Rapport de cas d’un abcès frontal causé par Nocardia concava chez un patient atteint du SIDA

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour les infections à Nocardia chez les patients immunodéprimés qui intègre la culture de pus et la SEP de MALDI-TOF. Cette approche combinée permet une identification rapide et précise des espèces, facilite une thérapie antimicrobienne ciblée et, en fin de compte, améliore les résultats cliniques dans cette population de patients à haut risque.

Résumé

Les espèces de Nocardia sont des actinomycètes aérobies obligatoires. La nocardiose humaine survient généralement chez des hôtes immunodéprimés et se manifeste le plus souvent par une infection pulmonaire suppurative primaire. La dissémination hématogène peut entraîner une atteinte extrapulmonaire, le système nerveux central étant le site secondaire le plus fréquent, suivi de la peau et des tissus mous sous-cutanés ; le péricarde, les ganglions lymphatiques et les articulations ne sont affectés que rarement. Un homme séropositif de 50 ans a été admis avec des antécédents d’un mois de cloques sanguines buccales et d’ecchymoses des extrémités. Un abcès du front droit développé lors de l’hospitalisation a produit du pus identifié comme Nocardia concava par spectrométrie de masse assistée par désorption laser assistée par matrice / spectrométrie de masse à temps de vol d’ionisation (MALDI-TOF MS) et confirmé par le séquençage du gène 16S rRNA. La prise en charge initiale comprenait une thérapie antirétrovirale, des glucocorticoïdes systémiques et une immunoglobuline intraveineuse ; Une thérapie antimicrobienne ciblée ultérieure avec du linézolid plus triméthoprime-sulfaméthoxazole, instaurée après confirmation microbiologique, a entraîné une amélioration clinique et un congélation. À notre connaissance, il s’agit du premier cas signalé d’une infection par abcès frontal causée par N. concava chez un patient atteint du syndrome d’immunodéficience acquise (SIDA). Les infections humaines dues à cet organisme restent extrêmement rares. De plus, le site de l’infection dans ce cas n’était pas le poumon ou le système nerveux central souvent affecté, généralement impliqué dans la nocardiose, ce qui entraînait des manifestations cliniques atypiques sujettes à un diagnostic manqué ou erroné. Dans ce cas, une identification étiologique précise a permis un diagnostic précoce et définitif et des résultats cliniques favorables. Ce cas souligne l’importance d’une vigilance accrue face aux infections rares de Nocardia chez les patients gravement immunodéprimés. Pour les abcès cutanés et mous inexpliqués, un examen étiologique précoce est crucial, et une thérapie antimicrobienne ciblée basée sur la susceptibilité aux médicaments peut améliorer significativement le pronostic.

Introduction

Les espèces de Nocardia sont des actinomycètes aérobies largement répartis dans l’environnement naturel, occupant couramment le sol et la matière organique en décomposition. Bien qu’omniprésents dans la nature, ils sont généralement absents du corps humain et fonctionnent comme des agents pathogènes opportunistes. La plupart des infections surviennent par^{inhalation 1}. La nocardiose touche principalement les personnes immunodéprimées, en particulier celles souffrant d’une immunité cellulaire altérée, telles que les patients atteints de cancers, de diabète sucré, de VIH/SIDA, de maladies auto-immunes, de receveurs de greffe d’organes solides et de personnes suivant une thérapie prolongée par^{corticostéroïdes 2}. Néanmoins, des infections peuvent aussi survenir chez des individus sans immunodéficience^{apparente 3}. La nocardie s’installe principalement via les voies respiratoires, provoquant des maladies pulmonaires, et peut ensuite se diffuser hématogènement pour provoquer une atteinte des organes extrapulmonaires. Le cerveau est le site de dissémination le plus courant, suivi de la peau et des tissus mous sous-cutanés ; Plus rarement, elle peut toucher le péricarde, les ganglions lymphatiques et les articulations. Cliniquement, Nocardia peut provoquer une inflammation granulomateuse suppurée aiguë ou chronique, localisée ou disséminée, impliquant les poumons, la peau et le système nerveux^{central 4}.

À ce jour, les infections humaines causées par N. concava ont été rarement signalées. Nous présentons ici le premier cas documenté d’abcès frontal chez un patient séropositif attribué à N. concava, offrant des informations précieuses pour le diagnostic et la prise en charge de la nocardiose.

