Article de méthode

Schéma d’exercice structuré dans l’hypertension pulmonaire - insuffisance ventriculaire droite dans un modèle ovine

DOI :

10.3791/70664

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5 mai 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 2Vanderbilt University, 3Department of Pulmonary Medicine, Vanderbilt University Medical Center, 4Department of Thoracic Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce manuscrit décrit le programme d’exercice structuré développé pour étudier les effets de l’exercice sur la physiopathologie de l’hypertension pulmonaire – insuffisance cardiaque du ventricule droit dans un modèle ovine.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’insuffisance cardiaque droite (IRH) est une cause importante de morbidité et de mortalité liée à l’hypertension pulmonaire (HP). Pour mieux comprendre la physiopathologie et les implications du stress induit par l’exercice, nous avons mis en place un programme d’exercices pour mieux caractériser cette maladie en utilisant notre modèle ovine précédemment développé de l’hypertension pulmonaire chronique avec insuffisance ventriculaire droite (PH-RVF). À cette fin, huit moutons croisés du Dorset ont subi le modèle PH-RVF par ligature de l’artère pulmonaire gauche (LPA) et une occlusion progressive de l’artère pulmonaire principale (MPA) avec un brassard gonflable. Les lignes de pression du brassard et du ventricule droit (RV) ont été tunnelées sous-cutanées vers un port pour y accéder. Pendant huit semaines, chaque mouton suivait un programme d’exercices hebdomadaire et un contrôle de la poignette (CC). Le programme d’exercices consistait en des vitesses de travail et des vitesses de récupération pendant 10 minutes chacune. Pendant l’exercice, nous avons accédé aux deux ports pour transduire la pression du brassard, l’hémodynamique et prendre les gaz sanguins du RV. À la fin de l’exercice, le brassard PA a été gonflé de 150-200 mmHg pour augmenter la postcharge du VR. Un test de consanguine et une gaz de circulation (RV) ont été réalisés quelques jours après le gonflage pour confirmer la pression sur le brassard et assurer la compensation. Sur l’espace de huit semaines, le SvsO 2 est resté relativement stable à son intensité maximale à la semaine 1 vs 8 : 62,7 ± 4,5 % contre 69,8 ± 4,0 %, malgré une augmentation du RVSP de la semaine 1 à la semaine 8 : 78 ± 8 mmHg contre 96 ± 8 mmHg. De plus, la distance parcourue a augmenté de la semaine 1 à la semaine 8 : 1390 ± 297 m contre 1834 ± 189 m, malgré une pression sur la coiffe de la perche à la semaine 8 portée à 777 ± 98 mmHg. Cela suggère que, malgré une augmentation de la postcharge des RV, l’exercice peut aider à une réponse adaptative et à une compensation de l’exercice dans le contexte de la PH-RVF. Ce programme d’exercices fournit des informations novatrices sur les effets de l’exercice dans la PH-RVF et permet des études complexes de la physiologie de l’exercice dans un grand modèle animal de la PH-RVF.

Introduction

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L’hypertension pulmonaire (HP) est une maladie complexe qui provoque une grande variété de symptômes. Les symptômes peuvent être légers, tels que la dyspnée et l’intolérance à l’exercice, à sévères, comme un déclin respiratoire et une insuffisance manifeste du ventricule droit (FVR)1. À mesure que la charge de reproduction du cœur droit augmente, le ventricule droit (VR) commence à se dilater, provoquant un dysfonctionnement systolique et une fraction d’éjection réduite. Ce décalage entre la demande et la production cardiaques rend les activités quotidiennes et l’exercice intolérables, entraînant à la fois un déclin physique et mental. Auparavant, l’exercice dans le contexte de l’hypertension pulmonaire était considéré commepréjudiciable 2. Récemment, de nombreuses études ont démontré qu’un programme de rééducation pulmonaire avec de l’exercice pourrait réduire la dyspnée et améliorer la qualité de vie globale, tant physiquement quementalement 2,3,4. Cependant, l’étude de l’exercice chez les patients atteints d’HP s’est limitée à ceux atteints de maladie stable en raison d’une possible décompensation cardiopulmonaire.

