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Article de méthode

Un modèle combinatoire de souris de perturbations circadiennes et de stress alimentaire pour étudier la physiopathologie du vieillissement accéléré par le mode de vie

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DOI :

10.3791/70866

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28 avril 2026

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1Department of Chinese Materia Medica, Chengde Medical University, 2School of Pharmacy, Hebei Medical University, 3State Key Laboratory for Innovation and Transformation of Luobing Theory, 4College of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Hebei University of Chinese Medicine, 5The Second Clinical Medical College, Heilongjiang University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle murin d’un régime diatrique du rythme circadien plus un régime riche en graisses et en sucre (HFHS), qui imite les modes de vie malsains et induit des troubles métaboliques ainsi que des phénotypes de vieillissement.

Résumé

L’objectif de ce protocole est d’établir un modèle murin standardisé qui récapitule les dommages multifactoriels induits par les modes de vie modernes et malsains. À cette fin, nous avons développé un nouveau modèle C57BL/6J combinant une perturbation randomisée du rythme circadien et un régime riche en matières grasses et en sucre (HFHS), avec des groupes HFHS à facteur unique et des groupes de perturbation circadienne comme témoins. Comparé aux témoins, le modèle composite a montré des troubles métaboliques plus graves, incluant une augmentation du poids corporel, une augmentation des niveaux de glucose et de lipides à jeun, ainsi qu’une stéatose hépatique marquée, ainsi que des troubles cognitifs et moteurs évidents. Le modèle composite a également montré un vieillissement accéléré plus significatif, comme le confirment l’indice de fragilité et la coloration de l’hématoxyline et de l’éosine (HE). Ce modèle intégré imite de manière fiable le déclin métabolo-cognitif lié au mode de vie et le vieillissement prématuré. Ce protocole reproductible étape par étape soutient les études mécanistes sur le vieillissement médié par le mode de vie et l’évaluation de stratégies thérapeutiques ciblées.

Introduction

Les modes de vie modernes accélérés exposent de plus en plus les populations à des comportements perturbateurs de rythme et à des régimes obésogènes, avec des preuves convaincantes reliant ces facteurs à un déclin fonctionnel systémique et à la pathogenèse des maladieschroniques 1. Les données épidémiologiques révèlent des comorbidités frappantes : les travailleurs en équipe présentent une forte prévalence de marqueurs métaboliques du syndrome, tandis qu’une consommation à long terme d’un régime riche en graisses et en sucre est fortement associée à un risque accru dedémence 2,3. Ces insultes convergent pour alimenter la pathologie multiorganique — le dysfonctionnement métabolique coïncide fréquemment avec un déclin cognitif accéléré et un remodelage cardiovasculaire, démontrant une communication bidirectionnelle entre détérioration périphérique et centrale. Malgré les synergies cliniques reconnues, les modèles précliniques standardisés capturant la physiopathologie intégrée du déclin des organes induits par le mode de vie restent sous-développés.

Au niveau moléculaire, un désalignement circadien chronique initie une cascade pathologique provenant du noyau suprachiasmatique, perturbant la signalisation glutamantegique vers l’hypothalamus paraventriculaire et atténuant la pulsatilité de l’hormone libératrice de corticotropine. Cela altère la rétroaction négative de l’axe hypothalamo-hypophyse-surrénalienne(HPA) 4, provoquant une désensibilisation des récepteurs glucocorticoïdes et une élévation soutenue du cortisol. L’activation conséquente de la gluconéogenèse hépatique et la suppression de la phosphorylation du substrat du récepteur de l’insuline musculaire squelettique alimentent collectivement la résistance à l’insuline périphérique, établissant une base métabolique pour l’hyperglycémie et ladyslipidémie 5,6. Parallèlement, les acides gras saturés de l’alimentation imprègnent la barrière hémato-encéphalique compromise via la régulation à la baisse des protéines endothéliales de jonctionétroite 7,8, activant la signalisation microgliale TLR4/NF-κB. Cela déclenche une neuroinflammation9 médiée par TNF-α/IL-1β. L’essentiel est que ces deux facteurs de mode de vie malsain n’agissent pas de manière indépendante mais plutôt de manière synergique. Cependant, il subsiste un manque important de recherches systématiques sur leur exposition combinée dans la littérature actuelle. Il est donc pertinent de mener des études de modélisation intégrant la perturbation du rythme circadien avec des régimes riches en graisses et en sucre comme facteurs composites.