Présentation de cas :
Un patient masculin de 50 ans a été admis à notre hôpital avec des antécédents d’un mois de cloques sanguines buccales et de lésions purpuriques sur les extrémités. Il avait été diagnostiqué avec une infection par le VIH plus de dix ans auparavant, mais n’avait pas suivi de manière constante un traitement antirétroviral. Environ un mois avant l’admission, il a développé des hématomes buccaux et un purpura du membre sans déclencheur identifiable et a d’abord été traité dans un hôpital local avec du Biktarvy (bictegravir/emtricitabine/ténofovir alafénamide) pour traitement antirétroviral. Sur la base d’investigations ultérieures, une thrombocytopénie immunitaire (PTI) a été suspectée, et il a reçu une thérapie par impulsions avec méthylprednisolone et immunoglobuline intraveineuse (IVIG), ainsi qu’une protection gastrique et une supplémentation en calcium.

En raison d’une thrombocytopénie persistante, le patient a été orienté vers notre établissement pour une prise en charge supplémentaire. À l’admission, sa température corporelle était de 37,9 °C ; Il était alerte, orienté et en assez bonne condition générale. Aucun ictère n’a été observé dans la peau ou la sclère. Des pétéchies et ecchymoses étendues ont été observées sur tout le corps, et une masse palpable était présente sur la région frontale droite. Le scanner thoracique sans contraste a révélé des modifications interstitielles bilatérales des lobes inférieurs et un emphysème paraseptal dans les lobes supérieurs. L’échographie abdominale n’a montré aucune anomalie significative.

Les analyses de laboratoire réalisées le lendemain ont révélé un taux de plaquettes de 12 × 10⁹/L (83–303 × 10⁹/L), un taux de procalcitonine de 0,11 ng/mL (<0,50 ng/mL), et une protéine C réactive (PCR) à haute sensibilité de 1,11 mg/L (<6,00 mg/L). Le nombre absolu de lymphocytes T auxiliaires/inducteurs (CD3+, CD4+) était de 15 cellules/μL (550–1440 cellules/μL). Les tests quantitatifs de réaction en chaîne par polymérases (PCR) ont détecté l’ADN du virus Epstein-Barr (EBV) à 1,21 × 10⁴ UI/mL (0–200 UI/mL) et l’ADN du cytomégalovirus humain (HCMV) à 4,53 × 10⁵ UI/mL (0–200 UI/mL), tous deux positifs ; D’autres analyses sanguines de routine étaient sans particularité.

Compte tenu de la virémie confirmée de la VHMC, le patient a été initié sous traitement antiviral combiné avec le ganciclovir et le foscarnet, tout en poursuivant le Biktarvy pour la suppression du VIH. La méthylprednisolone à dose de pouls et l’IVIG ont été maintenus pour la PTI. En raison d’une fièvre persistante et légère, le rituximab a été administré au 6e jour de l’hôpital, et le voriconazole a été commencé au septième jour en prophylaxie contre la candidose oropharyngée.

À l’admission, l’examen physique a révélé une masse sur la région frontale droite (Figure 1). Le sixième jour de l’hôpital, du matériel purulent a été aspiré de cette lésion pour une évaluation microbiologique. La coloration directe du pus par Gram a révélé une abondance de bacilles filamenteux et ramifiés à Gram-positif (Figure 2). Une partie de l’échantillon a été inoculée sur des plaques d’agar sanguin Columbia et incubée à 35 °C dans une atmosphère enrichie à 5–10 % en CO₂. Après 24 heures d’incubation, des colonies blanches, surélevées, sèches, ridées, granuleuses, non hémolytiques ont été observées. Au cinquième jour d’incubation, les colonies ont développé une pigmentation jaune pâle (Figure 3). La coloration acido-rapide modifiée de l’isolat a donné des organismes partiellement acido-rapides et partiellement non acido-résistants (Figure 4).

La SEP de Maldi-TOF utilisant le système Autobio MS2000 a identifié l’organisme comme étant N. concava (Figure 5). Cette identification a ensuite été confirmée par le séquençage du gène 16S rRNA, qui a également classé l’isolat comme N. concava. Des tests de susceptibilité aux antimicrobiens ont été réalisés, et les résultats sont résumés dans le tableau 1. Les résultats de susceptibilité, interprétés selon les directives CLSI M24 pour Nocardia spp., indiquaient une susceptibilité à tous les agents testés.

Le 8e jour de l’hôpital, suite au rapport de laboratoire sur une abondance de bacilles Gram-positifs, le voriconazole a été arrêté, et une thérapie antimicrobienne combinée avec le linézolide et le triméthoprime–sulfaméthoxazole a été lancée. La température corporelle du patient s’est progressivement normalisée et une amélioration clinique a été observée. Le jour 18 à l’hôpital, le patient a été sorti en meilleur état, avec des prescriptions de linézolide oral et de méthylprednisolone pour poursuivre le traitement ambulatoire.