La décompensation rapide est une complication redoutée de la FPH-VRV. Certaines personnes atteintes d’HP peuvent bénéficier d’une période de compensation adéquate et n’avoir que des symptômes légers, la décompensation se produisant progressivement sur plusieurs mois voire années. D’autres, malheureusement, peuvent avoir un pH plus sévère et peuvent se dégrader rapidement avec n’importe quel type d’effort. L’exercice peut aggraver la maladie et provoquer un effondrement cardiopulmonaire rapide en raison d’un cycle de demande métabolique accrue du VR, d’une fraction d’éjection réduite et d’une ischémie persistante du VR. C’est une complication très grave car les patients qui développent une FRVF décompensée nécessitent une hospitalisation et présentent des taux de mortalité allant jusqu’à 40 %5. L’HP peut toucher des personnes de tout âge, la plupart des cas se développant à cause d’une maladie cardiaque gauche (groupe 2) et des maladies pulmonaires (groupe 3). Dans de rares cas, l’HP peut se développer de causes idiopathiques et est plus fréquente chez les femmes à la quatrième décennie de leur vie (Groupe 1)6. Bien que la progression de la maladie puisse être atténuée par une prise en charge médicale, il n’existe pas de remède pharmacologique définitif. Une fois que les patients atteignent la FVR terminale, le seul traitement définitif est la transplantation pulmonaire ou cœur-poumon7.

En raison de la morbidité et de la mortalité de l’HP et de la RVF qui en a suivi, nous avions auparavant créé un modèle cliniquement pertinent de la FRH-VRV chez les moutons pour développer de nouvellesthérapies 8. Dans ce modèle, nous avons ligagé l’artère pulmonaire gauche (LPA) et placé un brassard gonflable servant d’occluse vasculaire autour de l’artère pulmonaire principale (AMP). Sur une période de 8 semaines, nous avons augmenté la pression à l’intérieur de ce brassard pour diminuer le flux à travers l’artère pulmonaire principale, augmenter la postcharge du camping-car et induire le remodelage du véhicule-retour. Ce modèle a désormais été développé davantage en intégrant un programme d’exercices pour mieux étudier l’interaction entre l’HP et l’exercice. Ce protocole est unique car il capture en temps réel les changements des paramètres hémodynamiques tels que la pression systolique du ventricule droit (RVSP) et la fréquence cardiaque (FC). Le sang de RV a été utilisé comme substitut du sang veineux mixte pour analyser les changements dans leS vsO2 afin de comparer l’extraction d’oxygène à différentes vitesses d’exercice. Le programme d’exercices et les méthodes d’acquisition de données sont décrits ci-dessous comme ressource pour les chercheurs afin de mieux comprendre la physiopathologie complexe de la FPS-HP.

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Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Vanderbilt University Medical Center a approuvé le protocole suivant. Les procédures décrites ont été réalisées conformément au Guide du Conseil national de la recherche des États-Unis pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire9. Tous les moutons étaient des espèces croisées Dorset, femelles, pesaient entre 55 et 65 kg, et avaient entre 1 et 2 ans. Voir la Figure 1 pour la chronologie complète du schéma et le protocole de séance d’exercice.

1. Acclimatation sur tapis roulant

  1. Après une quarantaine appropriée sur place et avant l’opération, commencez l’acclimatation sur tapis de course.
  2. Transférez les moutons dans la salle d’exercice via une cage de transport.
  3. Placez le licol sur le mouton et menez-le doucement sur le tapis de course.
  4. Une fois le mouton à l’aise, demandez-lui de poser ses pattes avant sur la caisse du tapis de course et d’attacher le licol à l’avant du tapis de course.
  5. Allumez le tapis de course, montez le cadran au plus bas à 10, et incitez les moutons à avoir de la nourriture approuvée pour les animaux.
  6. Pendant que le tapis roule, seules les pattes arrière du mouton doivent bouger, car les pattes avant reposent sur la caisse (Vidéo supplémentaire 1).
  7. Après une minute de marche, éteins le tapis de course. Répétez en allumant le tapis de course et en promenant le mouton pendant une minute, puis augmentez la vitesse à 30.
  8. Répétez les étapes 1.2 à 1.7 deux à trois fois avant l’opération.