Malgré leur utilité dans l’étude des mécanismes isolés du vieillissement, les modèles murins actuels ne parviennent pas à retranscrire la physiopathologie intégrée de la détérioration induite par le mode de vie. Le vieillissement naturel présente une variabilité interindividuelle prononcée et nécessite des délais prolongés incompatibles avec l’efficacité expérimentale. Les agents pharmacologiques comme la doxorubicine induisent principalement des lésions de l’ADN et une sénescence aiguë sans répliquer la dysrégulation métaboliquechronique 10. Les modèles génétiquement modifiés ciblent des voies moléculaires uniques, en négligeant la diaphonie neuroendocrinienne-métaboliquesystémique 11,12. L’administration de D-galactose, bien qu’induisant un stress oxydatif, imite inadéquatement l’impact de la perturbation circadienne sur la rythmicité glucocorticoïde ou la neuroinflammation médiée par les lipidesalimentaires 13. De manière critique, les interventions à facteur unique ne peuvent pas capturer des schémas de déclin multiorganiques synergiques observés cliniquement. Cette lacune translationnelle nécessite une plateforme combinatoire avancée intégrant simultanément la perturbation circadienne chronique et les facteurs de stress alimentaire obésogènes pour accélérer fidèlement la neurodégénérescence interdépendante, les dysfonctions cardiaques et l’altération métabolique.

Pour répondre à ce problème, nous avons développé un modèle souris C57BL/6J intégrant une perturbation circadienne stochastique avec un régime riche en graisses et en sucre afin de reproduire les insultes de mode de vie contemporaines synergiques. Soumettre les souris à des rythmes lumineux rotatifs combinés à une alimentation obésogène soutenue a provoqué des troubles métaboliques significativement aggravés, notamment une adiposité élevée, une hyperglycémie à jeun et une dyslipidémie. Les évaluations cognitives ont révélé des déficits marqués en mémoire spatiale et de reconnaissance, tandis que les tests locomoteurs ont indiqué une endurance réduite. De manière cruciale, la quantification longitudinale de l’indice de fragilité a démontré une accumulation accélérée des déficits liés à l’âge. Notre paradigme à double défi reprend ainsi de manière robuste le vieillissement accéléré multifacette, offrant une plateforme nouvelle et validée pour étudier la physiopathologie liée au mode de vie.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Comité d’éthique de la recherche animale de l’Institut de recherche pharmaceutique Yiling du Hebei (Approbation n° : N2024043). Trente-deux souris mâles C57BL/6J âgés de 8 mois (voir Tableau des matériaux) ont été hébergés dans une installation spécifique pour animaux sans agents pathogènes (SPF) affiliée au New Drug Evaluation Center, Hebei Yiling Pharmaceutical Research Institute. L’environnement d’élevage a été maintenu dans des conditions standardisées : la température ambiante variait de 20 à 26 °C, l’humidité relative était contrôlée entre 40 % et 70 %, et un cycle de 12 heures de lumière / 12 heures d’obscurité a été mis en place. Les souris avaient un accès libre à un régime standard de laboratoire pour rongeurs et à de l’eau potable stérilisée.

1. Établissement d’un modèle combinatoire murin des perturbations circadiennes et du stress alimentaire (Figure 1)

REMARQUE : Les animaux qui sont morts de façon inattendue pendant l’expérience, ont montré une perte de poids sévère ou n’ont pas complété la procédure de modélisation ont été exclus de l’analyse finale. Le nombre initial d’animaux était de 8 par groupe, et la taille finale valide de l’échantillon était de 5 par groupe.