Diagnostic, évaluation et plan :
Le patient est atteint du SIDA avec un faible taux absolu de cellules auxiliaires/inducteurs de T-CD4+, ce qui prédispose aux infections opportunistes. Des ADN détectables du CMV et de l’EBV indiquent une possible réplication active du cytomégalovirus et du virus Epstein-Barr. L’examen physique a révélé un abcès du front droit et des pétéchies/purpura dispersés. Le pus aspiré à partir de l’abcès frontal a donné naissance à des colonies identifiées comme N. concava par la MALDI-TOF MS.

Le scanner thoracique a montré des modifications interstitielles bilatérales du lobe inférieur ; un suivi est nécessaire pour exclure la nocardiose pulmonaire ou la maladie pulmonaire interstitielle liée au VIH/CMV. L’abcès a été incisé et drainé, la thrombocytopénie a été prise en charge, et le patient a été autorisé à recevoir un linézolide oral plus du triméthoprime–sulfaméthoxazole pour une nocardiose.

Le suivi post-sortie comprend une NFS hebdomadaire et des profils hépatique/rénaux pour surveiller la myélosuppression et le syndrome inflammatoire de reconstitution immunitaire ; Une réhospitalisation immédiate est nécessaire en cas de fièvre, de nouveaux nodules, de saignements ou de symptômes neurologiques.

Protocole

Les protocoles d’étude ont été approuvés par le Comité d’éthique médicale du Premier Hôpital affilié du Collège de Médecine de l’Université du Zhejiang. (Numéro de référence : IIT20240874A).

1. Évaluation du patient et évaluation initiale

1. Un historique médical complet a été obtenu.
   1. Un mois avant la présentation, le patient a développé des cloques sanguines buccales et des ecchymoses des extrémités sans aucun facteur déclencheur identifiable.
   2. Le patient a ensuite consulté un hôpital local, où le Biktarvy a été initié comme traitement antirétroviral et des agents thrombopoïétiques ont été administrés ; néanmoins, aucune amélioration hématologique n’a été obtenue.
2. Lors de l’examen physique, le patient a été observé dans un état fébrile de faible grade. Des pétéchies et ecchymoses dispersées ont été observées sur toute la surface du corps, et une masse bien circonscrite était présente dans la région frontale droite.
3. Enquêtes en laboratoire
   1. Numération complète de l’hémoglobine (énumération des plaquettes) : Le sang total (3 mL) a été prélevé dans un tube contenant de l’acide éthylénédiaminetétraacétique (EDTA), délicatement inversé 8 à 10 fois, puis analysé dans les 4 heures suivant la phlébotomie.
   2. Tests sur la protéine C réactive du séric et la procalcitonine : Le sang (2–3 mL) a été prélevé dans un tube sérique séparateur, laissé coaguler pendant 20 à 30 minutes, centrifugé à 1 500–2 000 g × g pendant 10 minutes, puis analysé le jour de la collecte.
   3. Énumération cytométrique en flux des sous-ensembles lymphocytaires (CD3/4/8/16/19/45/56) : Le sang total (3 mL) a été prélevé dans un tube EDTA, légèrement inversé 8 à 10 fois pour garantir une anticoagulation adéquate, puis analysé dans les 24 heures suivant la collecte.
   4. Réaction en chaîne quantitative de la polymérase (PCR) pour l’ADN du virus d’Epstein–Barr et du cytomégalovirus : Le sang total (3 mL) a été aspiré dans un tube EDTA, délicatement inversé 8 à 10 fois, maintenu à 2–8 °C, puis transporté dans les 4 heures suivant la collecte. Le plasma a été séparé par centrifugation dans les 2 à 4 heures suivant la phlébotomie et stocké à 4 °C en attendant l’analyse.