2. Modèle chirurgical pour initier le modèle PH-RVF

  1. Consultez notre publication précédente qui fournit des détails sur cette chirurgie, ainsi que sur l’entretien régulier et la titration du brassardPA 8. Néanmoins, ce protocole inclut les étapes clés de cette première chirurgie afin que le lecteur puisse mieux les contextualiser pendant l’exercice.
  2. Exposition chirurgicale
    1. Réalisez une mini thoracotomie antérieure gauche.
    2. Rétractez le poumon gauche et incisez longitudinalement le péricarde pour exposer les structures clés : le ventricule droit et l’artère pulmonaire.
  3. Ligature LPA et placement de l’occlludeur MPA
    1. Disséque autour de la PA principale et isole-la.
    2. Suivez la PA principale jusqu’à la bifurcation pour exposer la LPA. Ensuite, isoler et ligater la LPA avec du ruban ombilical.
    3. Placez l’occludeur vasculaire en silicium robuste et les sondes de flux périvasculaire autour de l’AMP. Cet occludeur est également appelé coiffe PA.
  4. Conduite de pression pour RV
    1. Suivez l’artère de l’AMP le long de la paroi libre du conduit d’évacuation du camping-car pour localiser le camping-car.
    2. Sélectionnez un endroit où une conduite de pression peut être fixée au centre du camping-car. Cette conduite sera utilisée pour transduire les pressions des camping-cars et prélever des échantillons de gaz sanguins.
      REMARQUE : Le gaz sanguin prélevé sur le camping-car servira de gaz veineux mixte substitut. Alors que le sang provenant de la PA est un véritable sang veineux mixte, le sang du VR est aussi un mélange de sang provenant de la circulation systémique et du sinus coronaire. En l’absence de dérivation intracardiaque, la différence entre SetO2 par rapport à une source PA ou RV est négligeable10,11.
  5. Tunnel portuaire
    1. Faites passer la pression du VR et les lignes d’obstruction PA à travers un espace intercostal sous l’incision et en tunnel dans la couche sous-cutanée jusqu’au dorse gauche du mouton.
    2. Reliez les deux conduits à deux orifices distincts et sécurisez les orifices sous une couche de tissu sous-cutané. Le port PA sera plus proche de la tête et celui du camping-car plus près de la queue.

3. Récupération postopératoire

  1. Laissez le mouton récupérer pendant une semaine postopératoire avec une gestion appropriée de la douleur et des antibiotiques selon le protocole.
  2. Une fois que le mouton est suffisamment rétabli, procédez à la première séance d’exercice.