  1. Préparez un régime riche en graisses/sucre (HFHS) (voir Tableau des matériaux) et une pièce indépendante équipée d’un minuteur programmable pour un contrôle flexible du cycle lumière-obscurité avant l’expérience.
    REMARQUE : Conserver le régime alimentaire à 4 °C ou -20 °C pour éviter l’oxydation ; Apportez-le à température ambiante avant utilisation pour éviter que la condensation n’affecte sa composition.
  2. Adaptation animale et regroupement aléatoire
    1. Hébergez toutes les souris de 8 mois dans des conditions standard pendant une période d’alimentation adaptative de 7 jours avant d’initier l’expérience.
    2. Répartissez aléatoirement les souris en quatre groupes selon le poids corporel (n = 8 par groupe) après la période d’adaptation : groupe témoin, groupe modèle combiné de stress (modèle), groupe HFHS et groupe de stress perturbé du rythme circadien (CR).
  3. Administrez une intervention de 8 mois du régime HFHS combinée à une perturbation du rythme circadien au groupe modèle de stress combiné. Nourrissez le groupe HFHS uniquement avec un régime HFHS pendant la même durée.
  4. Exposer le groupe CR uniquement à la perturbation du rythme circadien. Nourrissez le groupe témoin avec un régime d’entretien standard tout au long de l’expérience. Offrir un accès gratuit à l’eau potable à tous les animaux.
    REMARQUE : L’intervention de 8 mois peut être temporairement mise en pause (par exemple, pour des contrôles de santé de routine des souris) sans affecter le résultat expérimental, et l’intervention peut être reprise après la fin du contrôle.
  5. Protocole de perturbation du rythme circadien (Figure 2A,B)
    1. Utilisez un minuteur programmable (voir Tableau des matériaux) pour contrôler de manière flexible le cycle hebdomadaire lumière-obscurité. Appliquez quatre régimes lumineux distincts : commutation rapide lumière-obscurité (alternance lumière et obscurité toutes les 7 minutes pendant 2 heures consécutives par jour), cycle inversé lumière-obscurité (lumières éteintes à 8h00 et allumées à 20h00 chaque jour), lumière constante (éclairage 24h) et obscurité constante (obscurité 24h).
    2. Générez une séquence aléatoire à l’aide d’un logiciel statistique (langage R, avec une graine aléatoire fixe) au début de chaque semaine. Attribuez aléatoirement les quatre modes lumière à chaque jour de la semaine pour garantir que chaque mode soit appliqué consécutivement pendant 1 à 2 jours.
  6. Administrez le régime HFHS aux souris ad libitum, et surveillez la consommation alimentaire chaque semaine. La composition détaillée du régime HFHS est présentée dans le Tableau 1.
    REMARQUE : Inspecter l’approvisionnement alimentaire est nécessaire pour éviter la sous-alimentation ou la privation alimentaire.
  7. Peser les souris chaque semaine à un moment fixe (9h00 le jeudi) en utilisant une balance électronique pendant la période d’intervention de 8 mois. Consignez toutes les données sur le poids corporel en détail.
    REMARQUE : Effectuez le processus de pesée rapidement (chaque séance étant terminée en moins de 30 secondes) afin de minimiser le stress et les perturbations du rythme circadien.

