique caractérisée par une dégénérescence du cartilage articulaire, un remodelage osseux sous-chondral, la formation d’ostéophytes et une synovite, qui est le type d’arthrose le plus courant.

Ce protocole propose une méthode chirurgicale pour établir un modèle murin d’arthrose du genou à l’aide d’une procédure Hulth modifiée. Comparé aux modèles chirurgicaux induits par injection ou conventionnels tels que la déstabilisation du ménisque médian (DMM) et la transection du ligament croisé antérieur (ACLT), le modèle modifié de Hulth induit une apparition plus précoce de la maladie et une inflammation articulaire plus sévère. En sectionnant le ligament collatéral médial, le ménisque médian et le ligament croisé antérieur, cette méthode perturbe l’alignement mécanique de l’articulation du genou, favorisant ainsi la progression de l’OA. Ce modèle est particulièrement adapté à l’étude de la pathologie aiguë de l’arthrose et à l’évaluation des interventions thérapeutiques potentielles. Pour évaluer la gravité de l’arthrite, nous avons utilisé une échographie sur petits animaux combinée à une reconstruction tridimensionnelle (3D) de la cavité articulaire pour quantifier son volume et évaluer l’accumulation de liquide synovial. De plus, une coloration safranine-O/fast green des sections histologiques a été réalisée pour le score de l’Osteoarthritis Research Society International (OARSI) afin d’évaluer la destruction du cartilage.

Introduction

L’arthrose du genou (ARO) est une maladie articulaire chronique et dégénérative courante, caractérisée cliniquement par la douleur, la raideur, une amplitude de mouvement limitée et une faiblesse musculaire autour du genou. Sa prévalence est plus élevée chez les femmes que chez les hommes. Si l’arthrose est mal contrôlée, elle peut entraîner une perte progressive de la capacité physique, des troubles du sommeil, une fatigue chronique et un handicap inévitable. À mesure que la population mondiale vieillit, l’incidence de l’arthrose du genou continue d’augmenter, posant un défi important aux systèmes de santé et aux économiesmondiales 1,2.

Physiopathologiquement, la perte de cartilage représente la caractéristique centrale de l’arthrose, accompagnée d’une altération structurelle et fonctionnelle de l’ensemble des tissus articulaires et périarticulaires. Pour élucider les mécanismes de la maladie et évaluer les interventions thérapeutiques, divers modèles animaux ont été développés pour recapituler des aspects clés de l’arthrose humaine. Parmi ceux-ci, les modèles induits chirurgicalement sont les plus fréquemment employés. Comme la déstabilisation du ménisque médial (DMM)3 et la transection du ligament croisé antérieur (ACLT)4, perturbent la structure articulaire normale, ce qui entraîne une dégénérescence du cartilage et des modifications similaires à l’OA. Alternativement, les modèles chimiques reposent sur l’injection intra-articulaire d’agents qui dégradent la matrice extracellulaire (par exemple, collagénase ou iodoacète monosodique), conduisant à une mort rapide des chondrocytes et à l’érosion ducartilage 5,6. Alors que les modèles d’injection atteignent généralement la pathologie finale en quelques semaines, les modèles chirurgicaux nécessitent généralement un traitement plus long.

Parmi les techniques chirurgicales disponibles, nous avons sélectionné et affiné davantage le modèle Hulth en raison de son apparition accélérée del’OA 7. En combinant la transection des ligaments croisés antérieurs et postérieurs avec la résection des ligaments collatérals médiaux et la méniscectomie médiale totale, ce modèle induit de manière fiable des lésions cartilagineuses sévères et progressives ainsi que des altérations osseuses sous-chondrales. Le délai limité jusqu’à la rupture articulaire structurelle rend le modèle Hulth modifié particulièrement adapté aux études d’arthrose aiguë ou subaiguë, et nous proposons que notre protocole optimisé offre une plateforme pratique et reproductible pour de futures recherches précliniques.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Shanghai. Les mâles C57BL/6 souris âgées de 6 à 8 semaines pesant environ 20 g ont été achetés auprès de vendeurs commerciaux (voir Tableau des matériaux) (numéro d’approbation éthique : PZSHUTCM2312210005).