2. Procédures diagnostiques

1. Aspiration guidée par échographie d’un abcès du front droit :
   1. Après une désinfection cutanée standard et un drapage stérile, une anesthésie d’infiltration locale a été administrée avec 2 % de lidocaïne. Sous guidage ultrasonographique en temps réel, une seringue de 20 mL avec une aiguille attachée a été avancée dans l’abcès frontal, et 4 mL de liquide purulent ont été aspirés.
   2. Le patient est resté hémodynamiquement stable et n’a signalé aucun inconfort tout au long de la procédure. Aucune complication immédiate n’a été observée durant la période post-procédurale.
2. L’aspirate purulente a été transmise au laboratoire de microbiologie pour une coloration immédiate en Gram et une culture ultérieure en 5 à 10 % de CO₂ à 35 °C.
   1. Pour la coloration de Gram, commencez par prendre une lame en verre propre pour préparer un frottis bactérien, fixez-la sur une flamme, puis appliquez une teinture violette cristalline pour la teinture primaire pendant 1 minute, puis un rinçage à l’eau.
   2. Ensuite, ajoutez la solution d’iode comme mordant pendant 1 minute, puis rincez à l’eau. Ensuite, décolorez avec de l’éthanol à 95 % pendant environ 20 à 30 secondes jusqu’à ce que le ruissellement devienne incolore, puis rincez immédiatement à l’eau pour éviter la décoloration.
   3. Enfin, contre-teinte avec une solution de safranine pendant 30 secondes à 1 minute, rince à l’eau, sèche sous sécher, puis observe au microscope.
3. Une boucle de colonies provenant de la plaque d’agar sanguin a été sélectionnée et soumise à une coloration acido-rapide modifiée.
   1. Pour une tache acido-résistante modifiée, commencez par prendre une lame en verre propre pour préparer un frottis bactérien, fixez-la sur une flamme, puis couvrez la tache de carbol fuchsine et chauffez jusqu’à ce que la vapeur monte sans ébullition, en conservant 3 à 5 minutes, puis un rinçage à l’eau.
   2. Ensuite, effectuez une décoloration faible avec une solution aqueuse à 1 % d’acide sulfurique pendant 30 secondes à 1 minute jusqu’à ce que la tache devienne rose pâle, puis rincez à l’eau.
   3. Enfin, contre-colorez avec une solution de bleu de méthylène pendant 30 secondes à 1 minute, rinçez à l’eau, séchez sous la tache, puis observez au microscope.
4. L’identification a été réalisée à l’aide d’un système automatisé d’identification microbienne par spectrométrie de masse, et l’isolat a été identifié comme étant N. concava.
   1. Préparation de l’échantillon
      1. Préparation de la plaque cible : Une seule colonie pure a été cueillie avec un bâton de bambou et étalée uniformément sur la zone cible de la plaque MALDI.
      2. Ajout d’acide formique : Après séchage à l’air de la frotte, 1 μL d’acide formique a été ajouté à chaque point cible pour la lyse cellulaire.
      3. Ajout de matrice : Après que la tache ait été complètement séchée à l’air, 1 μL de solution matricielle (acide α-cyano-4-hydroxycinnamique, HCCA) a été immédiatement superposée, puis la plaque a été laissée à sécher à l’air libre.
   2. Allumez-le et configurez le logiciel.
      1. Allumez l’alimentation des instruments, la pompe à vide et l’ordinateur, et attendez que le vide atteigne l’état de fonctionnement. Lance le logiciel de poste de travail et connecte-toi.
      2. Confirmez la communication normale entre le logiciel et l’instrument, et vérifiez que le vide, la température et l’état du laser sont tous normaux.
   3. Saisissez les informations dans le logiciel.
      1. Voici le module de gestion des plaques cibles. Sélectionnez le type de plaque cible, créez un nouveau lot et saisissez les informations de l’échantillon, y compris l’identifiant de l’échantillon, le type, la source et les remarques.
      2. Enregistrez les informations de la plaque cible et sélectionnez la base d’identification correspondante pour comparaison.
   4. Utilisez l’instrument et récupérez des données.
      1. Placez la plaque de cible séchée dans la chambre à instruments et fermez la porte de la chambre. Sélectionnez Exécuter la plaque cible dans le logiciel et confirmez l’ID et la position de la plaque cible.
         REMARQUE : Le logiciel complète automatiquement l’excitation laser, le vol ionique, l’acquisition du signal et la génération de spectre. Un suivi en temps réel de l’avancement de l’acquisition et de la qualité du spectre est disponible.
   5. Analyse et identification des données
      1. Traitement du spectre : Le logiciel effectue automatiquement le lissage, la correction de la ligne de base et l’extraction de pics sur le spectre brut.
      2. Comparaison de bases de données : Le spectre de pic caractéristique traité est comparé à la base de données standard des bactéries connues intégrée à l’instrument.
      3. Interprétation des résultats : Le logiciel fournit des résultats d’identification et des scores basés sur la similarité de comparaison. En général, un score ≥ 9,0 indique une identification fiable au niveau de l’espèce ; Un score compris entre 6,0 et 8,9 indique une identification au niveau du genre ; et un score inférieur à 6,0 est considéré comme peu fiable.
      4. Gestion des rapports et des données : Les spectres bruts, les résultats d’identification et les journaux sont automatiquement sauvegardés. Les données peuvent être exportées, analysées statistiquement et interfaciées avec le LIS.
   6. Procédure d’arrêt
      1. Après avoir terminé toutes les tâches, quittez l’interface d’opération. Passez en mode veille dans le logiciel, attendez que l’instrument dépressurise en toute sécurité, fermez le logiciel et l’ordinateur, et enfin coupez l’alimentation de l’instrument et de la pompe à vide.
5. Test de susceptibilité aux antimicrobiens
   1. Choisissez des colonies et broyez-les avec une tige de meulage ou des billes de verre dans de l’eau stérile pour préparer une suspension homogène, ajustez à la norme de turbidité de McFarland de 0,5 ; comme Nocardia a tendance à former des amas, un broyage approfondi est nécessaire pour assurer une suspension uniforme.
   2. Ensuite, ajouter la suspension bactérienne à chaque puits de la plaque de microdilution contenant le bouillon Mueller-Hinton ajusté par cations (CAMHB), inoculer 10 μL par puits pour obtenir un inoculum final d’environ 1 ×^{10 5}–5 × 10⁵ UFC/mL, en mettant en place simultanément un puits de contrôle de croissance sans antibiotiques et un puits de contrôle négatif.
   3. Incubez la microplaque à 35 ±± 2°C dans l’air ambiant pendant 3 à 5 jours, en gardant le couvercle de la plaque scellé pendant l’incubation pour éviter la dessiccation.
   4. Après l’incubation, observez la croissance bactérienne dans chaque puits à l’œil nu et notez la concentration la plus faible du médicament qui inhibe complètement la croissance comme concentration inhibitrice minimale (CMI).