2. Reconnaissance d’objets inédits

  1. Placez les souris dans une boîte d’essai de 60 cm × 60 cm × 40 cm un jour avant l’entraînement, et laissez-les explorer librement pendant 5 minutes pour s’acclimater à l’environnement testé.
    REMARQUE : Retirez les excréments et l’urine de la boîte après chaque essai. Essuyez la boîte avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les odeurs résiduelles.
  2. Placez deux cylindres identiques (A et B) dans les coins inférieur gauche et inférieur droit de la boîte de test, respectivement. Introduisez chaque souris dans la boîte tournée dos aux objets et laissez la souris explorer librement pendant 5 minutes.
    1. Alternez aléatoirement les positions gauche-droite des deux cylindres entre les sujets afin d’éviter le biais de position.
    2. Après l’entraînement d’exploration de 5 minutes, mettez l’expérience en pause jusqu’à 23 heures, et terminez l’étape suivante de remplacement d’objet nouveau (étape 2.3) dans les 24 heures suivant l’entraînement afin d’assurer la validité du test de reconnaissance.
  3. Remplacez l’objet A dans le coin inférieur gauche par un nouveau cube (objet C) 24 heures après l’entraînement. Active la caméra au plafond électrique. Placez la souris dans la boîte et enregistrez le comportement pendant 5 minutes.
    REMARQUE : Utilisez un objet nouveau de taille similaire aux objets familiers mais nettement différent en matériau, couleur ou texture afin que la souris puisse reconnaître sa nouveauté.
  4. Analysez les vidéos à l’aide du système de suivi vidéo (voir Tableau des matériaux).
    1. Définissez l’exploration comme le fait que la souris oriente son museau vers ou à moins de 2 cm d’un objet. Notez le temps passé à explorer l’objet familier (TB) et l’objet nouveau (TC).
    2. Calculez un indice de reconnaissance selon la formule suivante : Indice de reconnaissance = TC / (TB + TC) × 100 %.
      REMARQUE : Gardez l’analyste aveugle sur les groupes expérimentaux pour éviter les biais subjectifs ; Excluez systématiquement les comportements non exploratoires tels que l’escalade ou la rongeure des registres temporels d’exploration.

3. Test de force de préhension

  1. Mesurez la force de préhension des membres antérieurs des souris à l’aide d’un mètre de force depréhension 14 (voir Tableau des matériaux). Faites pivoter la jauge de force de 90 degrés verticalement et fixez-la solidement à un support métallique avant chaque session d’essai afin d’assurer une immobilisation complète du système.
  2. Tiens doucement la souris par la base de la queue. Laissez les pattes avant saisir la barre naturellement. Mettez le manomètre à zéro après que la lecture se soit stabilisée, puis tirez la queue horizontalement vers l’arrière à une vitesse constante et lente jusqu’à ce que la souris lâche sa prise.
  3. Notez la force maximale maximale (kgf) au moment de la libération comme force de préhension. Effectuez trois essais consécutifs par souris par jour. Utilisez la moyenne de trois mesures pour l’analyse ultérieure.
    REMARQUE : Gardez la vitesse de traction uniforme et suffisamment lente pour permettre à la souris de générer une résistance totale contre la traction.
  4. Excluez toute analyse si l’une des conditions suivantes se produit : la souris utilise une seule patte avant, les membres postérieurs touchent la barre ou contribuent à la prise, la souris tord son corps pendant la traction, ou la barre est relâchée sans résistance active.
    REMARQUE : Signalez les essais ambigus ou aberrants pour examen. Répétez les mesures si nécessaire.

4. Indice de fragilité (FI)

REMARQUE : Calibrez tous les paramètres de l’équipement selon des réglages standardisés avant les essais. Limitez le temps total d’évaluation de chaque souris à moins de 30 minutes afin d’éviter les changements phénotypiques induits par la fatigue. Effectuez tous les tests dans une fenêtre horaire fixe du matin (9h00–12h00) afin de minimiser les effets du rythme circadien.