1. Soins préopératoires

  1. Laissez les souris s’acclimater pendant au moins une semaine avant l’opération.
  2. Stériliser tous les instruments chirurgicaux avant l’intervention et désinfecter l’espace de travail chirurgical.
  3. Allumez la machine d’anesthésie gazeuse et placez la souris dans une chambre d’induction pendant 5 minutes en utilisant de l’isoflurane à 2-3 % pour initier l’anesthésie générale.
    REMARQUE : Assurez-vous que le débit d’oxygène est maintenu entre 0,5 NL/min et 1 NL/min.
  4. Une fois anesthésiée, transférez la souris sur la plateforme chirurgicale et maintenez l’anesthésie à l’aide d’isoflurane à 1-1,5 % via un masque anesthésique jusqu’à la fin de l’opération (1-1,5 % d’isoflurane).
  5. Placez la souris en position couchée avec les articulations du genou vers le haut, assurant la stabilité et un accès adéquat au site opératoire.
  6. Confirmez la profondeur de l’anesthésie en vérifiant l’absence de réflexes, puis appliquez une crème dépilatoire pour éliminer complètement les poils autour de l’articulation du genou.
  7. Retirez soigneusement la crème résiduelle à l’aide de gaze ou de coton-tigeons, puis désinfectez d’abord la peau exposée avec 75 % d’éthanol, puis une teinture d’iode pour garantir l’aseptique.

2. Intervention chirurgicale (Figure 1)

  1. Allongez le membre postérieur de la souris et appliquez de la traction pour raffermir la peau. Réalisez une incision longitudinale de 0,5 à 1 cm le long de la face médiale de l’articulation du genou droit à l’aide d’une lame chirurgicale stérile.
    REMARQUE : Toutes les interventions chirurgicales décrites ci-dessous ont été réalisées au microscope chirurgical.
  2. Rétractez la peau et effectuez une dissection contondante du fascia sous-jacent pour exposer complètement la capsule articulaire, puis visualisez le ligament rotulien.
  3. Sonder et inciser le fascia recouvre le ligament collatéral médial (LCM), à l’aide d’une fine aiguille d’injection.
  4. Transectez le LCM à l’aide de microciseaux sous grossissement.
  5. Déplacez le ligament rotulien à l’aide d’une aiguille pour exposer l’espace intra-articulaire et identifier le ménisque médian.
  6. Tranchez le ligament méniscotibial médian (MMTL) à l’aide de microciseaux après la coupe, puis sondez doucement le tissu avec une aiguille pour confirmer le décollement complet et la mobilité du ménisque.
  7. Identifier et transpercer le ligament croisé antérieur (LCA), en veillant à éviter les dommages du ligament croisé postérieur (LCP) ou du ménisque latéral. Cela entraîne généralement un signe positif du tiroir antérieur après l’opération, confirmant une instabilité articulaire.
    REMARQUE : Test du tiroir : Avant la fermeture de la plaie, le fémur était stabilisé d’une main tandis que la cheville était saisie de l’autre, maintenant le tibia et le fémur dans une orientation perpendiculaire. Le déplacement antéropostérieur relatif entre le tibia et le fémur a été appliqué manuellement ; Un mouvement translationnel observable a indiqué un signe de tiroir positif, confirmant une rupture du ligament croisé.
  8. Pour induire une arthrose plus sévère, il faut alternativement effectuer une transection simultanée du ligament croisé antérieur (LCA) et du ligament croisé postérieur (LCP) combinée à une méniscectomie médiale (TMM) (comme dans le modèle classique de Hulth).
    REMARQUE : Cette étape est optionnelle et peut être effectuée selon les besoins ; si elle est sélectionnée, cela constitue l’approche de modélisation du modèle classique Hulth.

3. Soins postopératoires

  1. Fermez l’incision avec des points de suture en nylon 4-0 et désinfectez le site chirurgical avec une teinture d’iode.
  2. Placez la souris sur un coussin chauffant à température contrôlée jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience et manifeste une respiration et une activité motrice normales. Une fois complètement rétabli et sans signe de détresse, ramenez-le dans sa cage d’origine.
  3. Surveillez l’intégrité des points de suture en continu pendant 3 à 5 jours après l’opération. Si une rupture de suture est observée, réanesthésiez la souris et effectuez une nouvelle suture
  4. Administrez des antibiotiques intramusculaires jusqu’à 3 jours après l’opération pour prévenir l’infection postopératoire.
    REMARQUE : L’administration d’antibiotiques est utilisée pour la prophylaxie contre une infection postopératoire. L’analgésie postopératoire est déterminée par des objectifs expérimentaux ; Dans la recherche sur l’arthrose, les analgésiques sont généralement retenus pendant la phase aiguë afin d’éviter une évaluation d’efficacité thérapeutique confuse.
  5. Surveillez quotidiennement le site opéré pour détecter des signes de gonflement, de pertes ou d’inflammation locale.
  6. Euthanasiez la souris au point d’arrivée de l’étude, en suivant les protocoles approuvés, puis disséquez l’articulation du genou pour une analyse histologique ou imagerie.
    REMARQUE : À cette étape, nous avons adopté le protocole d’euthanasie des animaux expérimentaux par anesthésie par overdose. Cela a été obtenu par injection intrapéritonéale de solution de pentobarbital sodique à un dosage de >100 mg/kg chez la souris.