3. Traitement antibiotique

1. Immédiatement après l’admission, un traitement combiné antiviral et immunosuppresseur a été lancé : le ganciclovir et le foscarnet ont été administrés en même temps que Biktarvy poursuite pour la suppression du VIH, tandis qu’une thérapie par impulsions avec méthylprednisolone et immunoglobuline intraveineuse a été lancée en même temps.
2. Jour 6 : Une fièvre légère récurrente a entraîné l’ajout du rituximab au traitement thérapeutique.
3. Jour 7 : Pour prévenir une éventuelle infection fongique invasive, un voriconazole empirique a été initié.
4. Jour 8 : La microscopie a révélé une abondance de bacilles Gram positifs ; Le voriconazole a été interrompu, et le traitement antimicrobien a rapidement été remplacé par du linézolid plus triméthoprime-sulfaméthoxazole. Par la suite, la déférvescence s’est installée, et l’état clinique du patient s’est progressivement amélioré. Il a été hospitalisé au jour 18 dans un état stable.

Résultats

Un patient séropositif de 50 ans s’est présenté avec des pépéchies et ecchymoses généralisées, ainsi qu’un herpès oral. Après son admission, il a reçu des traitements empiriques antiviraux et thrombopoïétiques. L’examen physique a révélé une masse sur le front droit. Une aspiration guidée par échographie (Figure 1) a été réalisée pour obtenir du pus en vue d’un examen en laboratoire. Les résultats de coloration de Gram sont présentés à la Figure 2, et ceux de la...

Discussion

Nocardia est une bactérie aérobie Gram-positive classée dans le phylum Actinobacteria, la classe Actinobacteria, la sous-classe Actinobacteridae, l’ordre Actinomycétales, le sous-ordre Corynebacterineae, la famille Nocardiaceae et le genre Nocardia¹⁵. Plus de 100 espèces ont été identifiées, les agents pathogènes les plus courants chez l’homme et l’animal étant N. asteroides, N. b...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
5&ndash ; Incubateur 10 % CO2	Thermo Fisher Scientific	20172416507
Tache acide rapide	Baso	20170094
Série MS Autof	Autobio Diagnostics  ;	https://en.autobio.com.cn/Product/productDetail/fid/63/cid/2/id/145.html
Autof MS2000	Autobio Diagnostics  ;	20182400196
Acide formique	Autobio Diagnostics  ;	20140009
Tache de gramme	BioMé ; rieux	20171067
&alpha ;-cyano-4-hydroxycinnamique	Autobio Diagnostics  ;	20140009