4. Préparation pour la séance d’exercice et la vérification des manchettes

  1. Faites des rinçages à l’héparine nécessaires pour alimenter la conduite du camping-car.
    1. Faites 3 rinçages naturels de sérum physiologique.
    2. Retirez 1 mL de solution saline normale des rinçages.
    3. Ajoutez 1 mL d’héparine (1000 unités) aux seringues.
    4. Répétez ce processus pour obtenir 3 flushs.
  2. Rassemblez des fournitures pour des échantillons de gaz sanguins, une machine pour la collecte de données et des échantillons de laboratoire.
    1. Préparez deux seringues de 10 mL : l’une servira à décheter, l’autre à prélever 10 mL de sang pour les analyses (NFS, CMP).
    2. Préparez cinq seringues de 1 mL pour des échantillons de gaz sanguins à prélever sur la machine à gaz artériel de votre choix.
  3. Administrez de l’héparine et de l’altéplase.
    1. Utilisez une seringue de 5 mL pour extraire 5 mL d’héparine (5000 unités) qui serviront à verrouiller la ligne du camping-car à la fin de l’exercice ou au contrôle des menottes afin d’éviter la coagulation.
    2. L’alteplase ne sera nécessaire que si la ligne du camping-car est coagulée ou si la forme d’onde est atténuée.
    3. Si l’alteplase est nécessaire, il faudra le reconstituer avec 2,2 mL d’eau stérile pour produire 2 mg d’alteplase.
  4. Configurez l’accès à la ligne du brassard de la PA (Figure 2).
    1. Procurez-vous une seringue de 1 mL et une de 5 mL.
    2. À l’aide d’une petite aiguille (20–22 G), remplissez les deux seringues avec du sérum physiologique hypertonique. Utilisez la seringue de 1 mL pour gonfler le brassard et la seringue de 5 mL pour amorcer la ligne.
    3. Procurez-vous un transducteur de pression et reliez l’extrémité Luer femelle du tube de pression (au moins 36 pouces) à l’extrémité Luer mâle du transducteur.
    4. Assurez-vous que l’extrémité inférieure du Luer du transducteur est coiffée (Figure 2A).
    5. Relie l’extrémité mâle du tube de pression à la connexion Luer femelle qui possède le bouchon blanc sur un robinet d’arrêt à trois voies.
    6. Connectez une aiguille Huber 22-G à l’extrémité mâle du robinet d’arrêt à trois voies.
    7. À l’aide de la seringue de 5 mL de solution hypertonique saline, accédez au port du transducteur de pression et ouvrez-le sur le jeu d’aiguilles Huber.
    8. Rince la ligne de pression et l’aiguille Huber jusqu’à ce que la solution hypertonique de solution physiologique sorte de l’aiguille.
    9. Tournez le robinet d’arrêt à trois voies vers l’aiguille Huber pour verrouiller le robinet d’arrêt afin qu’aucun air ne pénètre dans la conduite d’accès à la manette de PA (Figure 2B). Tournez le robinet d’arrêt à trois voies vers le bouchon bleu pour ouvrir l’accès au bracelet (Figure 2C).
  5. Installe l’accès à la ligne de camping-car.
    1. Retirez 2 mL de solution salée normale d’un sac de 1 L de solution physiologique normale et ajoutez 2 mL d’héparine (2000 unités) pour une concentration totale de 2 unités/mL.
    2. Placez le sac de solution physiologique classique dans un sac pressurissé et un sac d’accès avec un spik intraveineux.
    3. Tournez le robinet d’arrêt à trois voies du sac pressurisé de façon à ce que la poignée soit perpendiculaire au tuyau, puis gonflez le sac à l’aide de la pompe manuelle jusqu’à ce que l’indicateur de pression devienne vert à environ 250 mmHg.
    4. Tournez le robinet d’arrêt à trois voies vers le sac pour maintenir la pression et placez le sac sur le poteau IV à environ 2 m du sol.
    5. Connectez l’extrémité mâle de la ligne IV sur la poche de pression à l’extrémité femelle du transducteur de pression.
    6. Reliez l’extrémité Luer femelle du tube de pression (au moins 36 pouces) à l’extrémité mâle du transducteur.
    7. Relie l’extrémité mâle du tube de pression à la connexion Luer femelle sur un robinet d’arrêt à trois voies.
    8. Fixez une aiguille Huber de 22 G à l’extrémité mâle du robinet d’arrêt à trois voies.
    9. Ouvrez la ligne du sac d’héparine et rinçez toute la ligne jusqu’à ce que le sérum physiologique héparinisé sorte de l’aiguille Huber. Verrouillez le robinet d’arrêt à trois voies relié à l’aiguille Huber en le tournant vers l’aiguille Huber pour éviter que l’air ne pénètre dans la conduite d’accès à l’orifice du camping-car.
  6. Transférez les moutons.
    1. Transférez les moutons dans la salle d’exercice via une cage de transport.
    2. Conduisez doucement le mouton sur le tapis roulant et placez un licol sur le mouton.
    3. Utilisez un licol pour garder les moutons à l’avant du tapis roulant avec les pattes avant sur une petite caisse.
  7. Accédez aux ports PA et camping-car.
    1. Palpez les ports et trouvez le centre du port, puis nettoyez soigneusement la peau supérieure avec des lingettes alcoolisées.
    2. Accédez au port PA avec une aiguille Huber.
    3. Répétez les étapes 4.7.1 et 4.7.2 pour accéder au port camping-car.
  8. Dernière configuration informatique.
    1. Allumez l’ordinateur, ouvrez LabChart et utilisez les spécifications des méthodes complémentaires (Fichier supplémentaire 1, Figure supplémentaire 1, Figure supplémentaire 2 et Figure 3 supplémentaire) pour configurer les canaux suivants : PA Cuff, Pression RV, Pression systolique RV et Fréquence cardiaque (Figure 3A).
    2. Assurez-vous que tout est bien accessible avec le port PA plus proche de la tête et le port RV plus près de la queue (Figure 3B).
    3. Les transducteurs doivent être placés entre l’ordinateur et le mouton, avec des transducteurs au niveau du cœur du mouton (Figure 3C).
    4. Connectez les deux transducteurs de pression au câble d’interface et zéro/calibrez les transducteurs comme spécifié dans les méthodes supplémentaires (Fichier Supplémentaire 1, Figure Supplémentaire 1, Figure Supplémentaire 2 et Figure Supplémentaire 3).