  1. Jeûnez les souris pendant 12 heures avec un accès libre à l’eau avant les tests afin de minimiser les effets aigus de la consommation alimentaire sur les mesures physiologiques.
  2. Déplacez les souris dans l’environnement de test 30 minutes avant l’évaluation pour les acclimater et réduire les interférences liées au stress.
  3. Excluez les souris présentant des pathologies graves telles que des tumeurs, des infections ou des déformations des membres afin d’éviter des effets de confusion sur l’évaluation de la fragilité.
  4. Évaluer l’indice de fragilité sur la base de 31 indicateurs phénotypiques du déficit répartis dans cinq domaines : fonction motrice, état nutritionnel, fonction sensorielle, activité et comportement spontanés, et défautsphysiologiques 15,16.
    REMARQUE : Les 31 items spécifiques couvrent cinq domaines, notamment : la fonction motrice (7 éléments tels que la diminution de la force de préhension, une démarche anormale et une capacité d’escalade réduite), l’état nutritionnel (6 items tels que la perte de poids, la diminution du score de condition corporelle et la diminution de la consommation alimentaire), la fonction sensorielle (5 éléments tels que la déficience visuelle, la déficience auditive et l’émoussement tactile), l’activité et le comportement spontanés (7 éléments tels que la réduction de l’activité spontanée, diminution du comportement de toilettage et diminution du comportement exploratoire), ainsi que des défauts physiologiques (6 éléments tels que des défauts oculaires, de l’oreille et de la peau). Tous les éléments adoptent une méthode de notation binaire (0 = aucun défaut, 1 = avec défaut), et l’indice final de fragilité = nombre total d’éléments défectueux / 31.
  5. Assignez deux chercheurs aveugles aux groupes expérimentaux pour effectuer toutes les évaluations de manière indépendante.
  6. Notez chaque indicateur comme 0 (sans déficit) ou 1 (déficit) selon des critères prédéfinis couvrant la force de préhension, la vitesse de marche, le changement de poids corporel, l’état du pelage, la réponse sensorielle, la capacité d’activité spontanée et les anomalies physiques.

5. Détection de la glycémie à jeun

REMARQUE : Souris rapides pendant 12 heures avec libre accès à l’eau afin de minimiser les effets aigus liés à l’alimentation sur la glycémie. Effectuez des mesures entre 9h00 et 12h00 pour réduire les fluctuations circadiennes. Calibrez le glucomètre avec une solution de glucose standard avant l’expérience pour assurer la cohérence entre les lots.

  1. Maîtrisez doucement les souris, désinfectez les extrémités de la queue avec 75 % d’éthanol. Réalisez une incision de 1 à 2 mm dans les nervures caudales à l’aide d’une lancette jetable stérile. Jetez la première goutte de sang pour éviter la contamination par le liquide tissulaire.
  2. Prélever un petit volume de sang capillaire et l’analyser immédiatement à l’aide d’un glucomètre portable (voir Tableau des matériaux) avec des bandelettes de test compatibles. Testez chaque échantillon en double pour garantir l’exactitude des données.

6. La détection des lipides sanguins incluait le cholestérol total (TC)

REMARQUE : Excluez des échantillons présentant une hémolyse sévère ou une turbidité de l’analyse. Des mesures répétées avec un coefficient de variation > 10 % entre les triplicats.

  1. Placez le sang collecté dans des tubes non anticoagulants. Laissez coaguler naturellement à température ambiante pendant 2 heures. Centrifugez à 1000 × g pendant 15 minutes à 4 °C pour séparer le sérum.
    REMARQUE : Assurez-vous que la centrifugeuse est correctement équilibrée avant l’utilisation et fermez solidement le couvercle intérieur de sécurité.
  2. Aspirez soigneusement la couche supérieure du sérum, aliquotez-la, et conservez-la immédiatement à -80 °C pour éviter l’oxydation lipidique.
    REMARQUE : Après l’aliquotation sérique et la conservation à -80 °C, l’expérience peut être mise en pause de plusieurs jours à plusieurs semaines ; La détection ultérieure du cholestérol total (étape 6.3) peut être effectuée lorsque le kit de test et l’équipement sont prêts, afin de garantir que le sérum n’est pas congelé et décongelé à plusieurs reprises.
  3. Mesurez le taux de cholestérol total sérique à l’aide d’un kit commercial de test TC Greiss (voir Tableau des matériaux) selon les instructions du fabricant. Tester chaque échantillon en triple exemplaire et effectuer simultanément des échantillons de référence standard pour l’étalonnage.