4. Évaluation du développement de l’AO

  1. Avant l’euthanasie, évaluez le gonflement articulaire et effectuez une échographie pour évaluer les modifications structurelles de l’articulation du genou. Évaluer la performance moteur de la souris en effectuant le test rotatif (rotarod).
    REMARQUE : L’anesthésie à l’isoflurane est nécessaire pour l’examen par ultrasons chez la souris.
  2. Après l’euthanasie, disséquez l’articulation du genou et retirez soigneusement le muscle et le fascia environnants tout en préservant le tibia, le péroné et le fémur.
    Fixez les articulations et décalcifiez-les dans une solution d’acide éthylénédiaminetétraacétique (EDTA) à 10 % pendant au moins 30 jours, en remplaçant la solution deux fois par semaine pour assurer une décalcification complète.
  3. Enfoncez les articulations décalcifiées du genou dans du paraffine et préparez des sections sagittales à une épaisseur de 4μm 8.
  4. Commencez à collecter des sections une fois que le ménisque est clairement visible. Teindre les sections avec la safranine O et le vert rapide pour visualiser la morphologie du cartilage et de l’os sous-chondral. Évaluer la dégradation du cartilage à l’aide du système de notationOARSI 9 .
  5. Procédure de coloration Safranin O-Fast Green (Kit commercial utilisé, voir Tableau des matériaux)
    1. Déparaffinisation et réhydratation
      1. Déparaffinez les sections dans le xylène pendant 3 minutes, répétez 3 fois.
      2. Réhydratez à travers une série d’éthanol graduée (100 %, 90 %, 80 %) pour éliminer les résidus de xylène, 2 min chacun.
        REMARQUE : Les séries d’éthanol doivent être utilisées par ordre décroissant de concentration.
      3. Rincez dans de l’eau distillée pendant 1 minute puis égouttez brièvement.
    2. Coloration à l’hématoxyline de fer de Weigert
      1. Appliquez la solution de travail de Weigert sur les sections, teignez pendant 5 minutes.
      2. Rincez dans de l’eau distillée pendant 1 minute puis égouttez brièvement.
    3. Différenciation acide
      1. Appliquez la solution différenciante acide sur les sections pendant 15 secondes.
      2. Lavez-vous à l’eau pendant 10 minutes et évacuez l’excès d’eau.
        REMARQUE : Le temps de différenciation est crucial — une différenciation prolongée empêche une coloration verte rapide, tandis qu’une différenciation insuffisante entraîne une coloration vert profonde et rapide avec une mauvaise absorption de la safranine
    4. Coloration Fast Green
      1. Appliquez une solution verte rapide sur les sections pendant 5 minutes, égouttez brièvement.
      2. Appliquez une solution acide faible pour enlever la tache verte et rapidement résiduelle pendant 15 secondes, puis égouttez brièvement.
    5. Coloration Safranin O
      1. Appliquez la solution de safranine O sur les sections pendant 4,5 minutes.
      2. Transférez rapidement des coupes à 90 % d’éthanol pour éliminer l’excès de safranine O, 2-3 s.
        REMARQUE : Cette étape peut être prolongée de manière appropriée selon l’intensité de la coloration de la safranine.
    6. Déshydratation et défrichage
      1. Déshydratez les coupes dans de l’éthanol à 100 % pendant 1 minute.
      2. Libérez les sections dans le xylène pour une déshydratation complète, 2 minutes, répétez 3 fois.
        REMARQUE : Le xylène utilisé à cette étape ne doit pas être mélangé avec celui de la Section 4.5.1 ; La contamination croisée peut compromettre la qualité de la section.
    7. Montage avec baume neutre
      1. Placez les sections dans une hotte pour permettre à l’excès de xylène de s’évaporer.
      2. Retirez les coupes, appliquez une quantité appropriée de baume neutre sur l’échantillon, et couvrez soigneusement avec une couche de revêtement.
      3. Examinez les sections au microscope optique pour détecter des bulles d’air et éliminez soigneusement toute ce qui est présent.
      4. Conservez les sections dans une boîte à diapositives et placez-les dans un four à 60 °C pendant 24 heures pour assurer un séchage complet du baume neutre.