5. Accès au port

  1. Assurez-vous que l’étape 4.8 est terminée, et cliquez sur Start en haut à droite de la fenêtre logicielle pour commencer à enregistrer le logiciel d’acquisition de données afin de capturer les formes d’onde de pression des brassards du camping-car et du PA à 400 Hz.
  2. Ouvrez le brassard du PA en tournant le robinet d’arrêt vers le haut pour transduire la forme d’onde de pression du brassard du PA (Figure 4A), puis tournez le robinet d’arrêt vers le mouton pour fermer la forme d’onde (Figure 4B).
    1. Gardez le robinet d’arrêt pour la pression de la menotte de la PA éteint la plupart du temps afin de ne pas se dégonfler sous les fortes pressions.
  3. Placez un des flushs à l’héparine sur le robinet d’arrêt à trois voies pour la conduite du camping-car et flush avec toute la flush dans le port du camping-car.
  4. Retirez doucement la seringue jusqu’au retour du sang sombre.
    1. Si la récupération sanguine est difficile, faites un rinçage rapide avec 5 à 10 mL supplémentaires de solution physiologique héparinée, puis retirez avec une grande seringue vide comme 20 mL ou 30 mL.
    2. Si l’obstruction persiste, injectez 1 à 2 mg d’altéplase dans la ligne et attendez environ 10 minutes.
  5. Ouvrez le robinet d’arrêt à trois voies relié à la ligne du camping-car pour transduire la pression et la forme d’onde du VR. Les formes d’onde varient au repos, à la vitesse d’exercice et de récupération (Figure 4C).

6. Programme d’exercices

  1. Prélever le sang pour le gaz sanguin de base à vitesse initiale 0 en tournant le robinet d’arrêt vers le transducteur, puis utiliser une seringue vide de 10 mL pour prélever 10 mL de sang de RV pour les déchets, puis 0,2 à 0,4 mL de sang de RV avec une seringue de 1 mL pour l’échantillon de sang.
  2. Utilisez l’échantillon de 1 mL de sang de RV pour une analyse des gaz sanguins, puis retournez 10 mL de sang de RV au mouton.
  3. Tournez le robinet d’arrêt en position verticale. Rincez la conduite du camping-car en tirant la languette bleue du transducteur de pression pour ouvrir la valve jusqu’à ce que tout le sang soit sorti de la ligne de pression.
  4. Commencez la première vitesse d’exercice au bouton 30 du tapis roulant, qui est de 0,46 m/s pendant 10 minutes.
  5. Pendant les 10 minutes, ouvrez périodiquement la ligne de la menotte de la perche pour transduire les pressions de la coiffe de la PA.
  6. Vers la fin de 10 minutes, obtenez une gaz sanguine en effectuant les étapes 6.1 à 6.3.
  7. Répétez les étapes 6.1–6.6 pour des réglages de tapis de course de 40 (0,78 m/s), 50 (1,1 m/s), 30 et 0.
  8. À la fin de la séance d’exercice, utilisez 1 mL de solution physiologique hypertonique pour gonfler le brassard de 150–200 mmHg.
  9. Réduisez la pression du camping-car quelques minutes après l’inflation pour s’assurer que le mouton tolère l’inflation.