7. Coloration à l’hématoxyline-éosine (coloration HE)

  1. Anesthésier des souris avec des tests post-comportementaux à base de pentobarbital sodique (20 mg/kg).
  2. Prélever le sang via le plexus veineux rétro-orbitaire. Disséquez les tissus et fixez avec du paraformoldéhyde à 4 % pendant 48 heures.
    REMARQUE : Après fixation tissulaire à 4 % de paraformoldéhyde pendant 48 heures, l’expérience peut être mise en pause ; Les tissus fixes peuvent être conservés dans du paraformoldéhyde à 4 % à 4 °C pendant jusqu’à 1 semaine avant de passer à l’étape de déshydratation (étape 7.3).
  3. Les tissus déshydratés fixés avec un processeur automatisé utilisant une série d’éthanol graduée (60 %, 70 %, 90 % d’éthanol pendant 1 h chacun ; 95 %, 100 % d’éthanol pendant 2 heures chacun).
    ATTENTION : L’éthanol est un liquide inflammable avec un point d’émotion faible. Évitez les flammes ouvertes, les sources de chaleur et les étincelles pendant le stockage et l’exploitation. À utiliser dans un endroit bien ventilé, portez des gants non statiques et une blouse de laboratoire. Éviter le stockage en grand volume dans la zone expérimentale ; Conservez dans un meuble dédié à liquides inflammables.
  4. Nettoyez les tissus déshydratés dans le xylène pendant 2 heures, puis infiltrez avec la paraffine à 60 °C pendant 3 heures ( voir Tableau des matériaux). Implanter des tissus orientés vers les plans anatomiques standards.
    REMARQUE : Le temps de dégagement ne doit pas être excessivement long pour éviter la fragilité des tissus ; Maintenir une température constante de paraffine pendant l’infiltration pour éviter la cristallisation. Après l’incrustation de paraffine, les blocs tissulaires intégrés peuvent être stockés à température ambiante pendant plusieurs mois, et l’étape de coupe (étape 7.5) peut être effectuée si nécessaire.
  5. Une fois les blocs de paraffine complètement solidifiés, découpez des sections continues de 4 μm avec un trancheur à paraffine (voir Tableau des matériaux), transférez sur des lames recouvertes de poly-L-lysine, séchez-les à l’air à température ambiante, puis scellez pour le stockage.
    REMARQUE : Après le montage en section et le séchage à l’air, les lames peuvent être conservées à température ambiante dans un environnement sans poussière pendant jusqu’à 1 mois avant de passer à l’étape de teinture (étape 7.6).
  6. Sections de coloration avec un système de coloration automatique (voir Tableau des matériaux).
    1. Déparaffinez dans le xylène I et le xylène II (10 min chacun).
    2. Réhydratez avec une série descendante d’éthanol (100 %, 95 %, 80 %, 2 minutes chacun), puis rinçez avec de l’eau distillée.
    3. Colorez avec de l’hématoxyline pendant 3 à 8 minutes jusqu’à ce que les noyaux soient clairement visibles, rincez sous l’eau courante pour favoriser le bleuissement, puis contre-coloration avec l’éosine pendant 1 à 3 minutes pour obtenir une coloration rose cytoplasmatique adéquate.
  7. Déshydratez les sections colorées dans de l’alcool absolu, transparentes en xylène, et montez avec un baume neutre pour l’analyse par scanner de diapositives ( voir Tableau des matériaux).

8. Tache rouge huile O

  1. Insérez des tissus hépatiques frais dans un composé à température de coupe optimale (OTC) (voir Tableau des matériaux) dans les 30 minutes suivant la collecte.
    REMARQUE : Après l’inclusion de tissus hépatiques frais dans un composé en vente libre, les tissus incrustés peuvent être conservés à -80 °C pendant jusqu’à 1 mois avant la coupe (étape 8.3), évitant ainsi les congélations et dégels répétés.
  2. Placez les tissus incrustés dans un cryostat et laissez-les congeler complètement avant de sectionner.
  3. Réglez la température du cryostat à -22 °C et coupez les blocs de tissu complètement gelés en sections consécutives de 8 μm d’épaisseur.
  4. Transférez les sections directement sur des lames en verre non revêtues et aplanissez-les doucement pour assurer une adhérence ferme entre les sections et les lames.
  5. Fixez les lames avec du formol neutre à température ambiante pendant 10 minutes. Immédiatement après la fixation, rincez les sections à 60 % d’isopropanol pendant 5 secondes.
  6. Placez des sections prétraitées dans une chambre d’humidité, ajoutez une solution de coloration Oil Red O (voir Tableau des matériaux), puis incubez pendant 20 minutes.
  7. Après la coloration, différenciez les sections contenant 60 % d’isopropanol jusqu’à ce que les limites de gouttelettes lipidiques et de tissu interstitiel soient clairement discernables.
    REMARQUE : Surveillez de près les coupes pendant la différenciation pour éviter une sur-différenciation, qui provoque des taches fanées.
  8. Examinez les sections colorées différenciées au microscope optique pour observer les modifications histopathologiques liées au dépôt lipidique hépatique.
    REMARQUE : Après la coloration et la différenciation, les sections peuvent être conservées à 4 °C pendant jusqu’à 3 jours avant examen microscopique, garantissant que l’effet de coloration n’est pas affecté.