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Résultats

Des scans longitudinaux de l’articulation du genou ont été réalisés à l’aide d’un systèmemicro-ultrason/8 avec une étape de balayage de 4 mm et une résolution axiale de 0,04 mm. Au jour 7 postopératoire, la reconstruction 3D a révélé une augmentation marquée du volume de cavité articulaire dans le groupe modèle par rapport au groupe simulé (Figure 2A,B). Les tests de fatigue rotative10,11<...

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Discussion

En comparaison avec d’autres méthodes de modélisation chirurgicale, comme la déstabilisation du ménisque médian (DMM) et la transection du ligament croisé antérieur (ACLT), le modèle modifié de Hulth induit l’arthrose par lésions combinées ligamentaires et méniscales. La perturbation structurelle spécifique détermine les altérations de la biomécanique articulaire à travers différents plans. L’ACLT4 compromet la stabilité rotationnelle (rotation interne et externe)...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Remerciements

Cette étude a été financée par le Plan d’action pour l’innovation en science et technologie à Shanghai (23YF1447900 à CJM), au programme Chenguang de la Fondation de développement de l’éducation de Shanghai et à la Commission municipale d’éducation de Shanghai (23CGA53 à CJM), ainsi que par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (U24A6013 à XH).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue d’injection de 1 mL//Spécifications : 30 G et multipliés ; 0,13 mm
Système d’imagerie 3D Vevo 3100OptiqueVevo 2100Un système d’imagerie à ultrasons haute fréquence intégré au logiciel Vevo LAB pour l’analyse des données.
Suture nylon 4-0//
75 % d’éthanolShanghai Titan Scientific Co., Ltd.G73537O
C57BL/6J souris mâles (6-8 semaines)Shanghai Jiesijie Laboratoire Animal Co., Ltd./
Crème dépilatoireVeetBeaucoup : C021123001
Teinture d’iode//
IsofluraneRWD  ;R650-IE
Micro pincesRWD  ;F12013-10
MicrociseauxRWD  ;S11035-08
Safranin O modifié et kit Fast Green StainSolarbioG1371
Porte-aiguilleRWD  ;F21001-12
Lames chirurgicales (10#)RWD  ;S31010-01
Microscope chirurgicalOlympeSZ61

Références

  1. Sharma, L. Osteoarthritis of the Knee. N Engl J Med. 384 (1), 51-59 (2021).
  2. Chen, D., et al. Osteoarthritis: toward a comprehensive understanding of pathological mechanism. Bone Res. 5, 16044(2017).
  3. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  4. Zhou, X., et al. Antioxidant taurine inhibits chondrocyte ferroptosis through upregulation of OGT/Gpx4 signaling in osteoarthritis induced by anterior cruciate ligament transection. J Adv Res. 77, 551-567 (2025).
  5. Jal Janusz, M., et al. Moderation of iodoacetate-induced experimental osteoarthritis in rats by matrix metalloproteinase inhibitors. Osteoarthritis Cartilage. 9 (8), 751-760 (2001).
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  7. Rogart, J. N., Barrach, H. J., Chichester, C. O. Articular collagen degradation in the Hulth-Telhag model of osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 7 (6), 539-547 (1999).
  8. Xu, H., et al. Utilization of longitudinal ultrasound to quantify joint soft-tissue changes in a mouse model of posttraumatic osteoarthritis. Bone Res. 5, 17012(2017).
  9. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18 (Suppl 3), S17-S23 (2010).
  10. Lubrich, C., Giesler, P., Kipp, M. Motor behavioral deficits in the Cuprizone model: Validity of the rotarod test paradigm. Int J Mol Sci. 23 (19), 11342(2022).
  11. Piel, M. J., Kroin, J. S., van Wijnen, A. J., Kc, R., Im, H. J. Pain assessment in animal models of osteoarthritis. Gene. 537 (2), 184-188 (2014).
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Mots-clés

D g n rescence articulairedestruction du cartilagetransection du m nisque m dialligament crois ant rieurchographie pour petits animauxliquide synovialcoloration la safranine O
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