7. Déconnexion des ports

  1. Retirez rapidement l’aiguille Huber du port de la coiffe de la coiffe pour éviter une fuite de pression sur la brasserole.
  2. Injectez 5 mL d’héparine dans la conduite du camping-car, mais ne rincez pas la ligne pour que l’héparine reste dans la conduite et le port du camping-car.
  3. Coupez rapidement l’accès au port du camping-car et nettoyez les deux ports avec des lingettes alcoolisées.

8. Contrôle des menottes

  1. Transférez les moutons dans un petit enclos.
  2. Répétez les étapes 4.1 à 4.8, en omettant la seringue supplémentaire de 10 mL de l’étape 4.2.1, car les analyses ne sont obtenues que pendant les séances d’exercice.
  3. Répétez les pas 5.1–5.5 et transduis la pression de la brassette de la PA et la forme d’onde du RV.
  4. Prélever le sang du port du camping-car comme indiqué aux étapes 6.1–6.3.
  5. Ouvrez la ligne de la manche PA pour vous assurer que la brassée PA conserve la pression de la séance précédente en tournant le robinet d’arrêt perpendiculairement à la ligne de pression.
  6. Gonflez le brassard PA selon les besoins en suivant l’étape 6.8 pour le regonfler à la pression obtenue lors de la séance d’exercice de la semaine.
  7. Réduisez la pression du camping-car quelques minutes après le gonflage pour que le mouton tolère le gonflement des menottes.
  8. Suivez les étapes 7.1 à 7.3 pour conclure la vérification des manchettes.