9. Analyse statistique

  1. Exprimez toutes les données expérimentales sous forme d’erreur moyenne ±± standard de la moyenne (SEM)
  2. Appliquer le test de Shapiro-Wilk pour vérifier si les données correspondent à une distribution normale. Effectuer le test de Levene pour évaluer l’homogénéité de la variance entre les groupes si la normalité est confirmée.
    REMARQUE : Appliquer directement des tests non paramétriques si les données ne respectent pas l’hypothèse de normalité.
  3. Utiliser l’analyse unidirectionnelle de la variance (ANOVA) pour tester la signification statistique des différences globales entre plusieurs groupes, et effectuer des comparaisons par paires à l’aide du test de la différence minimale significative (LSD) de Fisher.
    REMARQUE : Utilisez plutôt l’ANOVA de Welch lorsque les variances sont hétérogènes.
  4. Utilisez un test t d’Étudiant à deux branches pour comparer deux groupes d’échantillons indépendants.
  5. Définissons la signification statistique comme une valeur p bilatérale < 0,05. Effectuer toutes les analyses statistiques à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique.

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Résultats

Exacerbation synergique de la pathologie métabolique dans les cohortes à double exposition
La surveillance longitudinale du poids corporel a révélé des trajectoires de croissance distinctes entre les cohortes. Le groupe modèle et le groupe HFHS ont présenté un gain de poids accéléré par rapport aux groupes témoins et CR. Notamment, le groupe CR a démontré une accélération modeste par rapport au contrôle (Figure 3A). Des preuves supplément...

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Discussion

Les recherches contemporaines ont confirmé sans équivoque que les perturbations circadiennes et un régime riche en graisses et en sucre sont deux facteurs indépendants du déclin fonctionnel systémique de l’organisme. Nos données démontrent que les dommages pathologiques induits par l’action combinée de ces deux facteurs sont bien plus graves que l’effet simple de l’un ou l’autre seul. Comparé aux groupes d’intervention à facteur unique, le groupe modèle composite n’a montré aucune différ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le projet du programme Science et Technologie du Hebei (246W2501D, 252W7716D), LE PROGRAMME S&T du Hebei (24462501D) et la plateforme dorée de Yanzhao (A20240022).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
ANY-mazeScienceSA225
Accu-Chek Active Blood Glucose MonitorSwitzerland, Roche Diagnosticsaccu check active
C75BL/6J miceBEIJING HFK BIOSCIENCE CO.,LTDNo.110324241101250228
Grip strength meterUSA, Columbus Instruments1027CSM-E54
High-fat and high-sucrose dietChina, Xietong Biotechnology Co., Ltd.XT303
HistoCore MULTICUT - Semi-Automated Rotary MicrotomeGermany, LeicaRM2245
Oil Red O solutionChina, Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.G1260
Optimal cutting temperature compoundJapan, Sakura4583
Programmable Timer SocketChina, GONEOGND-1
Tissue Tech Prisma PlusJapan, Sakura20B2X00014000034
Tissue-Tek TEC 6 Embedding ModuleJapan, SakuraM01-021E-02
Total Cholesterol (TC) Assay KitChina, Suzhou Grace Biotechnology Co., Ltd.G0909W

Références

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