9. Compléter l’ensemble du traitement

  1. Répétez l’exercice et les contrôles de la poignée chaque semaine sur une période de 8 semaines (Figure 1A,B).

10. Terminer la séance d’exercice plus tôt

  1. Si pendant l’exercice, SvO 2 descend en dessous de 30 % ou si la SvO de base est inférieure à 50 %, interrompez immédiatement la séance et dégonflez le brassard pour réduire le risque de décompensation aiguë irréversible du mouton.
  2. De plus, si l’animal présente des symptômes de pâleur, tachypnée, grognements, grincements de dents ou respiration buccale, mettez fin à la séance d’exercice et dégonflez le brassard. Ce pourraient être des signes précoces de décompensation.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toutes les données sont représentées par moyenne±SEM. Sur l’espace de huit semaines, leS vsO 2 est resté relativement stable à la vitesse maximale sur tapis roulant à la semaine 1 contre la semaine 8 : 62,7 ± 4,5 % contre 69,8 ± 4,0 % (Figure 5A), malgré une augmentation du RVSP de la semaine 1 à la semaine 8 : 78 ± 8 mmHg contre 96 ± 8 mmHg (Figure 5B). La distance parcourue pendant l’exercice a augmenté d...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le modèle PH-RVF présenté chez les moutons a été mis à jour par rapport à la version précédente en le combinant avec une plateforme d’exercice sur tapis roulant afin d’étudier l’interaction entre l’exercice et le développementde la maladie 8. Comme chaque animal peut réagir différemment au gonflement des manches, pour un conditionnement d’exercice cohérent entre les animaux, les vitesses du tapis roulant pendant une séance d’exercice ont été ajustées pour inclure ...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été financé par les institutions et récompenses suivantes : National Institutes of Health R01HL171577, National Institute of General Medical Sciences de la subvention NIH T32 GM007347, subvention des National Institutes of Health T32 HL160508, Vanderbilt Faculty Research Scholar Award, American Heart Association Second Century Early Faculty Independence Award 24SCEFIA1255079, Fonds de recherche cardiothoracique du Vanderbilt University Medical Center, Centre médical universitaire Vanderbilt Fonds Mme Shelley F. Kleiner et Dr Fredric Kleiner, Centre médical universitaire Vanderbilt Fonds de recherche Mme Dorothy Thomas, et Fonds commémoratif David M. Livingston pour la transplantation pulmonaire du Centre médical universitaire Vanderbilt. De plus, ce travail n’aurait pas été possible sans le programme de soins et d’utilisation des animaux de l’Université Vanderbilt et le personnel du S.R. Light Laboratory : Jamie Adcock, Susan Fultz, Azia Tanks et Eiman Barsoum pour leur soutien technique.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0.9% Normal Saline, 1000 mLBaxter Healthcare Corp0338-0049-04Medication, Chronic PH
16 mm Heavy Duty Occluder with actuating tubingAccess TechnologiesOC-16HDDisposable, Chronic PH
70% isopropyl alcohol prep padsMedlineMDS090670Disposable, Chronic PH
Aluminum Lamb and Goat TreadmillLivestock Performance Products DC314Equipment
Bags, Infusion: Nonsterile Novaplus Infusion Bag, 500 mLMedlineTCV4005HDisposable, Chronic PH
Blue ClaveMedlineBOPC1000Disposable, Chronic PH
Cathflo Activase (alteplase) 2 mgCathfloNDC 50242004164Medication, Chronic PH
Computer Dell Lattitude 7400Equipment
Data acquisition hardwareADInstrumentsPowerLab 16/30Equipment
EPOC Point-of-care blood gas analyzerSiemens HealthineersSiemens-Epoc-REquipment
Flow MeterTransonichttps://www.transonic.com/tubing-flow-meters-manufacturers
Gauze Sponges: Sterile X-ray Compatible Gauze Sponges, 16-Ply, 4” × 4”MedlinePRM21430LFHDisposable, Chronic PH
GEM 7000 with iQM3Werfen6000228442Equipment
HeparinFresenius Kabi63323-540-31Medication, Chronic PH
Hospira Primary IV Sets, 80”Patterson Veterinary07-835-0123Disposable, Chronic PH
Hypertonic saline 3%Baxter Healthcare Corp.0338-0054-03Medication, Chronic PH
Hypodermic Needle with Bevel and Regular Wall, 20 G × 1”MedlineB-D305175ZDisposable, Chronic PH
Interface Cable, Edwards LifeScience Transducer to ADInstruments Bridge AmplifierFogg System0395-2434Equipment
Labchart softwareADInstrumentsLabchart 8Equipment
Needles: Hypodermic Needle with Regular Bevel, Sterile, 18 G × 1.5”MedlineB-D305185ZDisposable, Chronic PH
Octal Bridge AmplifierADInstrumentsFE228Equipment
Port-A-Cath Huber Needle, Straight, 22 G × 1-1/2”MedlineAAKM21200724Disposable, Chronic PH
Sheep HalterWeaver Livestock 35-7840-S20Equipment
Sterile Leur-Lock Syringe, 1 mLFisher ScientificBD309628Disposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 10 mLMedlineSYR110010ZDisposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 3 mLMedlineSYR103010ZDisposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 5 mLMedlineSYR105010ZDisposable, Chronic PH
Sterile WaterFresenius Kabi918550Medication
Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSIMedlineDYNJSC301Disposable, Chronic PH
Transducer clipEdwards LifeScienceTCLIP05Equipment
Transonic Perivascular Flow Probe (PAU Series)ADInstrumentshttps://www.adinstruments.com/products/perivascular-flowprobes
Transport Cage/ Large Animal CagingAncare ANAT305660SSEquipment
Trigger Aneroid Gauge (Sphygmomanometer)Patterson Veterinary07-815-0464Equipment
TruWave Disposable Pressure Transducer Kits by Edwards LifesciencesMedlineVSYPX260Disposable, Chronic PH
Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72” LMedlineDYNJPMTBG72MFDisposable, Chronic PH
Umbilical Tape, Cotton, 3-Strand, 1/8 x 36"MedlineDYNJPMTBG72MFDisposable, Chronic PH

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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